Techniques d'autopsie de la rage chez les grands et les petits animaux
Summary
L’objectif de ce protocole est de démontrer des techniques d’autopsie sûres chez les petits et grands animaux afin d’obtenir des échantillons de tissus satisfaisants pour les tests de dépistage de la rage.
Abstract
Le New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory reçoit entre 6 000 et 9 000 spécimens par an et effectue des tests de dépistage de la rage pour l’ensemble de l’État, à l’exception de la ville de New York. Le laboratoire de la rage écorferme une variété d’animaux allant de la taille des chauves-souris aux bovidés. La plupart de ces spécimens sont des animaux présentant des signes neurologiques, cependant, moins de 10% effectivement testé positif pour la rage; traumatismes, lésions ou autres agents infectieux comme cause de ces symptômes. En raison du risque d’aérosol des agents infectieux non diagnostiqués, le Laboratoire de la rage n’utilise pas d’outils électriques ou de scies. Trois techniques d’autopsie seront présentées pour les animaux dont les crânes sont impénétrables avec des ciseaux. Le laboratoire a mis en œuvre ces techniques pour réduire l’exposition potentielle aux agents infectieux, éliminer la manipulation inutile de l’échantillon et réduire le temps de traitement. Les avantages d’une technique préférée par opposition à une autre sont soumis au traitement individuel formé du spécimen.
Introduction
Travailler sur le plancher d’autopsie d’un laboratoire de la rage est intrinsèquement dangereux. Parfois, les spécimens arrivent avec des piquants de porc-épic intégrés, des objets étrangers, y compris des flèches/balles/pellets ou des éclats d’os exposés qui peuvent pénétrer dans l’enveloppe d’expédition protectrice. Un emballage inadéquat peut entraîner des fuites, mettant en danger les individus qui déballent des spécimens. En plus des blessures physiques, les techniciens en autopsie risquent d’être exposés à des agents infectieux zoonotiques inconnus du SNC et aux liquides organiques des spécimens. En outre, les ectoparasites transportés par le spécimen peuvent transmettre d’autres maladies zoonotiques, comme les puces et les tiques sont couramment observées sur les animaux soumis. Selon l’emplacement géographique et les espèces concernées, les maladies exposées varient. Les arbovirus tels que le virus de l’encéphalite équine orientale (EEEV) ou le virus du Nil occidental (VNO), les maladies transmises par les tiques, y compris la maladie de Lyme ou la tularémie, les bactéries causant la fièvre Q ou la tuberculose, et les prions infectieux nom un petit nombre des dangers possibles1 , 2 (en) , 3.
Le but de ces méthodes est de démontrer des techniques d’autopsie sûres et efficaces à l’aide d’instruments qui minimisent le potentiel d’aérosol contrairement aux outils électriques ou aux scies4,5. Généralement, l’autopsie des petits animaux dans le laboratoire de la rage nécessite de couper les muscles crâniens et à l’aide d’un marteau et un ciseau pour ouvrir la partie dorsal caudale du calvarium6. L’enlèvement de cette zone de calvarium expose le cerveau postérieur, y compris le cervelet entier et le tronc crânien de cerveau. Des techniques d’autopsie modifiées peuvent être pratiquées sur la partie ventrale du crâne, en évitant les grands muscles crâniens et les régions plus épaisses du crâne. Cependant, ces techniques d’autopsie modifiées ne sont possibles que lorsque le spécimen est sans vertèbres cervicales.
De même, le tissu cérébral chez les grands animaux peut être enlevé en séparant les muscles crâniens et en ouvrant la partie dorsal caudale du crâne7. Des efforts considérables sont nécessaires pour exposer le cervelet et le tronc cérébral car les crânes des plus grands animaux sont généralement plus épais. Pour éviter de pénétrer le crâne, la tête d’un gros animal est positionnée de sorte que la partie ventro-caudale du crâne est face au technicien. À l’aide d’instruments modifiés, le cervelet et le tronc cérébral sont enlevés par le magnum foramen. Ceci est similaire à la méthode d’acquisition d’échantillons recommandée par le Laboratoire de référence de l’Union européenne tSE pour les enquêtes sur l’encéphalopathie spongiforme transmissible (TSE)8. Les vertèbres crâniennes doivent être enlevées à l’avance pour donner accès au magnum foramen.
L’application de ces techniques est bénéfique pour les techniciens dûment formés dans les laboratoires de la rage. Comme le laboratoire de la rage reçoit des échantillons de différentes tailles, des chauves-souris juvéniles aux chevaux de trait adultes9, le technicien a plusieurs méthodes à choisir en fonction de la circonstance individuelle. La méthode démontrée pour un gros animal est également appropriée pour les vétérinaires qui effectuent des nécropsies sur le terrain, puisque l’expédition d’une tête entière de gros animal pour l’essai de rage est lourde et coûteuse. La mise en œuvre de l’une ou l’autre de ces techniques améliorera la sécurité en diminuant le potentiel de production d’aérosols, en réduisant la manipulation du spécimen et en économisant le temps de traitement. Cependant, comme le domaine n’a pas les mêmes avantages qu’un laboratoire mis en place spécifiquement pour les tests de dépistage de la rage, il est essentiel que toute modification apportée à ces procédures se concentre sur la sécurité, en particulier l’utilisation d’équipements de protection individuelle (PPE).
Protocol
Representative Results
Discussion
Les spécimens soumis pour l’autopsie de la rage ont souvent des antécédents de signes cliniques compatibles avec une maladie neurologique. La présence de maladies cliniques peut être associée à une variété de troubles, y compris les maladies zoonotiques, ce qui augmente le risque pour le personnel d’une infection acquise en laboratoire. Pour réduire ces risques, des techniques ont été mises en œuvre qui réduisent la manipulation et la manipulation des spécimens.
Les méthodes d?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous sommes reconnaissants au New York State Department of Health Wadsworth Center pour son soutien à ce projet. Nous tenons également à souligner le soutien d’Amy Willsey et Frank Blaisdell du Department of Health Wadsworth Center et de LL Ranch, Altamont, NY.
Materials
| Chemistry spoon | Any | ||
| Curved, sharp-blunt mayo scissors | Sklar | 14-2055 | Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt |
| Large sharp restaurant-quality carving knife | Dexter | P94848 | 8" Scalloped Utility Knife, white handle |
| Locking tumor-tenacula | Diamond Scientific and Surgicals | N/A | Czerny Tenaculum Forcep |
| Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) | Dexter | P94848 | Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle |
| Orthopedic mallet-hammer | Mortech | N/A | Postmortem hammer with hook |
| Sharp councilman orthopedic bone chisel | Shandon | 60-5 | Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in |
| Sharpened tablespoon or other long handled spoon | Any | ||
| Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth | Shandon | 63-03 | Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps |
| Powder-free non-latex gloves | Any | ||
| Safety glasses, goggles, or faceshield | Any | ||
| Surgery or N-95 mask | Any | ||
| Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc | Any |
References
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