Улитковый имплантат хирургии и записи ответ электрически вызывали слуховой мозга мышей C57BL/6
Summary
Животные модели кохлеарных имплантатов можно заранее знания технологических основ лечения постоянным нейросенсорной тугоухости с электрической стимуляции. Это исследование представляет хирургический протокол для острой оглушительный и кохлеарной имплантации массива электродов в мышей, а также функциональной оценки с ответом слуховой ствола мозга.
Abstract
Кохлеарных имплантатов (СНГ) являются neuroprosthetic устройств, которые могут обеспечить чувство слуха для глухих людей. Однако CI не может восстановить все аспекты слуха. Совершенствование технологии имплантатов необходима если CI пользователи воспринимать музыку и выполнить в более естественных средах, таких как слуха, голоса с конкурирующими говоруны, размышления и другие звуки. Такое улучшение требует экспериментальных животных, чтобы лучше понять механизмы электрической стимуляции в улитки и его ответы в целом слуховой системы. Мышь является более привлекательной модели из-за многих генетических модели доступны. Однако ограниченное использование этого вида как модель CI — главным образом из-за сложности имплантации массивы небольшие электродный. Подробнее о хирургической процедуры, поэтому представляет большой интерес для расширения использования мыши в исследованиях CI.
В настоящем докладе мы подробно описать протокол для острой оглушительный и кохлеарной имплантации массива электродов в штамм мыши C57BL/6. Мы продемонстрировать функциональную эффективность этой процедуры с электрически вызывали слуховой мозга ответ (eABR) и примеры лицевого нерва стимуляции. Наконец, мы также обсудить важность включения оглушительный процедуры при использовании обычно слушание животных. Эта модель мыши предоставляет мощные возможности для изучения генетических и нейробиологических механизмов, которые будут иметь значение для пользователей CI.
Introduction
Кохлеарных имплантатов (СНГ) являются электронными устройствами, которые могут обеспечить чувство слуха для людей с тяжелой и глубокой потерей слуха. Он использует электроды, хирургически имплантированных в улитки внутреннего уха прямо стимулирует слуховой нерв. На сегодняшний день, CI является наиболее успешных сенсорные протеза и помогла более чем 600 000 человек во всем мире1. Однако устройство имеет недостатки. Во-первых льготы, предоставляемые устройства различаются среди получателей. Во-вторых речи в шумных условиях и музыки до сих пор плохо воспринимаются большинством пользователей CI.
На протяжении многих лет были использованы Животные модели лучше понять эти вопросы в CI исследований и постоянно улучшать безопасность и эффективность устройств. Модели дали ценную информацию о нескольких явлений, таких как пластиковые изменения в мозге происходят после имплантации CI2, эффект применения генной терапии для сохранения остаточного слуха3и биофизические свойства электрически стимулирует слуховой нерв4, среди многих других примеров.
Мышей являются мощной модели организма из-за большого доступность генетических моделей глухоты. Другие преимущества включают возможность манипулировать геном мыши (например, через систему ТРИФОСФАТЫ-Cas), возможность использовать передовые методы для изучения механизмов, особенно в мозг, уровень высоких репродукций, быстрое развитие визуализации и легко, разведение и обработки. Основные технические проблемы в выполнении операций CI в мышей являются небольшой размер улитки и наличие большой stapedial артерии (SA). SA обычно исчезает во время эмбрионального развития человека, но сохраняется на протяжении всей жизни в ряде грызунов, в том числе мышей, крыс и песчанок. SA работает ниже круглое окно нишу, которая затрудняет доступ к улитки и увеличивает риск хирургического.
