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신경과학

In Vitro Test per studiare l'aggregazione della proteina Tau e lo Screening di stupefacenti

Published: November 20, 2018
doi:
10.3791/58570
, ,
1Janssen Prevention Center,Janssen Pharmaceutical Companies of Johnson and Johnson

Summary

Il dosaggio di aggregazione tau descritto in questo manoscritto imita le funzionalità attese di in vivo tau misfolding e aggregazione.

Abstract

Aggregazione della proteina tau e la formazione di filamenti elicoidali accoppiati è un marchio di garanzia del morbo di Alzheimer e altre Taupatie. Rispetto ad altre proteine associate a malattie neurodegenerative, la cinetica di aggregazione segnalati in vitro per la proteina tau sono meno coerenti che presenta una variabilità relativamente alta. Qui descriviamo lo sviluppo di un in vitro aggregazione test che simula i passi previsti associati tau misfolding e aggregazione in vivo. L’analisi utilizza l’isoforma più lunga di tau (huTau441) che contiene sia inserti acidi N-terminale, nonché quattro domini di legame dei microtubuli (MBD). L’aggregazione in vitro viene attivato tramite l’aggiunta di eparina e seguita costantemente da Tioflavina T fluorescenza in un formato ben 96 micropiastra. Il dosaggio di aggregazione tau è altamente riproducibile tra diversi pozzi, funzionamenti sperimentali e lotti della proteina. L’aggregazione conduce a tau PHF-come la morfologia che è molto efficiente nella semina la formazione di strutture fibrillari de novo . Oltre alla sua applicazione nello studio del meccanismo di tau misfolding e aggregazione, il dosaggio attuale è un robusto strumento per lo screening di farmaci che potrebbero interferire con la patogenesi di tau.

Introduction

Morbo di Alzheimer è una malattia neurodegenerativa devastante che histopathologically è definita dall’accumulo di placche senili extracellulare di aggregati amiloide beta1 e grovigli neurofibrillari intracellulari contenenti aggregati hyperphosphorylated tau protein2. Tau fisiologico è monomerico e presentato come sei isoforme unici che contiene 0-2 inserti terminale N e 3 o 4 microtubule leganti domini3,4 derivanti da splicing alternativo e una media di 2-3 fosforilazioni. Si ritiene che la iperfosforilazione, misfolding e aggregazione in strutture fibrillari costituiscono gli elementi chiave nella patogenesi di tau, come patologico valutato gli individui pazzi5,6.

I grovigli di aggregati neurofibrillari tau sono un segno distintivo, non solo per l’annuncio, ma anche per altre taupatie, compreso degenerazione lobare frontotemporale (FTLD), malattia di Pick, paralisi sopranucleare progressiva (PSP), la demenza fronto-temporale (FTD) e primaria tauopathy senile (parte)2. Da un punto di vista biochimico, la comprensione del meccanismo di tau misfolding e aggregazione potrebbe far luce sui processi patologici associati con l’annuncio e altre Taupatie. Oltre all’aspetto scientifico, robusto in vitro aggregazione saggi sono strumenti preziosi per lo screening di farmaci candidati7,8,9,10. Si ritiene che l’aggregazione di tau segue una nucleazione dipendenti polimerizzazione processo (NDP)11,12,13,14. La cinetica NDP è sigmoidale e inizia con un passo di nucleazione energico sfavorevole seguito da un processo di aggregazione veloce energicamente in discesa.

A differenza di altre proteine amiloidogeniche, tra cui la proteina prionica, beta amiloide e α-synuclein, tau non aggregano spontaneamente in condizioni fisiologiche e pHs anche estreme o ad alte temperature sono non favorevole per aggregazione15. Ciò è probabilmente dovuto le interazioni idrofili presenti nell’interfaccia di aggregazione tau. Tuttavia, tau aggrega in modo efficiente alle concentrazioni fisiologiche quando vengono utilizzati induttori quali eparina16 o altri polianioni17,18 .

