L’audiométrie de réponse évoquée de tronc cérébral est un outil important dans la neurophysiologie clinique. De nos jours, l’audiométrie de réponse évoquée par le tronc cérébral est également appliquée dans la science fondamentale et les études précliniques impliquant des modèles d’animaux pharmacologiques et génétiques. Ici, nous fournissons une description détaillée de la façon dont les réponses auditives du tronc cérébral peuvent être enregistrées et analysées avec succès chez les souris.
L’audiométrie de réponse évoquée de tronc cérébral (BERA) est d’importance centrale dans la neurophysiologie clinique. Comme d’autres techniques de potentiel évoqué (EP), telles que les potentiels évoqués visuellement (VEP) ou les potentiels évoqués somatosensoriels (SEP), les potentiels auditifs évoqués (AEP) sont déclenchés par la présentation répétitive de stimuli identiques, le réponse électroencéphalographique (EEG) dont la moyenne est par la suite moyenne ayant pour résultat des déviations positives (p) et négatives (n) distinctes. Chez l’homme, l’amplitude et la latence des pics individuels peuvent être utilisées pour caractériser les altérations de la synchronisation et de la vitesse de conduction dans les circuits neuronaux sous-jacents. Fait important, les PEA sont également appliqués dans la science fondamentale et préclinique pour identifier et caractériser la fonction auditive dans les modèles pharmacologiques et génétiques des animaux. Plus encore, des modèles animaux combinés à des tests pharmacologiques sont utilisés pour étudier les avantages potentiels dans le traitement de la perte auditive neurosensorielle (p. ex., déficits auditifs induits par l’âge ou le bruit). Ici, nous fournissons une description détaillée et intégrative de la façon d’enregistrer les réponses auditives du tronc cérébral (APR) chez les souris à l’aide d’application de clic et de tonalité-éclatement. Ce protocole met l’accent sur le logement pré-expérimental des animaux, l’anesthésie, l’enregistrement ABR, les processus de filtrage ABR, l’analyse automatisée de la fonction de croissance de l’amplitude basée sur les ondes et la détection de la latence.
Un aspect central de la physiologie du cerveau est sa capacité à traiter l’information environnementale résultant en différentes sorties intrinsèques ou extrinsèques, telles que l’apprentissage, la mémoire, les réactions émotionnelles ou les réponses motrices. Diverses approches expérimentales et diagnostiques peuvent être utilisées pour caractériser la réactivité électrophysiologique des différents types de cellules neuronales ou des grappes/ensembles de neurones dans un circuit neuronal lié au stimulus. Ces techniques électrophysiologiques couvrent différentes dimensions spatiotemporales sur le micro-, le méso- et le macroscale1. Le niveau de microéchelle inclut la tension et les approches de pince actuelles dans différents modes de patch-clamp utilisant, par exemple, les neurones cultivés ou aiguement dissociés1. Ces techniques in vitro permettent la caractérisation des entités actuelles individuelles et leur modulation pharmacologique2,3. Un inconvénient essentiel, cependant, est le manque d’information systémique en ce qui concerne l’intégration et le traitement de l’information micro et macrocircuiterie. Cette déficience est partiellement surmontée par les techniques in vitro du méso-échelle, telles que les tableaux multiélectrodes qui permettent des enregistrements multiélectrodes extracellulaires simultanés non seulement dans les neurones cultivés, mais aussi dans les tranches de cerveau aigus4, 5. Considérant que les microcircuits peuvent être préservés dans les tranches de cerveau dans une mesure spécifique (par exemple, dans l’hippocampe), les interconnexions à longue portée sont généralement perdues6. En fin de compte, pour étudier les interconnexions fonctionnelles dans les circuits neuronaux, les techniques électrophysiologiques systémiques in vivo sur la macro-échelle sont la méthode de choix7. Ces approches comprennent, entre autres, des enregistrements EEG de surface (péridurales) et profonds (intracérébraux) qui sont réalisés chez les modèles humains et animaux1. Les signaux EEG sont principalement basés sur l’entrée synaptique synchronisée sur les neurones pyramidaux dans différentes couches corticales qui peuvent être inhibiteurs ou excitatoires en principe, malgré la prédominance générale de l’entrée excitatrice8. Lors de la synchronisation, les décalages postynaptiques excitatifs basés sur le potentiel dans les champs électriques extracellulaires sont résumés pour former un signal de force suffisante pour être enregistré sur le cuir chevelu à l’aide d’électrodes de surface. Notamment, un enregistrement détectable du cuir chevelu à partir d’une électrode individuelle nécessite l’activité de dix mille neurones pyramidaux et un armement complexe de dispositifs techniques et d’outils de traitement, y compris un amplificateur, des processus de filtrage (filtre à faible passage, filtre à passage élevé, filtre d’encoche) et électrodes ayant des propriétés spécifiques du conducteur.
