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Abstract
Introduction
Protocol
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Materials
References
생물학

Análise dos complexos de cadeia respiratória mitocondrial em células humanas cultivadas usando electroforese em Gel de poliacrilamida nativo azul e Immunoblotting

Published: February 12, 2019
doi:
10.3791/59269
1Research Programs Unit, Molecular Neurology,University of Helsinki

Summary

Este protocolo demonstra a análise dos complexos da cadeia respiratória mitocondrial por eletroforese em gel de poliacrilamida nativo azul. Aqui, é descrito o método aplicado para culturas de células humanas.

Abstract

Respiração mitocondrial é executada por fosforilação oxidativa (OXPHOS) complexos dentro da mitocôndria. Fatores internos e ambientais podem perturbar o conjunto e estabilidade de complexos OXPHOS. Este protocolo descreve a análise dos complexos da cadeia respiratória mitocondrial por eletroforese em gel de poliacrilamida nativo azul (BN-página) no aplicativo para culturas de células humanas. Primeiro, as mitocôndrias são extraídas as células usando o digitonin e, em seguida, usando maltoside de lauril, os complexos OXPHOS intactos são isolados das membranas mitocondriais. Então, os complexos OXPHOS são resolvidos por eletroforese em gel de gradiente na presença de corante carregado negativamente, Coomassie azul, que impede a agregação da proteína e garante mobilidade electrophoretic de complexos de proteínas para o cátodo. Finalmente, os complexos OXPHOS são detectados pelo padrão immunoblotting. Assim, o BN-PAGE é uma técnica barata e conveniente que pode ser usada para avaliar o conjunto de complexos OXPHOS inteiras, em contraste com o SDS-PAGE básico que permite o estudo de apenas subunidades de complexos individuais OXPHOS.

Introduction

As mitocôndrias são organelas multifuncionais, desempenhando um papel importante na produção de energia, regulação do metabolismo celular, sinalização, apoptose, envelhecimento, etc.1,2,3. A produção de energia nas mitocôndrias baseia-se na função de fosforilação oxidativa que casais respiração com a síntese de ATP. Em células humanas, o sistema a fosforilação oxidativa mitocondrial (OXPHOS) é composto de cinco complexos. Complexos-IV criar um gradiente eletroquímico de protões no espaço intermembranar mitocondrial que é usado pelo complexo V para produzir ATP. Cada OXPHOS complexo é multiméricas e, exceto o complexo II, composto das subunidades codificadas por genes nucleares e mitocondriais. Todos os defeitos de componentes principais dos complexos OXPHOS causados por mutações ou estresse ambiental podem perturbar a montagem e funcionalidade do sistema de fosforilação oxidativa. Além disso, a montagem adequada de complexos OXPHOS funcionais requer um grande número de fatores de montagem a4,5,6.

Eletroforese em gel de poliacrilamida nativo azul (BN-PAGE) é uma técnica fundamental, permitindo a análise de complexos de proteína intacta e pode ser usado para estudar a montagem de complexos de OXPHOS. Primeiro, as mitocôndrias são isoladas das células por digitonin, que é um detergente suave que permeabilizes a membrana plasmática das células. Em seguida, usando maltoside de lauril, complexos OXPHOS são liberados de membranas mitocondriais. Por meio de eletroforese em gel de gradiente, os complexos OXPHOS são separados de acordo com sua massa. G-250 azul (não R-250) adicionado ao buffer de amostra e o buffer de catodo azul de Coomassie dissocia-se associações detergente-labile mas preserva a cadeia respiratória individual complexos intacta8. Durante a eletroforese, o buffer de catodo azul contendo o corante é substituído pelo buffer de cátodo sem tintura, que garante a transferência eficiente de complexos OXPHOS para a membrana PVDF8. Para visualizar os complexos de OXPHOS, a membrana PVDF sequencialmente é incubada com anticorpos correspondentes para as subunidades selecionadas dos cinco complexos OXPHOS.

