Summary

토끼 모형에 있는 최적 배아 단계에서 최소 침 습 배아 이식 및 배아 확산

Published: May 16, 2019
doi:

Summary

보조 생식 기술 (ARTs)은 결과를 개선 하 고 관련 위험을 줄이기 위해 지속적인 평가를 하 고 있습니다. 이 원고는 인간 재생의 이상적인 동물 모델로 서 토끼의 사용을 허용 하는 효율적인 냉동 보존 프로토콜을 가진 최소 침 습 배아 전달 절차를 설명 합니다.

Abstract

시험관 내 배아 배양 또는 배아 동결 보존과 같은 보조 생식 기술 (ARTs)은 출산 및 출생 후의 결과와 함께 자연 개발 패턴에 영향을 미칩니다. 예술 응용 프로그램의 무해 함을 보장 하기 위해 동물 모델에 대 한 연구가 필요 합니다. 또한, 마지막 단계로, 태아 발달 연구는 완전 한 건강 한 자손을 개발 하는 그들의 능력의 평가를 요구 합니다. 여기에서 자 궁으로의 배아 전달은 예술 관련 실험을 수행 하는 데 필수적입니다.

토끼는 한 세기 이상 동안 포유류 재생을 연구 하는 모델 유기 체로 사용 되었습니다. 인간 종과 그것의 작은 크기 및 낮은 유지 관리 비용에 대 한 계통 적 근접성 외에도 유도 배 란, 인간과 유사한 초기 배아 개발의 연대기 및 짧은 임신과 같은 중요 한 생식 특성을가지고 있습니다. 그것은 우리가 쉽게 예술 응용 프로그램의 결과를 연구 할 수 있도록. 더욱이, 예술 (예를 들어, 내과 세포 정자 주사, 배아 배양 또는 동결 보존)은이 종에서 적절 한 효율로 적용 된다.

본 기사에 제시 된 복 강경 배아 전달 기술 및 동결 보존 프로토콜을 사용 하 여, 우리는 1) 쉽게, 최소 침 습 적 기술 및 2) 토끼의 장기 저장을 위한 효과적인 프로토콜을 통해 배아를 전달 하는 방법을 설명 배아는 시간-유연한 물류 용량 및 샘플을 수송 할 수 있는 능력을 제공 한다. 다른 발달 단계에서 토끼 배아를 양도 한 후 얻어진 결과는 모 룰라가 토끼 배아 회복 및 전달에 이상적인 단계 임을 나타냅니다. 따라서, 외 과적 배아 전달은 수술 절차를 정당화 해야 합니다. 또한, 토끼 모 루 애는 성공적으로 유리 화 되 고 복 강경 전이 되어 기술 된 기술의 효과를 입증 합니다.

Introduction

인간 불모를 우회 하거나 높은 유전 가치를 가진 가축의 보급을 개량 하 고 동물성 유전 자원을 보전 하는의 목표를 가진, 일련의 기술의 세트는, 초 배 란과 같은 원조 재생산 기술 이라고 불렀습니다 시험관 내 시비, 배아 배양 또는 냉동 보존은1,2로 개발 되었다. 현재, 호르몬 치료는 난소를 자극 하 고 다 수의 배 승 난소 모 낭을 생성 하기 위하여 주어 집니다1. 이들 여 포 로부터 채취 된 난 모 세포는 냉동 보존 되거나 대리 모 (3)로 이송 될 때까지 시험관 내에서 성숙, 수정 및 개발 될 수 있다. 그러나, 이러한 치료법 중에,가 및 zygotes는 이러한 조건4,5에서 생존 하기 위해 배아 적응이 필요할 수 있는 일련의 비 생리 적 과정에 노출 된다. 이 적응은 유전자 발현 및 발달 프로그래밍6에서 배아 변화를 허용 하는 초기 배아가 소성으로 인해 가능 합니다. 그러나, 이러한 수정은 성인이 될 때까지 배아 발달의 후속 단계에 영향을 미칠 수 있고, 지금 널리 방법, 타이밍, 냉동 보존 절차 또는 배양 조건이 배아 운명에 다른 결과를 보여줍니다7 , 8. 따라서 예술의 특정 한 유도 효과를 밝히기 위해 잘 특성화 된 동물 모델을 사용 하는 것은 불가피 합니다.