Chez la plupart des espèces animales expérimentales (c.-à-d. les souris et les rats), l’approche eEG du cuir chevelu à base humaine n’est techniquement pas applicable, car le signal généré par le cortex sous-jacent est trop faible en raison du nombre limité de neurones pyramidaux synchronisés9, 10,11. Chez les rongeurs, les électrodes de surface (scalp) ou les électrodes subdermiques sont donc gravement contaminées par l’électrocardiogramme et surtout par des artéfacts électromyogrammes qui rendent impossibles les enregistrements EEGdehaute qualité 9,11, 12. Lorsque vous utilisez des souris et des rats en mouvement libre non anesthésiés, il est donc obligatoire d’enregistrer directement soit à partir du cortex par des électrodes épidurales, soit à partir des structures intracérébrales profondes afin d’assurer la connexion physique directe de la pointe de détection. de l’électrode de plomb/implantée aux amas neuronaux générateurs de signaux. Ces approches EEG peuvent être effectuées soit dans une configuration de système attaché de retenue ou en utilisant l’approche de télémétrie radio implantable non réinitialisable EEG9,10,11. Les deux techniques ont leurs avantages et inconvénients et peuvent être une approche valable dans la caractérisation qualitative et quantitative de la susceptibilité de saisie/activité de saisie, de la rythmique circadienne, de l’architecture de sommeil, de l’activité oscillatoire, et de la synchronisation, y compris l’analyse de temps-fréquence, l’analyse de source, etc.9,10,13,14,15,16,17.
Alors que les systèmes attachés et la télémétrie radio permettent d’enregistrer l’EEG dans des conditions de retenue/semi-réstraining ou de non-restraining, respectivement, les conditions expérimentales connexes ne correspondent pas aux exigences des enregistrements ABR. Cette dernière demande pour des stimuli acoustiques définis qui sont présentés de façon répétitive au fil du temps avec des positions définies d’un haut-parleur et d’animaux expérimentaux et des niveaux de pression sonore contrôlés (SPL). Ceci peut être réalisé soit par fixation de la tête dans des conditions de retenue ou après anesthésie18,19. Pour réduire le stress expérimental, les animaux sont normalement anesthésiés pendant l’expérimentation ABR, mais il faut considérer que l’anesthésie peut interférer avec les APR19,20.
En général, l’EEG est constitué de différentes fréquences dans une plage de tension de 50-100 V. Les fréquences de fond et les amplitudes dépendent fortement de l’état physiologique de l’animal expérimental. Dans l’état éveillé, les fréquences bêta et gamma avec amplitude inférieure prédominent. Lorsque les animaux deviennent somnolents ou s’endorment, des fréquences alpha, theta et delta (en) apparaissent, présentant une amplitude accrue de l’EEG21. Une fois qu’un canal sensoriel (p. ex., la voie acoustique) est stimulé, la propagation de l’information est médiée par l’activité neuronale à travers le système nerveux périphérique et central. Une telle stimulation sensorielle (par exemple, acoustique) déclenche ce qu’on appelle les EP ou les réponses évoquées. Notamment, les potentiels liés aux événements (ERP) sont beaucoup plus faibles en amplitude que l’EEG (c.-à-d. quelques microvolts seulement). Ainsi, tout ERP individuel basé sur un stimulus unique serait perdu contre le fond d’EEG de plus-amplitude. Par conséquent, un enregistrement d’un ERP nécessite l’application répétitive de stimuli identiques (par exemple, des clics dans les enregistrements ABR) et la moyenne subséquente pour éliminer toute activité de fond et d’artefacts EEG. Si les enregistrements ABR sont faits chez les animaux anesthésiés, il est facile d’utiliser des électrodes subdermiques ici.