O método descrito aqui com algumas modificações pode ser aplicado a qualquer células cultivadas. Além disso, este método pode ser usado para análise de complexos OXPHOS em mitocôndrias isoladas de amostras de tecido9. BN-página requer pelo menos 5-10 µ g de mitocôndrias para cada amostra por execução. Usando o método descrito aqui, 500.000 células como HEK293, SH-SY5Y de culto ou 143 células podem produzir aproximadamente 10 µ g de mitocôndrias. No entanto, uma quantidade suficiente de células para a análise BN depende do tipo de célula específica.

O método mais comum para estudar proteínas OXPHOS mitocondriais é SDS-PAGE e mancha ocidental. No entanto, SDS-PAGE permite estudar apenas subunidades OXPHOS individuais e, em contraste com a BN-página, não pode ser usado para avaliar o conjunto de complexos OXPHOS inteiras. Nativo-página clara separa complexos de proteínas em condições nativos sem a presença de corante carregado negativamente e tem uma resolução significativamente mais baixa comparado a BN-página. No entanto, clara nativo-página é mais suave do que a BN-página, então ele pode reter lábil supramoleculares assemblies de complexos de proteínas tais como razões OXPHOS que são dissociados sob as condições de BN-página10. Neste protocolo, o gradient gel é usado para separar complexos; no entanto, como alternativa, não-gradiente separação pode ser usada se o fabricante gradiente relativamente caro não é disponível11.

Importante, o método descrito aqui permite analisar o conjunto de complexos OXPHOS, enquanto a funcionalidade dos complexos não é avaliada. Uma alta resolução BN-página seguida de ensaio de atividade em-gel11 , bem como do ensaio de atividade enzimática espectrofotométrico dos complexos mitocondrial12 são técnicas eficientes para a análise funcional dos complexos OXPHOS. No entanto, esses dois métodos não ensaio a montagem de complexos de OXPHOS.

Assim, BN-PAGE é o método ideal para investigar o conjunto de complexos OXPHOS individuais. Por exemplo, algumas doenças mitocondriais, como Leber neuropatia óptica hereditária (LHON), encefalopatia mitocondrial, acidose láctica e episódios de curso-como (MELAS), estão associadas com montagem alterada de um ou mais componentes da OXPHOS sistema5. Usando o método de BN-página descrito aqui, os mecanismos moleculares das Doenças mitocondriais podem ser estudados.