I precedenti tentativi di impostare in vitro tau aggregazione saggi hanno fatto qualche luce sui dettagli di tau misfolding e aggregazione, ma sono venuti a corto di che imita quello che si crede di essere la cinetica di aggregazione del tau in vivo . Nella maggior parte dei casi, la cinetica di aggregazione tau mancava la fase di ritardo iniziale associata nucleazione di tau. Questo avrebbe potuto essere la conseguenza di utilizzando le concentrazioni di proteina tau molto elevata, presenza di aggregati nelle preparazioni di proteina tau partenza e/o utilizzo di frammenti di tau con molta maggiore propensione di aggregazione rispetto il più fisiologico tau integrale proteine19,20,21,22,23. Inoltre, gli studi precedenti non hanno affrontato la riproducibilità e l’aspetto di robustezza delle cinetiche di aggregazione tau.

Qui, descriviamo un robusta in vitro tau aggregazione saggio che imita le caratteristiche principali di una polimerizzazione di nucleazione dipendenti con una fase di ritardo iniziale corrispondente per la nucleazione di tau seguita da una fase di crescita esponenziale. Inoltre, gli aggregati generato tau ricombinante sono fibrillari in natura e hanno una potenza estremamente elevata di semina. Il dosaggio è altamente riproducibile anche tra i lotti di tau e rappresenta un prezioso strumento per lo screening inibitori dell’aggregazione.