Principalement, les PEA comprennent les PE à courte latence, qui sont normalement liés aux AAB ou À la BERA, et d’autres potentiels ultérieurs tels que les PE de midlatency (réponses de midllence [MLR]) et les EP à longue latence22. Fait important, la perturbation dans le traitement de l’information de l’information auditive est souvent une caractéristique centrale des maladies neuropsychiatriques (maladies démyélinisatrices, schizophrénie, etc.) et associée aux altérations du PEA23,24 ,25. Tandis que les investigations comportementales ne sont capables de révéler l’affaiblissement fonctionnel, les études d’AEP permettent l’analyse spatiotemporal précise du dysfonctionnement auditif lié aux structures neuroanatomiques spécifiques26.
Les ABR dès le début, la latence courte acoustique EPs sont normalement détectés sur l’application de clic modéré à élevé intense, et il peut se produire jusqu’à sept pics ABR (WI-WVII). Les ondes les plus importantes (WI-WV) sont liées aux structures neuroanatomiques suivantes : WI au nerf auditif (partie distale, dans l’oreille interne); WII au noyau cochléaire (partie proximale du nerf auditif, terminaison du tronc cérébral); WIII au complexe olivaire supérieur (SOC); WIV au lemniscus latéral (LL); WV à la terminaison du lemniscus latéral (LL) dans le colliculus inférieur (IC) sur le côté contralatéral27 (Figure supplémentaire 1). Il convient de noter que WII-WV sont susceptibles d’avoir plus d’une structure anatomique de la voie auditive ascendante qui y contribue. Notamment, la corrélation exacte des pics et des structures sous-jacentes du tractus auditif n’est pas encore entièrement clarifiée.
En audiologie, les APR peuvent être utilisés comme outil de dépistage et de diagnostic et pour la surveillance chirurgicale28,29. Il est plus important pour l’identification de la dysacusis, de l’hypacusis et de l’anacusis (p. ex., dans la perte auditive liée à l’âge, la perte auditive causée par le bruit, la perte auditive métabolique et congénitale, et la perte auditive asymétrique et les déficits auditifs dus à des malformations ou malformations, blessures et néoplasmes)28. Les APR sont également pertinents comme test de dépistage pour les enfants hyperactifs, ayant une déficience intellectuelle ou pour d’autres enfants qui ne seraient pas en mesure de répondre à l’audiométrie conventionnelle (p. ex., dans les maladies neurologiques/psychiatriques comme le TDAH, la SP, l’autisme, etc.29 , 30) et dans le développement et l’ajustement chirurgical des implants cochléaires28. Enfin, les APR peuvent fournir un aperçu précieux sur les effets secondaires ototoxiques potentiels des neuropsychopharmaceutiques, tels que les antiépileptiques31,32.
La valeur de la traduction des connaissances neurophysiologiques obtenues à partir de modèles de souris pharmacologiques ou transgéniques à l’homme a été démontrée dans de nombreux contextes, en particulier sur le niveau des ERP dans les paradigmes auditifs chez les souris et les rats33, 34,35. Un nouvel aperçu des peSO précoces altérés et des changements associés au traitement de l’information auditive chez les souris et les rats peut donc être traduit chez l’homme et est d’une importance centrale dans la caractérisation et l’endophenotypage de l’audit, neurologique, et neuropsychiatriques à l’avenir. Nous fournissons ici une description détaillée de la façon dont les APR peuvent être enregistrés et analysés avec succès chez la souris à des fins scientifiques, toxicologiques et pharmacologiques de base.
Ce protocole fournit une description détaillée et intégrative de la façon d’enregistrer les réponses auditives évoquées du tronc cérébral chez la souris. Il met l’accent sur le prétraitement des animaux, l’anesthésie et les facteurs de confusion méthodologiques potentiels. Ces derniers comprennent, entre autres, le sexe, la ligne de souris, l’âge et les conditions de logement. Il convient de noter que tous ces facteurs peuvent avoir un impact sur la perte auditive neurosensorielle et les aspects fondamentaux…
The authors have nothing to disclose.