Protocol

spaNOTE: Este protocolo é baseado em uma publicação associada pelo Hilander et al.13 . 1. preparação de buffers e soluções Nota: Todos os buffers e soluções usadas no protocolo estão resumidas na tabela 1. Os volumes determinados dos buffers são suficientes para preparar e executar 10 amostras. Todos os buffers podem ser armazenados a + 4 ° C por até um ano. Prepare 20 mL de 3x do amortecedor de gel contendo ácido aminocaproico de 1,5 M, 150 mM tris-Bis em água destilada (dH2O). Ajuste o pH a 7,0. Prepare-se 10 mL de Ácido aminocaproico de 2m em dH2O. Prepare-se 1 mL de tampão de mitocondrial combinando-se o seguinte: 0,5 mL de 3x do amortecedor gel, 0,5 mL de Ácido aminocaproico de 2 M e 4 µ l de 500 mM de EDTA. Prepare 1.000 mL de solução tampão de cátodo com 15 mM de tris-Bis e 50 mM de tricine em dH2O. Adjust pH a 7,0. Prepare 200 mL de tampão de catodo azul adicionando 0,04 g de azul de Coomassie G-250 para 200 mL de tampão de cátodo. Prepare 1.000 mL de tampão de ânodo contendo 50 mM tris-Bis em dH2O. Adjust pH a 7,0. Prepare-se 2,5 mL de tampão de amostra contendo ácido aminocaproico de 750 mM e 5% de azul de Coomassie G-250 em dH2O. 2. preparação de lysates mitocondrial As células da placa no dia antes da coleta. Para as células HEK293 ou 143, uso Dulbecco modificado médio da águia (DMEM) com 10% de soro fetal bovino, 1% L-glutamina, 100 mg/mL penicilina e estreptomicina 100 mg/mL. Crescem as células em uma incubadora de cultura celular + 37 ° c numa atmosfera 5% CO2 umidificada. Certifique-se de que há pelo menos 500.000 células para cada amostra no dia da coleta. Lave delicadamente as células uma vez com PBS gelado. Evite destacando as células da placa. Raspar as células e os de Pelotas a 800 x g por 10 min a + 4 ° C. Lave o centrifugado duas vezes com PBS gelado e centrifugar como no passo 2.2. Medir a concentração de proteína com o método de Bradford, usando um kit comercial. Pelotas as células a 800 x g por 10 min a + 4 ° C.Nota: Após a coleta da célula, executar todas as etapas, a + 4 ° C e fazer não o vórtice. Prepare-se 20 mL de PBS com inibidor de protease adicionando 200 µ l de inibidor de protease 100 x 20 mL de PBS. Manter-se no gelo. Ressuspender as células em PBS com inibidor de protease para uma concentração de proteína final de 5 mg/mL. Para calcular o volume de PBS com inibidor de protease necessário para Ressuspender as células em 5 mg/mL, calcule a quantidade de proteína em cada amostra. Para este cálculo, use a concentração de proteína, medida em passo 2.3 e o volume de PBS usado para Ressuspender as células após a lavagem na etapa 2.3. Prepare-se 1 mL de digitonin de 3,3 mM em PBS com inibidor de protease. Adicione digitonin 3,3 mM para uma concentração final de 1,65 mM. Misture bem e incubar no gelo por 5 min. Para preparar 1 mL de digitonin de 3,3 mM em PBS com inibidor de protease, dissolver 4 mg de digitonin em 1 mL de PBS a 100 ° C até o precipitado não é visível e fresco no gelo imediatamente. Adicione 10 µ l de inibidor de protease x 100 a 1 mL de solução de digitonin.Nota: Utilize apenas uma solução fresca de digitonin.Atenção: O Digitonin é tóxico! Use uma máscara facial, luvas e avental. Adicione PBS com inibidor de proteinase (preparado na etapa 2.4) para o volume final de 1,5 mL. Centrifugação a 10.000 x g durante 10 minutos a + 4 ° C. Remova o sobrenadante. Nesta etapa, as mitocôndrias são peletizadas. Resuspenda o pellet mitocondrial em buffer mitocondrial. O volume de tampão mitocondrial é metade do volume de PBS na etapa 2.4. Prepare-se fresco maltoside de lauril de 10% em PBS contendo inibidor da protease (preparado na etapa 2.4). 1 mL é suficiente para 10 amostras. Adicione 10% Lauril maltoside para a concentração final de 1%. Incube no gelo por 15 min (este passo pode demorar até algumas horas). Centrifugar a 20.000 x g por 20 min a + 4 ° C. Recolha o sobrenadante para um tubo novo. Medir a concentração de proteína pelo método de Bradford, usando um kit. Adicione o amortecedor da amostra, um volume que é metade do volume de lauril maltoside usado na etapa 2.8. As amostras podem ser armazenadas a-80 ° C por até 6 meses. 