Предыдущие исследования показали возможность имплантации CI в мышей5,6,7. Ирвинг et al. продемонстрировали, что хронический intracochlear электрической стимуляции может быть достигнуто на срок до одного месяца. Острый стимуляции также была исполнена, но записи не были представлены. Они показали, что прижигание stapedial артерии не оказало существенного влияния на Порог слышимости или количество нейронов ганглия спираль и актуальным применение аминогликозидов неомицин, ототоксических наркотиков, был оглушительным эффективной процедуры в 5мышей. СОКЕН et al. описано изменение спинной подход к мыши улитки через круглое окно лучше сохранить слух статус6. После вставки провода платины иридий значительного остаточного слуха наблюдалось увеличение аудитории мозга ответ порог (ABR) 28 дБ. Otoacoustic выбросы (ОАЭ) были потеряны в животных с большими ABR порог смены6. Мистри et al. тестирование функциональные и гистопатологические эффекты имплантация при отсутствии электрической стимуляции7. Даже несмотря на то, что слух был сохранен в 3 и 6 месяцев old имплантированных мышей на низких частотах, имплантации привело фиброз как ткани вокруг имплантата и osteoneogenesis вокруг bullostomy7.
Короче говоря из трех исследований по СНГ в мышей, только один демонстрирует функциональные запись CI стимуляции. Ирвинг и коллеги выполнены оба острых и хронических eABR записей, но только показали данные от хронической стимуляции CI5. Однако хронический модель с полностью Имплантируемые устройства разработаны, Ирвинг et al. является технически сложным. Это еще не известно, если острый CI стимуляции, менее сложной и быстрее, можно достичь аналогичных результатов.
Люди с тяжелой и глубокой потерей слуха, которые больше не выгоду от слуховых аппаратов используются СНГ. Животные модели для CI пользователей должен поэтому включать оглушительный процедура обычно услышав что животные используются. Еще одна причина, чтобы оглушить животных слуха является электрическая стимуляция глухих и слуха улитки производит различные нейронных ответов4,8,9,10,11, 12. Электрическая стимуляция глухих улитки непосредственно активирует волокон слухового нерва и создает electroneural ответ (α). Он характеризуется короткой задержки и небольшой динамический диапазон в периферии8,10. С другой стороны электрической стимуляции слушания улитки также возбуждает клетки волос в ответ electrophonic (β), которая характеризуется больше задержки и больше динамический диапазон4,11. Ответ electrophonic приписывается нормальной возбуждения в нервных волокон, внутренние клетки волос, электрически индуцированных сокращение внешних волосковых клеток и поколения путешествия волны4. Electroneural и electrophonic ответы также привести два деятельности различных структур в центральной нервной системы9. Сато et al. записал нейронов мозга CI имплантированных морской свинки, до и после оглушительный с неомицин, который устраняет electrophonic вклад. Они показали, что наклон-уровня функции был круче и стрельбы ставки в состояние оглушен выше по сравнению с слушания условие9. Таким образом в зависимости от исследования вопрос заявил, важно рассмотреть вопрос о включении оглушительный отдельных electrophonic и electroneural ответы на электрическая стимуляция слухового нерва.
Здесь мы описываем процедуры для острой оглушительный и кохлеарной имплантации массива электродов в мыши, а также функциональная запись intracochlear электростимуляция с электрически вызывали слуховой мозга ответ (eABR).
Protocol
Representative Results
Discussion
Эта рукопись описывает хирургический подход для острой оглушительный и кохлеарной имплантации в мыши, а также функциональной оценки CI стимуляции с ответом слуховой ствола мозга. Хотя мыши улитки является небольшим и сложной операции, модель мыши CI осуществимым и служит ценным инструментом в слуховой области исследований.