Protocol

1. preparazione dei reagenti Tampone di reazione Preparare il tampone di reazione: 0,5 mM TCEP in PBS, pH 6,7 sciogliendo polvere secca TCEP (MW = 286.65 g/mol) in PBSstock soluzione a pH 7,4.Nota: La presenza di TCEP è dovuto colmare gli studi di aggregazione utilizzando il tipo selvaggio proteina di tau che contiene cisteine. Nel protocollo attuale, TCEP è utilizzato solo per regolare il pH della PBS da 7,4 a 6.7 e non svolge alcun ruolo nel regolare eventuali reazioni redox. Mescolare bene e filtrare la soluzione attraverso un filtro a membrana sterile 0.22 μm poro formato PES. Aliquotare e conservare a-80 ° c. Scongelare in panchina e stabilizzare a temperatura ambiente prima dell’uso. huTau441 Rimuovere huTau441 (per vedere espressione e purificazione di proteine Apetri et al. 24) dal congelatore a-80 ° c. Scongelare in panchina e stabilizzare a temperatura ambiente (TA). Girare il tubo con il brodo di proteine per 5 min a 12.000 x g a 20-25 ˚ c per eliminare le bolle d’aria. Misurare la concentrazione di huTau441by assorbimento a 280 nm utilizzando un coefficiente di estinzione di 0,31 mL mg-1cm-1 Tioflavina T Preparare 500 μM Tioflavina T (ThT) soluzione sciogliendo 10 mg di polvere secca ThT (MW = 318.86 g/mol) in 35 mL di tampone di reazione. Mescolare accuratamente, vortex 3 volte per 20 secondi alla massima velocità e filtrare la soluzione attraverso una sterile 0.22 μm PES membrana filtrante di porosità. Determinare la concentrazione mediante misure di assorbimento a 411 nm utilizzando un coefficiente di estinzione di 22.000 M-1 cm-1 e regolare ThT concentrazione a 500 μM. Conservare a temperatura ambiente al riparo dalla luce. Preparare freschi ogni 2 mesi. Eparina Preparare la soluzione di eparina fresca 55 μM sciogliendo 1 mg di polvere secca di eparina HMW (MW = 17-19 kDa) in 1 mL di tampone di reazione a TA. Agitare vigorosamente e vortex 2 volte per 5 secondi. Filtrare la soluzione attraverso una sterile 0.20 μm PES membrana filtrante di porosità (siringa). 2. continuo ThT aggregazione Assay su un lettore di micropiastre Multi-Mode Nota: ThT colorante viene aggiunto alla reazione per monitorare la cinetica di aggregazione di huTau441 in modo continuo (misurazioni automatiche). Anche se la reazione può essere seguita da un fluorometro regolare utilizzando una provetta convenzionale, la natura manuale dell’operazione limita la frequenza delle misurazioni e compromette la precisione delle curve cinetiche registrate. Per questo motivo, viene utilizzato un lettore di micropiastre a modalità multipla automatica. Strumento istituito Accendere il computer e il lettore di micropiastre a modalità multipla. Lasciate che l’apparecchiatura stabilizzare per 10 minuti. Avviare il software e preparare un protocollo. Selezionare il tipo di protocollo: protocollo standard (riduzione dei dati viene eseguita in modo indipendente per ogni piatto). Impostare la temperatura a 37 ˚ c e selezionare preheatment prima di continuare il protocollo. Impostare il funzionamento cinetico: Runtime 50h / intervallo di misurazione: 15 min. Impostare orbitale agitazione a 425 cpm (3 mm) in modo continuo. Selezionare il metodo di lettura: fluorescenza intensità Endpoint/cinetica – monocromatori lunghezze d’onda: eccitazione 440 nm (larghezza di banda di 20 nm) / emissione 485 nm (ampiezza di banda 20 nm) – ottica posizione: Top – normale legga velocità – lettura altezza: 4,50 mm Avviare l’esecuzione utilizzando il protocollo creato. L’esperimento di nome, selezionare la destinazione del file appena creato e consentire lo strumento pre-stabilizzare a temperatura desiderata. Conversione spontanea huTau441 Preparare il campione di reazione in una provetta da 1,5 mL. Miscela di uso 200 μL a reazione e almeno 4 repliche (replica del volume di reazione per 4 = 800 μL). Preparare 800 μL reazione campione (in caso di 4 ripetizioni) contenente 