3. preparação do gel de gradiente para BN-página Despeje o gel gradiente para BN-página à temperatura ambiente. Coloque a máquina de gradiente em uma placa de agitação e conectá-lo com tubo flexível para a bomba peristáltica. Anexe uma infusão em conjunto com a agulha para a tubulação. Coloque um agitador magnético na câmara proximal do fabricante gradiente. Lave o tubo com O dH2a velocidade máxima de bombeamento por 10 min. Esvazie o tubo e o fazedor de gradiente. Use uma pipeta para retirar qualquer sobra de dH2O no canal entre as câmaras do fabricante gradiente. Feche o canal e o tubo com a válvula. Usando grampos e carcaça frame montar duas placas de vidro no suporte, que tem um furo no fundo, e colocá-lo para depor. Certifique-se que é mais ou menos sobre uma superfície reta, com um equilíbrio de água. Lugar a agulha conectada a tubulação entre as placas de vidro. Prepare soluções de gel de 6% e 15% (tabela 2). Manter-se no gelo. Adicionar o persulfato de amónio (APS) e tetramethylenediamine (TEMED) (começam a polimerização) ontem. Misture delicadamente para evitar fazer ar bolhas. Carrega a extremidade proximal da câmara gradiente-gel-misturador tubos com gel de 6% e a extremidade distal com gel de 15%. O volume total do gel deve ser igual ao volume do gel de separação entre as placas de vidro. Portanto, use 2,6 mL de gel de 6% e 2,1 mL de gel de 15% para o misturador de gel de gradiente para o gel um 8,3 cm x 7,3 cm de tamanho. Ligue o agitador magnético e abra o tubo e o canal entre as câmaras do fabricante gradiente. Ligue imediatamente a bomba peristáltica para 5 mL/min. preencher as placas de vidro e não permita que as bolhas introduzir o gel. Retire a agulha quando não há nenhum gel em tubo. Sobreposição de suavemente o gel com dH2O. manter o gel à temperatura ambiente pelo menos 1 h para polimerização. Imediatamente depois de derramar o gel, lavar o tubo de encher as câmaras de gradientes com dH2O e usando a bomba peristáltica na velocidade máxima. Ao preparar dois e mais géis, Limpe sempre o sistema no meio. Preparar 1 amortecedor de gel x misturando-se 3 mL de 3x do amortecedor gel e adicione 6 mL de dH2Remove O. dH2O da superfície do gel com papel de filtro suavemente. Lave a superfície do gel com amortecedor de gel de 1x. 1 x amortecedor de gel com papel de filtro retire suavemente. Evite as fibras do papel do filtro no gel. Para garantir isso, corte o papel em pequenos pedaços com uma tesoura, mas não vai rasgar o papel. Coloque o pente entre as placas de vidro, mas não imergi-lo totalmente para ser capaz de derramar o gel de empilhamento sob o pente. Prepare a 4% (tabela 2) de gel de empilhamento. Adicionar APS e TEMED última como eles começam a polimerização facilmente. Misture delicadamente evitando bolhas de ar. Sobrepor o gel de empilhamento, evitando bolhas sob o pente e mergulhe o pente totalmente. Deixe o gel de empilhamento polimerizar pelo menos 30 min. retirar o pente e lavar os poços com amortecedor de gel usando uma pipeta de 1x. Após a polimerização, o gel pode ser armazenado em + 4 ° C por uns dias. Para armazenar o gel, embrulhe o gel em papel embebido em dH2O e plástico filme para impedir a secagem do gel. 4. eletroforese em gel de nativo azul Nota: Para prevenir a degradação de OXPHOS complexos executar eletroforese a + 4 ° C. Use buffers de pre-refrigerados. Carrega a fita de gel com o buffer de catodo azul até o fundo dos poços. Carregamento das amostras é mais fácil quando a fita não está cheio até o topo. Lavar os poços com o buffer de catodo azul e em seguida, preencher os poços com buffer de catodo azul usando a pipeta. Carrega as amostras (5-30 µ g de proteína) em poços. Preencha suavemente a fita de gel para o topo com o buffer de catodo azul e o tanque com buffer de ânodo. Funcione o gel durante 15 min em uma constante tensão de 40 V. Depois, aumente a tensão de 80 V (ou use uma corrente constante de 6 mA), não ultrapasse 10 mA. Funcione o gel até o corante atinge 2/3 do comprimento do gel. Substitua o tampão de catodo azul com buffer de cátodo e continuar a electroforese até a frente da tintura se esgotou. No total, electroforese leva cerca de 3 horas. Recuperar as placas de vidro e transferência das proteínas à membrana polivinilideno fluoreto (PVDF) semi-seca borrando. Use uma tensão constante de 25 V e uma corrente limitada a 1.0 um por 30 min. Como alternativa, use o mancha molhada para transferir os complexos OXPHOS para uma membrana PVDF. Continue com o bloqueio de incubação da membrana e os anticorpos de acordo com o protocolo padrão immunoblotting. Use os anticorpos primários contra subunidades de complexos OXPHOS sequencialmente.Nota: por exemplo, usar o anticorpo anti-NDUFA9 (1: 2000) para o complexo eu, anticorpo anti-SDHA (1: 2000) para o complexo II, anticorpo anti-UQCRC2 (1: 1000) para o complexo III, anticorpo anti-COX1 (1: 2000) para o complexo IV e anti-ATP5A anticorpo (1: 2000) para o complexo V. A lista dos anticorpos é apresentada na Tabela de materiais.