Les auteurs tiennent à remercier la Dre Christina Kolb (Centre allemand pour les maladies neurodégénératives (DZNE)) et le Dr Robert Stark (DZNE) pour leur aide dans l’élevage et les soins de santé animale. Ce travail a été soutenu financièrement par l’Institut fédéral des drogues et des dispositifs médicaux (Bundesinstitut f’r Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM, Bonn, Allemagne).
AEP/OAE Software for RZ6 (BioSigRZ software) | Tucker-Davis Technologies (TDT) | BioSigRZ | |
Binocular surgical magnification microscope | Zeiss Stemi 2000 | 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000 | |
Cages (Macrolon) | Techniplast | 1264C, 1290D | |
Carprox vet, 50mg/ml | Virbac Tierarzneimittel GmbH | PZN 11149509 | |
Cold light source | Schott KL2500 LCD | 9.705 202 | |
Cotton tip applicators (sterile) | Carl Roth | EH12.1 | |
Custom made meshed metal Faraday cage (stainless steel, 2 mm thickness, 1 cm mesh size) | custom made | custom made | |
5% Dexpanthenole (Bepanthen eye and nose creme) | Bayer Vital GmbH | PZN: 01578681 | |
Disposable Subdermal stainless steel Needle electrodes, 27GA, 12mm |
Rochester Electro-Medical, Inc. | S03366-18 | |
Surgical drape sheets (sterile) | Hartmann | PZN 0366787 | |
Ethanol, 70% | Carl Roth | 9065.5 | |
1/4'' Free Field Measure Calibration Mic Kit | Tucker-Davis Technologies (TDT) | PCB-378C0 | |
Gloves (sterile) | Unigloves | 1570 | |
Graefe Forceps-curved, serrated | FST | 11052-10 | |
GraphPad Prism 6 Software, V6.07 | GraphPad Prism Software, Inc. | https://www.graphpad.com/ | |
Heat-based surgical instrument sterilizer | FST | 18000-50 | |
Homeothermic heating blanked |
ThermoLux | 461265 / -67 | |
Ketanest S (Ketamine), 25mg/ml | Pfizer | PZN 08707288 | |
Ringer’s solution (sterile) | B.Braun | PZN 01471434 | |
Matlab software | MathWorks, Inc. | https://de.mathworks.com/products/matlab.html | |
Medusa 4-Channel Low Imped. Headstage | Tucker-Davis Technologies (TDT) | RA4LI | |
Medusa 4-Channel Pre-Amp/Digitizer | Tucker-Davis Technologies (TDT) | RA4PA | |
Microphone | PCB Pieztronics | 378C01 | |
Multi Field Speaker- Stereo | Tucker-Davis Technologies (TDT) | MF1-S | |
Oscilloscope | Tektronix | DPO3012 | |
Optical PC1 express card for Optibit Interface) | Tucker-Davis Systems (TDT) | PO5e | |
Askina Braucel pads (cellulose absorbet pads) | B.Braun | PZN 8473637 | |
Preamplifier | PCB Pieztronics | 480C02 | |
RZ6 Multi I/O Processor system (BioSigRZ) | Tucker-Davis Technologies (TDT) | RZ6-A-PI | |
0.9% saline (NaCl, sterile) | B.Braun | PZN:8609255 | |
SigGenRZ software | Tucker-Davis Technologies (TDT) | https://www.tdt.com/ | |
Software R (version 3.2.1) + Reshape 2 (Version 1.4.1) + ggplot 2 (version 1.0.1) + datatable (version 1.9.4), + gdata (version 2.13.3), + pastecs (version 1.3.18), + waveslim (version 1.7.5), + MassSpecWavelet (version 1.30.0) | The R Foundation, R Core Team 2015 | Open Source Software (freely distributable) | |
Sound attenuating cubicle | Med Associates Inc. | ENV-018V | |
Standard Pattern Forceps, 12cm and 14.5 cm length | FST | 11000-12, 11000-14 | |
Leukosilk tape | BSN medical GmbH & Co. KG | PZN 00397109 | |
Tissue Forceps- 1×2 Teeth 12 cm | FST | 11021-12 | |
Uniprotect ventilated cabinet | Bioscape | THF3378 | |
Ventilated cabinet | Tecniplast | 9AV125P | |
Xylazine (Rompun), 2% | Bayer Vital GmbH | PZN 1320422 |