Stapedial артерии присутствует в среднем ухе мыши. Артерии входит буллы кзади медиально и проходит книзу в круглое окно нишу и затем главно овальное окно нишу. В процессе первоначальной разработки модели мыши мы испытали роковой интраоперационная кровотечения следующие травмы stapedial артерии, главным образом при доступе к буллы. Как следствие мы адаптированы более ограниченный подход и доступ буллы в небольших, изысканный рассечение шаги. Без дальнейших осложнений из-за кровотечения после этого наблюдались. Несмотря на тот факт, что stapedial артерии прижигания имеет статистически значимого влияния на Порог слышимости или количество нейронов ганглия спираль в мышей5, на наш взгляд это ненужным, до тех пор, пока большой заботы и внимания принимаются во время операции. Мы рекомендуем принимать необходимое время для тонкой психомоторных навыков и достичь технические знания. Среднее время от первоначального разреза к закрытию вокруг массива имплантированных электродов обычно составляет 1 – 1,5 ч.
Описанные острой CI хирургии в мышах похож на «вентральной» процедуры и круглое окно вставки, используемые в других грызунов, в том числе крыс и песчанок20,21,22. Другие грызунов исследования использовали «спинной подход» с базальной поворот cochleostomy вместо круглое окно вставки, избегая SA полностью и вставка массив более глубоко6,23,24. Имплантация хронической стимуляции Ассамблеи в мышах следует те же шаги, как описано в этом протоколе с добавлением Dacron сетки, чтобы исправить имплантата и послеоперационный уход5.
Основные технические проблемы при выполнении операции CI в мышей являются небольшой размер улитки, по сравнению с улитки крыс и песчанки и наличие большой SA. SA присутствует также в крыс, но не в песчанок. Кроме того поскольку мышей, меньше, чем крысы и песчанки, они более уязвимы для хирургических процедур.
Чтобы устранить electrophonic ответы в eABR записи и имитировать волосы ячейка потерь найден в большинство пользователей CI, мы оглушен животных перед вставкой CI. Мышей трудно Заглушающая ototoxically в естественных условиях25 , потому что системные концентрации аминогликозидов, требуется вызвать ототоксичность имеет узкий дозы окно: снижение дозы отданы несколько дней приводит к потери волос клеток, тогда как одной инъекции более высокие дозы могут быть смертельной26. Кроме того подверженность аминогликозидов является штамм зависимых26. Однако было показано, что разовая доза аминогликозидов в сочетании с мочегонным цикла может производить чрезмерного внешнего клетки волос потери в АЗВ/АКЮ мышей без фатальных последствий27. Смерть задержки внутренний клетки волос было сообщено в половине из всех cochleae рассмотрел27.
В этой рукописи мы использовали местное применение аминогликозидов неомицин Вдохновленный недавно создана для мышей C57BL/65протокола. Острый применение неомицина значительно увеличить порог слышимости вызывали нажмите на 46 дБ ± 6,1. Хотя это увеличение больше чем 35 дБ увеличение сообщили, Ирвинг и др. (предварительно против послеоперационный: 41.6 дБ ± 3.3 против 76,6 дБ ± 4,4, p = 0,02, n = 3) 5, мы достигли же пост оглушительный порог (75,7 dB 3.7 против 76,6 дБ ± 4,4). считается, что неомицин 0,05% к частичной потере слуха, главным образом, смерти быстрое внешние клетки волос, как внутренние клетки волос потери занимает больше времени, чтобы произойти27. Поэтому вполне возможно что electrophonic ответа, который создается как внутренняя и внешняя клетки волос4,8,9,10,11,12, только частично устранены в оглушен животных с остаточного слуха. Даже несмотря на то, что неомицин 0,05% (вес/объем) не уменьшается количество нейронов ганглия спираль 4 недели после оглушительный5, это еще неизвестно, если неомицин в нашей острой установки влияет волокон слухового нерва или способствует synaptopathy (потеря синапсов между внутренней клетки волос и типа я слухового нерва волокон). Еще один фактор неопределенности является, что актуальные неомицин лечение не может произвести равномерное распределение волос ячейка потерь по длине улитки. Будущие исследования должны ответить на эти вопросы.