Representative Results

Usando a página de BN, defeitos na montagem de complexos OXPHOS mitocondriais podem ser investigados. Figura 1a mostra o conjunto dos complexos da cadeia respiratória em células de neuroblastoma humano (SH-SY5Y) tratadas com cloranfenicol, que inibe especificamente a tradução de subunidades OXPHOS de DNA mitocondrial-codificado. Cloranfenicol esgotados os complexos OXPHOS que continha subunidades mitochondrially codificado (complexos I, III, IV; Figura 1A), enquanto o complexo II, que é exclusivamente codificado por genes nucleares, foi compensatorily upregulated. Complexo V não foi immunoblotted aqui. Vários ciclos de congelamento e descongelamento destruam complexos OXPHOS. Figura 1B demonstra a degradação dos complexos OXPHOS pelos ciclos de congelamento e descongelamento. Mitocondriais complexos respiratórios na amostra 3 que foram submetidos a múltiplos ciclos de congelamento e descongelamento têm uma menor intensidade de banda e são deslocados em comparação com as mesmas amostras, que foram congeladas apenas uma vez. Uma imagem sem recortes borrão ocidental da Figura 1B é mostrada na Figura de suplementar 1. A qualidade do gel é importante para bandas nítidas e claras. Figura 1 C mostra um immunoblot de um gel que não polimerizar-se bem. Descascamento da membrana também pode afetar a detecção de complexos de OXPHOS. Na Figura 1D, complexo eu foi detectado antes ou após o descascamento. Relação sinal / ruído é muito menor após o descascamento. Figura 1. immunoblots BN-página de experiências bem sucedidas e sub-óptima. Complexos de depleção de OXPHOS (A) pelo inibidor da tradução mitocondrial. Células do neuroblastoma humano (SH-SY5Y) foram tratadas com cloranfenicol (CAP) por 48 horas. CTRL, células de controle sem tratamento de cloranfenicol. O painel inferior mostra a quantificação do immunoblot. O valor do controle é considerado como 1 (mostrado como uma linha tracejada). Os dados são apresentados como média ± DP, n = 3, * P desirmanada < 0,0001 em comparação com controle usando testes t de Student. (B) complexos de interrupção de OXPHOS por vários ciclos de congelamento e descongelamento. Amostras de 1-3 foram preparadas a partir de células humanas de osteossarcoma (143) nas mesmas condições. Número de amostras 1 e 2 e congelado derretido somente uma vez, enquanto o número de amostra 3 passou por quatro ciclos de congelamento e descongelamento. (C) BN-página immunoblots de complexos OXPHOS isolados de células HEK293. A calúnia das bandas é causada pela baixa qualidade do gel. (D) efeito de descascamento na detecção dos complexos OXPHOS. Deteção do complexo I em células de neuroblastoma humano (SH-SY5Y) antes e após a remoção da membrana mesma. Complexos de OXPHOS foram detectados usando anticorpo anti-NDUFA9 (complexo eu), anticorpo anti-SDHA (complexo II), anticorpo anti-UQCRC2 (complexo III) e anticorpo anti-COX1 (complexo IV). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Tampão ou solução Composição Receita 3 x amortecedor gel 1.5 o Ácido aminocaproico M 3,94 g de Ácido aminocaproico 150 mM tris-Bis 0,63 g de Bis-tris O dH2 Adicionar O dH2a 20 mL pH 7.0 Ajustar o pH a 7,0 Buffer de cátodo 15 mM tris-Bis 3,14 g de Bis-tris tricine 50mm 8,96 g de tricine O dH2 Adicionar O dH2a 1000 mL pH 7.0 Ajustar o pH a 7,0 Buffer de catodo azul azul de coomassie 0.02% G 0,04 g de Serva azul G 15 mM tris-Bis 200 mL de tampão de cátodo tricine 50mm O dH2 pH 7.0 Buffer de ânodo 50 mM tris-Bis 20,93 g O dH2 Adicionar O dH2a 2000ml pH 7.0 Ajustar o pH a 7,0 Buffer de mitocondrial 1,75 o Ácido aminocaproico M 0,5 mL de 3x do amortecedor gel 75 mM tris-Bis 0,5 mL de Ácido aminocaproico de 2m 2 mM EDTA 4 µ l de 500 mM de EDTA O dH2 – pH 7.0 – Tampão de amostra Ácido aminocaproico 750mm 0,94 mL de Ácido aminocaproico de 2m 5% de comassie blue G 0,125 g de Serva azul G O dH2 Adicionar O dH2a 2,5 mL Ácido aminocaproico 2m Ácido aminocaproico 2m 2,62 g de Ácido aminocaproico O dH2 Adicionar O dH2a 10ml Tabela 1. Buffers e soluções utilizados para BN-PAGE. Géis nativos azuis Gel de separação 6% Gel de separação 15% Gel de empilhamento 4% 3 x amortecedor gel 3,3 mL 3,3 mL 1,64 mL 40% do acrilamido/Bis 37.5:1 1,5 mL 3,75 mL 0,5 mL O dH2 5,14 mL 0,93 mL 2,77 mL Glicerol 0 2 mL 0 Persulfato de amónio de 10% * 60 Μ l 10 Μ l 60 Μ l TEMED 4 Μ l 2 Μ l 6 Μ l Volume total 10 mL 10 mL 5 mL * Faça sempre fresco persulfato de amónio de 10% em dH2O Tabela 2. Receitas de gel para BN-PAGE. Complementar Figura 1. borrão ocidental uncropped imagem de Figura 1B. Clique aqui para baixar esta figura.