15 μM huTau441, 8 μM eparina e 50 μM ThT. inizio mescolando la proteina con il tampone di reazione, aggiungere eparina e ThT e miscelare bene pipettando su e giù per 5 volte. Rispettare l’ordine indicato per aggiunta dei reagenti. Spin di campioni a 12.000 x g e 25 ˚ c per 5 min eliminare le bolle d’aria. Dispensare 200 μL di campione di reazione per pozzetto in piastre microtiter da 96 pozzetti (96 pozzetti nero solido micropiastra, volumi ben 360 μL, fondo piatto). Evitare la formazione di bolle d’aria. Sigillare la micropiastra per evitare l’evaporazione. Posizionare la micropiastra nel lettore di micropiastre a modalità multipla e iniziare la misurazione. Dopo il completamento dell’esperimento, rimuovere la piastra da attrezzature ed esportare dati in un software di elaborazione dati. Controllo di qualità della conversione, raccolta di semi e deposito. Rimuovere il sigillante dalla piastra e piscina le diverse repliche in provette da 1,5 mL. Mescolare bene il campione aggregato nei pozzetti pipettando su e giù 2 volte prima di raccogliere esso. Aggregati tendono a depositare sul fondo del pozzo. Mix accuratamente in 1,5 mL tubo pipettando su e giù per 5 volte e dispensare 10-20 μL su una superficie di mica per l’analisi degli aggregati di AFM (per ulteriori dettagli vedere Apetri et al. 24). Raccogliere gli aggregati facendo girare la provetta da 1,5 mL a 20.000 x g e 4 ˚ c per 1 ora. Aggregati formino una pallina. Separare e analizzare surnatante di S-MALS per confermare l’assenza di monomerico tau nel campione che indica una corretta conversione in aggregati (per ulteriori dettagli vedere Apetri et al. 24). Etichettare la provetta da 1,5 mL contenente i restanti aggregati (pellet) che indica la concentrazione nella proteina iniziale huTau441 e volume del campione. Snap gli aggregati di congelare e conservare a-80 ° c. Reazione di teste di serie Rimuovere huTau441 aggregati dal congelatore a-80 ° c. Aggiungere il volume di tampone di reazione indicato sull’etichetta (volume del campione iniziale) e lascia stabilizzare per RT. Risospendere gli aggregati pipettando su e giù per 5-8 volte. Sonicare campione aggregato. Per un campione di 200 μL (15 huTau441 μM), trattare con ultrasuoni sul ghiaccio con un microtip 1/8″(da 100 μL a 10 mL) per un periodo totale di 15 s utilizzando impulsi di 1 s e pause di 2 s a 30% ampiezza (sonicatore 250 watt). Riequilibrare il campione a RT.Nota: Le condizioni di sonicazione impiegati portano a una popolazione omogenea delle fibrille di tau con lunghezze di 20-50 nm24. Preparare il campione di reazione in provette da 1,5 mL. Miscela di uso 200 μL a reazione e almeno 4 repliche (replica del volume di reazione per 4 = 800 μL). Preparare 800 μL di campione di reazione contenente 15 μM huTau441, 8 μM eparina e 50 μM ThT. inizio mescolando la proteina con il tampone di reazione, aggiungere eparina e ThT e miscelare bene pipettando su e giù per 5 volte. Rispettare l’ordine indicato per aggiunta dei reagenti. Spin di campioni a 12.000 x g e 25 ˚ c per 5 min eliminare le bolle d’aria. Dispensare 200 μL di campione di reazione per pozzetto a 96 pozzetti (96 pozzetti nero solido micropiastra, volumi ben 360 μL, fondo piatto). Evitare la formazione di bolle d’aria. Omogeneizzare accuratamente il campione di fibrille preformate da ripetitivi su e giù pipettaggio (5 volte) e aggiungere a ciascun pozzetto l’importo corrispondente alla percentuale desiderata di semi. Per un volume ben totale di 200 μL, 2 μL di aggiunta preformato semi è un 1% (v/v). Mix pipettando su e giù 3 volte quando si aggiunge al pozzo ed evitare la formazione di bolle d’aria. Sigillare la micropiastra per evitare l’evaporazione. Posizionare la micropiastra nel lettore di micropiastre a modalità multipla e iniziare la misurazione. Rimuovere la piastra da attrezzature ed esportare i dati in un foglio di calcolo.