В резюме растущее количество генетических моделей для человеческого слуха и биохимические имеющиеся инструменты сделать мыши модель привлекательной животных для слухового исследований, в том числе области СНГ.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Авторы хотели бы поблагодарить Пьер Stahl, дополнительных медицинских, Ницца, Франция, за обеспечение животных стимуляции платформы и советы по стимуляции парадигмы и Джеймс б. Фэллон и Эндрю K. Wise Бионика института, Мельбурн, Австралия, хирургические советы . Эта работа была поддержана грант от Швейцарский Национальный научный фонд (передачи грантов ЕИС до T.R.B.).
Materials
| Hardware | |||
| Sound-proof booth | IAC Acoustics, Winchester, UK | Mac-2 Enclosure RF Shielded Box 2A | |
| MF1 Speaker | Tucker Davis Technologies (TDT), FL, USA | ||
| PCB microphone | PCB Piezotronics, Inc, NY, USA | Model 378C01 | |
| Low impedance headstage | TDT, FL, USA | RA4LI | |
| Medusa pre-amplifier | TDT, FL, USA | RA4PA | |
| RZ6 auditory processor | TDT, FL, USA | ||
| Animal Stimulator Platform | ASP, Oticon Medical, Nice, France | ||
| Multimeter | Fluks | #115 | |
| Surgical equipment | |||
| Closed-loop heating pad | FHC, Inc. ME, USA | ||
| Eye ointment | Alcon, CH | Lacrinorm Augengel | |
| Acoustic foam | Otoform Ak, Dreve Otoplastik GmbH | #464 | |
| Disposable subdermal needle electrodes | Horizon, Rochester Electro-Medical Inc. | S83018-R9, 27G | |
| Self-retaining retractor tool (Mini Collibri Retractor) | Fine Science Tools | #17000-01 | |
| Suction wedges | Agnthos, SE | #42-886-460 | |
| Absorbable paper point (Medium) | WPI, FL, USA | #504182 | |
| Intracochlear electrode array | Bionics Institute, Melbourne, Australia | 4 channel | |
| Spongostan Standard | Ferrosan Medical Devices | #MS0002 | |
| Tissue glue. Loctite 4161 Superbond | Henkel | Part No 19743 | |
| Animal Stimulator Platform (ASP) | Oticon Medical, Nice, France | ||
| Drugs/chemicals | |||
| Ketamine (Narketan) | Provet AG, CH | 100mg/mL, #VQ_320265 | |
| Xylazine (Rompun) | Provet AG, CH | Inj Diss 2%, # 1315 | |
| Bupivacaine | Compendium, CH | Bupivacain Sintetica inj Diss 0.5% | |
| Atropine (Atropinesulfat Amino) | Amino AG, CH | 1 mg/ml | |
| Betadine (Povidone/iodine) | Provedic, CH | ||
| Neomycin (Neomycin trisulfate salt) | Sigma | N1876-25G, Lot#WXBB7516V | |
| Software | |||
| BioSigRZ | TDT, FL, USA | ||
| Matlab | MathWorks, MA, USA | ||
| ASP software | Oticon Medical, Nice, France |
References
- The-Ear-Foundation. . Cochlear Implants Update. , (2018).
- Fallon, J. B., Irvine, D. R. F., Shepherd, R. K. Cochlear Implants and Brain Plasticity. Hearing Research. 238 (1-2), 110-111 (2008).
- Pfingst, B. E., et al. Neurotrophin Gene Therapy in Deafened Ears with Cochlear Implants: Long-term Effects on Nerve Survival and Functional Measures. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 18 (6), 731-750 (2017).
- Miller, C. A., et al. Electrical excitation of the acoustically sensitive auditory nerve: single-fiber responses to electric pulse trains. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 7 (3), 195-210 (2006).
- Irving, S., et al. Cochlear implantation for chronic electrical stimulation in the mouse. Hearing Research. 306, 37-45 (2013).
- Soken, H., et al. Mouse cochleostomy: a minimally invasive dorsal approach for modeling cochlear implantation. Laryngoscope. 123 (12), E109-E115 (2013).
- Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion. Hearing Research. 312, 81-90 (2014).
- Hartmann, R., Topp, G., Klinke, R. Discharge patterns of cat primary auditory fibers with electrical stimulation of the cochlea. Hearing Research. 13 (1), 47-62 (1984).
- Sato, M., Baumhoff, P., Kral, A. Cochlear Implant Stimulation of a Hearing Ear Generates Separate Electrophonic and Electroneural Responses. The Journal of Neuroscience. 36 (1), 54-64 (2016).
- Pfingst, B. E., Spelman, F. A., Sutton, D. Operating ranges for cochlear implants. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 89 (2), (1980).
- Miller, C. A., Hu, N., Zhang, F., Robinson, B. K., Abbas, P. J. Changes across time in the temporal responses of auditory nerve fibers stimulated by electric pulse trains. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 122-137 (2008).
- Shepherd, R. K., Javel, E. Electrical stimulation of the auditory nerve. I. Correlation of physiological responses with cochlear status. Hearing Research. 108 (1-2), 112-144 (1997).
- Akil, O., Oursler, A. E., Fan, K., Lustig, L. R. Mouse Auditory Brainstem Response Testing. Bio Protocol. 6 (6), (2016).
- Willott, J. F. Measurement of the auditory brainstem response (ABR) to study auditory sensitivity in mice. Current Protocols in Neuroscience. Chapter 8 (Unit 8.21B. , (2006).
- TDT. . ABR User Guide: A Guide to ABR Testing with the System 3 RZ6. , (2017).
- Muller, M., von Hunerbein, K., Hoidis, S., Smolders, J. W. A physiological place-frequency map of the cochlea in the CBA/J mouse. Hearing Research. 202 (1-2), 63-73 (2005).
- Cushing, S. L., Papsin, B. C., Gordon, K. A. Incidence and characteristics of facial nerve stimulation in children with cochlear implants. Laryngoscope. 116 (10), 1787-1791 (2006).
- Berrettini, S., Vito, D. A., Bruschini, L., Passetti, S., Forli, F. Facial nerve stimulation after cochlear implantation: our experience. Acta Otorhinolaryngologica Italica. 31 (1), 11-16 (2011).
- Hu, H., Kollmeier, B., Dietz, M. Reduction of stimulation coherent artifacts in electrically evoked auditory brainstem responses. Biomedical Signal Processing and Control. 21, 74-81 (2015).
- Wiegner, A., Wright, C. G., Vollmer, M. Multichannel cochlear implant for selective neuronal activation and chronic use in the free-moving Mongolian gerbil. Journal of Neuroscience Methods. 273, 40-54 (2016).
- Hessel, H., et al. Meriones unguiculatus (Gerbil) as an animal model for the ontogenetic cochlear implant research. American Journal of Otolaryngology. 18 (S21), (1997).
- Pinilla, M., Ramirez-Camacho, R., Jorge, E., Trinidad, A., Vergara, J. Ventral approach to the rat middle ear for otologic research. Otolaryngology Head Neck Surgery. 124 (5), 515-517 (2001).
- King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants. Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).
- Lu, W., Xu, J., Shepherd, R. K. Cochlear implantation in rats: a new surgical approach. Hearing Research. 205 (1-2), 115-122 (2005).
- Poirrier, A. L., et al. Ototoxic drugs: difference in sensitivity between mice and guinea pigs. Toxicology Letters. 193 (1), 41-49 (2010).
- Wu, W. J., et al. Aminoglycoside ototoxicity in adult CBA, C57BL and BALB mice and the Sprague-Dawley rat. Hearing Research. 158 (1-2), 165-178 (2001).
- Taylor, R. R., Nevill, G., Forge, A. Rapid hair cell loss: a mouse model for cochlear lesions. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 9 (1), 44-64 (2008).