Discussion

Uma das partes mais importantes do protocolo é preservar intactos complexos OXPHOS durante a preparação das amostras, armazenamento e electroforese do gel. Assim, as mitocôndrias devem ser isoladas a + 4 ° C e as amostras não devem ser submetidos a ciclos de gelo-degelo. Complexos de OXPHOS só podem tolerar um ciclo de congelamento-descongelamento durante todo o processo. Vários ciclos de congelamento e descongelamento destruam complexos OXPHOS (figura 1B). Controle e amostras experimentais que estão a ser comparado devem ser preparadas em paralelo para evitar eventuais diferenças de condições de armazenamento, que poderiam dar resultados enganosos. Se não for possível executar todas as etapas do protocolo em paralelo com todas as amostras, recomendamos congelar pelotas lavados célula a-80 ° C (etapa 1.4 neste protocolo) e depois realizar o resto do protocolo para todas as amostras juntos pelo menos até gel elec trophoresis. Atenção especial deve ser pago para a limpeza do aparelho de eletroforese (tanque, gaveta). Se o mesmo aparelho é usado para SDS-PAGE, lave-o muito bem antes de BN-página. Qualquer SDS residual pode causar dissociação dos complexos OXPHOS durante a electroforese.

Géis de gradientes de alta qualidade são outra parte crítica do protocolo. Geles de pré-moldado para azul página nativa são comercialmente disponíveis; no entanto, não é recomendável usá-los, desde que os buffers usados para géis comerciais podem ter uma composição, que é diferente de buffers de amostra. O gradiente do gel usado aqui (6-15%) é ideal para a separação dos complexos OXPHOS individuais. Para detectar estruturas supramoleculares de ordem superior de OXPHOS, cadeia respiratória também conhecido como supercomplexos14, alguma otimização é necessário11.

Para a visualização de OXPHOS complexos de usam os anticorpos específicos sequencialmente, com base em suas propriedades. Por exemplo, use primeiro o anticorpo que dá o sinal mais fraco e o anticorpo com o sinal mais forte última. Isto é importante, desde que o stripping enfraquece a deteção (Figura 1). A composição dos complexos da cadeia respiratória pode ser investigada se após BN-página o gel é submetido a segunda dimensão de SDS-PAGE15.

O protocolo descrito aqui sugere usando anticorpos contra complexos OXPHOS individuais sequencialmente. No entanto, o anticorpo OXPHOS comercialmente disponível cocktail pode ser usado para detectar todos os complexos OXPHOS cinco simultaneamente. No entanto, para ser capaz de detectar incompleta montado OXPHOS complexos e definir sua identidade, anticorpos contra complexos OXPHOS individuais devem ser utilizados sequencialmente. Esta etapa é demorada; no entanto, pode ser essencial para testar modelos e novas condições experimentais.