Representative Results

HuTau441 ricombinante contenente le mutazioni C291A e C322A e N-terminale suo e C-terminale di C-tag è stato espresso e purificato come precedentemente descritto24. I batch di huTau441 sono altamente puri come visualizzati su SDS-PAGE e virtualmente 100% monomerico come valutato da S-MALS (Figura 1). L’aggregazione di 15 µM huTau441 è stata indotta tramite l’aggiunta di eparina HMW 8 µM e la reazione è stata seguita costantemente da ThT fluorescenza utilizzando un lettore di micropiastre multimodale. La lunghezza d’onda di eccitazione era 440 nm (larghezza di banda 20 nm) considerando che l’emissione è stata misurata a 485 nm (larghezza di banda 20 nm). Il dosaggio è altamente riproducibile, con risultati da 10 singoli pozzetti essendo praticamente indistinguibili (Figura 2A). Le morfologie degli aggregati huTau441 positivo ThT sono state valutate dopo 50 h di AFM. Aggregati hutau441 è una miscela omogenea di strutture fibrillari di diverse lunghezze simili a morfologie segnalati ex vivo (Figura 2B). Inoltre, la miscela di reazione finale non contiene monomero, suggerendo una conversione completa in aggregati come indicato tramite le misure S-MALS (Figura 2). La cinetica di aggregazione huTau441 nei funzionamenti sperimentali indipendenti sono molto simili, come sottolineato da simili curve sigmoidale e indistinguibili lag e crescita fasi (Figura 3). L’alto livello di riproducibilità viene mantenuta quando vengono utilizzati diversi lotti di proteina (Figura 4). Inoltre, huTau441 preformati aggregati sono molto efficienti nel reclutamento di monomero di tau e inducendo la formazione di aggregati di tau de novo . Importi à partir 0,0025% (v/v) di aggregati di tau preformati sono in grado di bypassare la nucleazione e generazione di innesco delle fibrille de novo (Figura 5). Figura 1: huTau441 ricombinante è monomerico e altamente puro. A) valutazione purezza sotto denaturare condizioni su un gel di SDS-PAGE 4-12% tra cui scaletta di standard della proteina di peso molecolare (in kDA) (Lane 1); scorrono da passaggio finale della purificazione di affinità variabile in C (Lane 2); frazione di colonna lavaggio (corsia 3), eluiti picco della proteina di huTau441, prima (Lane 4) e dopo buffer di scambio (Lane 5), rispettivamente). B) analisi S-Malles Venosta della huTau441. Proteina Mostra > 99,9% monomerico con una massa molare di 51 kDa e non contiene aggregazioni o frammenti. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 2: aggregazione di huTau441 ricombinante è altamente riproducibile e quantitativamente conduce a strutture fibrillari. A) la cinetica dell’eparina aggregazione di huTau441 monitorato continuamente in 96 micropiastra ben formato da ThT fluorescenza indotta. Concentrazioni di huTau441 e l’eparina sono 15 µM e 8 µM, rispettivamente. Le 10 curve individuali corrispondono alla conversione dello stesso lotto di proteina in dieci pozzetti della micropiastra stesso e sono caratterizzate da una fase di ritardo medio (con SD) di 14,2 ± 0,38 h e t50 di 18,8 dati cinetici di ± 0,40 h. era dotato di un 5-parametro logisti curva c con un declino lineare nell’asintoto superiore. Ritardo di fase e t50 sono stati calcolati per interpolazione tra i valori stimati da regressione lineare. Fase di ritardo viene calcolato l’aumento del 3% del segnale di fluorescenza ThT. Curva di raccordo e di riepilogo statistiche sono ottenute utilizzando IBM SPSS versione Statistiche 20.0.0.2. B). aggregati Tau Visualizza PHF-come morfologie come indicato da formazione immagine AFM a 50 h; C). analisi S-MALS huTau441 monomerico (t = 0 h) e il surnatante della miscela di reazione al completamento della reazione (t = 50 h). Presso il punto di tempo di 50 h la miscela di reazione è stata centrifugata per 1h a 20.000 X g e 4 ˚ c e il surnatante provocato iniettato su S-MALS. La scomparsa del picco monomero conferma la completa aggregazione di tau. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 3: il dosaggio di aggregazione tau Mostra alta riproducibilità tra le esecuzioni sperimentali indipendenti. I due pannelli visualizzano quattro tracce individuali cinetica per aggregazione spontanea huTau441 raccolti in due esperimenti indipendenti, utilizzando lo stesso batch della proteina di huTau441. Concentrazioni di huTau441 e l’eparina sono 15 µM e 8 µM, rispettivamente. Cinetica sono caratterizzati da una fase di ritardo medio (con SD) di 12,2 ± 0,18 h e t50 di 17,8 ± 0,8 h (Run 1) e 11,6 ± 0,52 h e t50 di 17,8 ± 0,23 h (Run 2), rispettivamente. Dati cinetici era dotati di una curva logistica a 5 parametri con un declino lineare nell’asintoto superiore. T50 sono stati calcolati per interpolazione tra i valori stimati da regressione lineare. Fase di ritardo viene calcolato l’aumento del 3% del segnale di fluorescenza ThT. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 4: il dosaggio di aggregazione tau Mostra alta riproducibilità fra i gruppi differenti della proteina di huTau441. Ogni pannello mostra che quattro replica corrispondente a un batch di huTau441 specifici. L’aggregazione di ogni lotto è stato seguito in esperimenti indipendenti. Concentrazioni di huTau441 e l’eparina sono 15 µM e 8 µM, rispettivamente. Cinetica di aggregazione corrispondente a quattro tau singoli lotti sono caratterizzati da una fase di ritardo medio (con SD) di 15,3 ± 0,38 h e t50 di 21,1 ± 0,46 h (lotto 1); fase di ritardo di 12,5 ± 0,07 h e t50 di 19,8 ± h 0,34 (lotto 2); ritardo di fase di 15,1 ± 0,34 h e t50 di 21,9 ± 0,86 h (Batch 3) e ritardo di fase di 11,5 ± 0,29 h e t50 di 17,8 ± 0,29 h (lotto 4), rispettivamente. Dati cinetici era dotati di una curva logistica a 5 parametri con un declino lineare nell’asintoto superiore. Ritardo di fase e t50 sono stati calcolati per interpolazione tra i valori stimati da regressione lineare. Fase di ritardo viene calcolato l’aumento del 3% del segnale di fluorescenza ThT. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 5: preformato hutau441 aggregati hanno alto semina attività. Per avviare la semina, lisati mediante tau aggregati sono stati aggiunti hutau441 di monomero. Dal rosso al blu, ogni colore delle curve cinetiche diverse rappresenta la quantità differente di semi aggiunto: 1,25%, 0.63%, 0,31%, 0,16%, 0,08%, 0,04%, 0,02%, 0,01%, 0,005% e 0,0025% (v/v), rispettivamente. La conversione spontanea di hutau441 è rappresentata in nero. Tutte le condizioni sono state testate in quadruplice copia. La replica di cinetica quattro associata con una certa concentrazione di semi è altamente riproducibili e nella maggior parte dei casi indistinguibili. Concentrazioni di hutau441 e l’eparina sono 15 µM e 8 µM, rispettivamente. L’aggiunta di piccole quantità di pre-formate lisati mediante strutture fibrillari Elimina la fase di ritardo iniziale osservata nella conversione spontanea e l’effetto è proporzionale con la quantità di semi. Dal rosso al blu, la differenza di t50 (t50 spont.conv-t50 semina) osservato è 18,9, 18.40, 17,8, 17.3, 16,6, 16,1, 15,4, 14,7, 14,2 e 13,7 ore, rispettivamente. La conversione spontanea di hutau441 è caratterizzata da un medio t50 (con la deviazione standard) di 19,85 ± 0,54 h. dati cinetici era dotato di una curva logistica a 5 parametri con un declino lineare nell’asintoto superiore. t50 sono stati calcolati per interpolazione tra i valori stimati da regressione lineare. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussion

Nonostante i numerosi sforzi, la cinetica di aggregazione tau segnalati nella letteratura per mancanza di data, il livello desiderato di riproducibilità e/o alcune delle caratteristiche di una nucleazione dipendenti polimerizzazione19,20,21 , 22 , 23 , 25. questo è spesso sottolineato dalla mancanza di una fase di ritardo, semina inefficiente e non fibrillare natura degli aggregati di tau. La ragione per queste lacune può variare e comprende la qualità di proteina tau sub-ottimale (frammentazione, presenza di aggregati, bassa purezza, ecc.), scelta di proteina e di indurre i reagenti e/o condizioni sperimentali. Un altro fattore di complicazione sono i due residui di cisteina situati dietro l’interfaccia di aggregazione tau che possono formare intra – o inter – molecolare bisolfuro ponti a seconda dell’ambiente redox e influenzano l’efficienza di aggregazione tau. Nella maggior parte degli approcci riducendo reagenti come DTT o TCEP sono stati utilizzati per mantenere i residui di cisteina in forme ridotte e quindi aumentare i livelli di riproducibilità25. Inoltre, il coefficiente di estinzione di tau è molto bassa, che porta a difficoltà di misure accurate di concentrazione nella proteina.

Ci siamo concentrati soprattutto su alcuni parametri e attributi di qualità che abbiamo considerato cruciale per un profilo di aggregazione affidabile, riproducibile e rappresentative per proteina tau: eliminando la possibilità di intra – e inter-formazione di disolfuro molecolare, generazione di un monomero di tau altamente puro e migliorando la precisione della determinazione di concentrazione. Tutti questi reagenti relative domande sono potenziali punti di attenzione che abbiamo considerato critici per lo sviluppo di dosaggio ottimale. Per risolvere questi problemi, huTau441 integrale è stata espressa con due mutazioni, C291A e C322A e con i tag N – e C-terminale. Mutazione dei residui della cisteina ha un impatto minimo sulla proteina tau, eliminando l’altrimenti molto difficile controllare gettare un ponte disolfuro. Esprimenti la proteina con tag relativamente breve N – e C-terminale ci ha permesso di perseguire un protocollo di purificazione di affinità in due fasi che hanno portato a elevata purezza, integrità e contenuto di monomero. Inoltre, abbiamo introdotto una mutazione F8W che aumentato il coefficiente di estinzione della proteina e permesso più accurate misure di concentrazione24.

Oltre a utilizzare i reagenti di proteine di alta qualità, altri parametri di analisi inoltre sono state ottimizzate. Il tau Ottimo: rapporto di eparina è stato identificato per essere intorno a 0,5 (M/M) che è in linea con gli studi precedentemente pubblicati26. Ottiche e meccaniche strumentale impostazioni sono inoltre fondamentale garantire riproducibilità e i parametri ottimali possono differire in qualche misura a seconda del produttore.

L’aggregazione di tau descritto in questo saggio mostra caratteristiche che sono associati con la patogenesi di tau in annuncio e relativi Taupatie. Il processo inizia con una fase di ritardo iniziale corrispondente alla formazione dei nuclei ad alta energia ed è seguito da una fase di rapida crescita che corrisponde alla crescita della fibrilla. Il tempo di ritardo è sufficientemente lungo per aprire una finestra ampia per studiare in dettaglio il processo di seeding che coprono una vasta gamma di concentrazioni di seme (Figura 5) mentre ancora non troppo lungo, così evita di degradazione proteica e/o aggregazione aspecifica (Figura 2). questi eventi secondari potrebbero accadere soprattutto quando una proteina intrinsecamente disordinata come huTau441 è esposto per lunghi periodi di tempo a condizioni fisiologiche. Il display di aggregati ottenuti tau la morfologia di app isolato dai cervelli dei pazienti dell’annuncio e sono molto efficienti nel reclutamento tau monomerico e convertendolo in de novo generato aggregati, un processo citato come semina. Il dosaggio è altamente riproducibile, le curve cinetiche essendo praticamente indistinguibili tra pozzi, funzionamenti sperimentali e lotti di proteina. Anche se il dosaggio attuale si concentra solo sull’isoforma più lunga di tau, huTau441, l’applicazione può essere adattata per studiare la conversione di altre forme di tau (Ameijde et al., Acta Neuropathologica Communications, in corso di stampa), inoltre, permette gli studi meccanicistici focalizzata sull’interazione dei isoforms di tau e possibilmente mettere in luce le differenze tra patogenesi di tau in annuncio dove sia 3R e 4R isoforme sono presenti in app e di PICK malattia o demenza frontotemporale dove taupatia contiene principalmente 3R e 4R isoforms di tau, rispettivamente27.

L’altissima riproducibilità del dosaggio dovrebbe permettere ai lettori di implementarlo con relativa facilità nelle loro impostazioni di laboratorio specifico. Il test simula ciò che si crede di essere il in vivo misfolding e aggregazione di tau, abilitazione studi meccanicistici che farà luce sulla patogenesi di tau e costituisce un prezioso strumento per lo screening di farmaci candidati e valutare la loro interferenza con le diverse fasi del processo di patogenesi.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori vorrei ringraziare Hector Quirante per l’espressione e purificazione di huTau441, Hanna Inganäs e Margot van Winsen per supporto tecnico eccellente e Martin Koldijk per l’analisi dei dati.

Materials

Thioflavin T Sigma-Aldrich T3516-5G dry powder (Mw = 318.86 g/mol)
Heparin  Sigma-Aldrich H3393-50KU dry powder (Mw = 17-19 kDa)
TCEP Sigma-Aldrich 75259-1G dry powder (MW= 286.65 g/mol)
PBS Gibco-Life Technologies 10010-015 Sterile, pH 7.4 (1X)
0.22 μm sterile filter Corning 431160 PES membrane 
0.20 μm sterile serynge filter Corning 431229 PES membrane 
96-well microplates Thermo Scientific 9502867 Black, flat botton
Microplate sealers  R&D Systems DY992 Adhesive strips 
Synergy Neo2 Multi-Mode Microplate Reader  Biotek Synergy Neo2 Hybrid Technology, Gen5 Software
Eppendorf Tubes Eppendorf  0030 120.086 1,5 ml tubes
Ultrasonics-Branson SFX250 Branson 101-063-966R 1/2" Solid Horn and 1/8" microtip 
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References

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Crespo, R., Koudstaal, W., Apetri, A. In Vitro Assay for Studying the Aggregation of Tau Protein and Drug Screening. J. Vis. Exp. (141), e58570, doi:10.3791/58570 (2018).
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