A concentração de digitonin usado para isolamento mitocondrial deve ser otimizada para o tipo específico de célula. Como um detergente, digitonin permeabilizes as membranas celulares. A concentração óptima de digitonin permeabilizes eficientemente a membrana plasmática das células deixando as membranas mitocondriais intacta. Concentração muito baixa de digitonin causa alta contaminação dos extratos mitocondriais enquanto concentração demasiado alta danifica as membranas mitocondriais e reduz o rendimento total mitocondrial. A relação ideal digitonin/proteína (g/g) varia de 0,3 a 1. Análise ocidental do borrão de proteínas extraídas de pelotas e sobrenadantes pode ser usado para testar a concentração óptima de digitonin16.

Este protocolo não inclui proteína carregando controle sobre o immunoblot; Portanto, a concentração de proteína de complexos extraídos deve ser cuidadosamente medida pelo menos em triplica para assegurar o carregamento igual. Além disso, as amostras podem ser executadas em BN-página em repetições. Se o assembly de complexos OXPHOS seletivos é prejudicado, complexos não afetados podem servir como controles de carga.

A estimativa da massa molecular dos complexos proteína na BN-página18é um desafio. O protocolo atual não inclui o marcador de peso molecular; Portanto, para estimar o conjunto dos complexos OXPHOS, as amostras de controle contendo complexos afetados sempre devem ser incluídas na análise. As amostras de controle para BN-página são geralmente células do tipo selvagem ou não tratada.

O método apresentado aqui é otimizado para a detecção dos complexos da cadeia respiratória mitocondrial; no entanto, também pode ser aplicado para a avaliação da oligomerização de proteínas mitocondriais19. Além disso, a taxa de montagem de complexos OXPHOS pode ser estudada por esgotamento complexos subunidade mitocondrial codificadas de contendo de primeira cloranfenicol e então seguindo sua recuperação após a remoção do cloranfenicol10. Assim, o BN-página pode ser usada para avaliar os níveis de estado estacionário e montagem de OXPHOS para diferentes aplicações, incluindo o diagnóstico molecular de Doenças mitocondriais humanas9,11.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Biblioteca da Universidade de Helsínquia é agradeceu o apoio financeiro em uma editora.

Materials

100 mm cell plates Thermo Fisher Scientific 130182
40% Acrylamide/Bis 37.5:1 Bio-Rad 161-0148
Aminocaproic acid Sigma A2504
Ammonium persulfate Sigma A3678
Anti-ATP5A Abcam 14748 Complex V subunit
Anti-MTCOI Abcam 14705 Complex VI subunit
Anti-NDUFA9 Abcam 14713 Complex I subunit
Anti-SDHA Abcam 14715 Complex II subunit
Anti-UQCRC2 Abcam 14745 Complex III subunit
Bis-tris Sigma B7535
Bradford protein assay kit BioRad 5000006
Cell scrapers Fisher 11597692
Coomassie blue G250 (Serva Blue G) Serva 35050
Digitonin Sigma D141
DMEM Lonza 12-614F/12
EDTA Life Technologies 15575-038
FBS Life Technologies 10270106
Fetal bovine serum Life Technologies 10270106
Glycerol (Sigma G5516
Gradient maker Bio-Rad 1654120
Lauryl maltoside (n-Dodecyl β-D-maltoside) Sigma D4641
L-glutamine Life Technologies 25030024
L-glutamine Gibco 25030
N,N,N′,N′-Tetramethylethylenediamine (TEMED) Sigma T9281
PBS Life Technologies BE17-516F
Penicillin/Streptomycin Lonza 17-602E
Penicillin/streptomycin Gibco 15140
Power supply GE Healthcare  EPS 301
Protease inhibitors Thermo Scientific 10137963
Trans-blot turbo mini PVDF BioRad 1704156
Tricine Sigma T9784
Trypsin-EDTA Gibco 15400054
Vertical electrophoresis apparatus BioRad 1658004
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Konovalova, S. Analysis of Mitochondrial Respiratory Chain Complexes in Cultured Human Cells using Blue Native Polyacrylamide Gel Electrophoresis and Immunoblotting. J. Vis. Exp. (144), e59269, doi:10.3791/59269 (2019).
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