포유동물 배아의 전사 로부터 발생 되는 최초 기록 된 살아있는 출생은 18909에서 일어났다. 오늘날, 대리 여성에 대 한 배아 이식 (ET)은 후속 배아 개발 단계10에 이식 하는 동안 당해 유발 효과를 연구 하는 중요 한 단계 이다. ET 기술은 각 동물의 크기 및 해부학 적 구조에 따라 달라 집니다. 대형 동물 모델의 경우, transcervical 비 수술 ET 기술에 의해 ET을 수행 할 수 있었지만, 자 궁 경부의 작은 크기의 카 테 터는 더 복잡 하 고 외과 기술이 자주 사용 됩니다11. 그러나 외과 ET는 혈액이 자 궁 루멘을 침범 하 여 태아 죽음10을 일으키는 원인이 되기 때문에 이식 및 배아 발달을 손상 시킬 수 있는 출혈 발생할 수 있습니다. Transcervical 비 수술 적 ET 기술은 인간, 개 코 원숭이, 소, 돼지 및 생쥐12,13,14,15,17에 여전히 적용 되지만 외과 ETs는 여전히 염소, 양 또는 기타 동물 들과 같은 종에서 사용 되 고 있으며이는 추가로 어려움을 겪고 있다10,18,19,20토끼와 같은 (2 독립 cervices) 또는 마우스 (작은 크기). 그럼에도 불구 하 고, 외과 적 전달 방법은 점차적으로 덜 침 습 적 방법으로 대체 되는 경향이 있습니다. 내 시경은 토끼, 돼지 및 작은 반추 위 제18,19,20등에서 배아를 전달 하는데 사용 되었다. 이러한 최소 침 습 내 시경 검사 법은 토끼에 필수적 이며 일부 종20에서 유익한 효과를 입증 한 infundibulum을 통해 암 울 라로 배아를 전달 하는 데 사용할 수 있습니다. 이것은 oviduct에 있는 초기 배아 단계 도중 태아와 어머니 사이 정확한 대화의 중요성에 근거를 두고 있습니다. 위에서 언급 한 바와 같이, 배아를 통해 이식 하는 동안 토끼에서 일어나는 배아 리 모델링은 이식22,23을 할 수 있는 배아를 달성 하는 것이 필수적 이다.

소 등의 대형 동물 모델은 생화학 적 및 이식 기능이 인간 종24와 유사 하기 때문에 흥미롭습니다. 그러나, 큰 동물은 예비 실험에서 사용 하기에는 너무 비싸지 고, 설치류는 실험실 연구25에 대 한 이상적인 모델로 간주 됩니다 (76% 모델 생물은 설치류). 그럼에도 불구 하 고, 토끼 모델은 생식 연구에서 설치류에 비해 몇 가지 장점을 제공 합니다, 인간에 의해 전시 된 일부 생식 생물학 과정은 쥐 보다 토끼에서 더 유사 하다. 인간과 토끼는 유사한 연대순으로 배아 게놈 활성화, gastrulation 및 혈우병 태 반 구조를 제시 한다. 또한, 토끼를 사용 하는 것은 그들의 배 란 (25)의 유도로 인 한 풍부 하 게 함 및 임신 단계의 정확한 타이밍을 알 수 있다. 토끼 라이프 사이클은 짧고, 31 일에 임신을 완료 하 고 약 4-5 개월에 사춘기에 도달; 동물의 유 순 및 비 공격적인 행동으로 인해 취급이 용이 하 고, 그 유지는 큰 동물의 비용에 비해 매우 경제적 이다. 더욱이, 토끼는 두 개의 독립적인 서 비 세스11,25를 가진 이중 자 궁을가지고 있다는 것을 언급 하는 것이 중요 합니다. 이것은 다른 실험 군의 배아가 동일한 동물로, 그러나 다른 자 궁 경적으로 전달 될 수 있기 때문에, 특혜 위치에 토끼를 배치 합니다. 이것은 우리가 결과에서 모성 요인을 감소, 두 실험 효과를 비교할 수 있습니다.

오늘, 비 외과 ET 방법은 토끼에 사용 되지 않습니다. Transcervical ET 기술을 사용 하 여 90 년대 후반에 수행 된 일부 연구는 외과 적 방법으로 5.5% ~ 20.0%,26 ~ 50-65%에 이르는 낮은 납품 율을 초래 했으며, 그 중에서 복 강경 수술 절차 베 센 펠 더와 브 렘18. 토끼에서 이러한 비 수술 ET 방법의 낮은 성공률은 transcervical ET에서 피할 수 있는 oviduct에 필요한 배아 리 모델링의 부족과 일치 합니다. 여기서, 우리는 모델 유기 체로 서 토끼를 사용 하는 효과적인 최소 침 습 복 강경 ET 절차를 설명 한다. 이 기술은 큰 동물 및 인간에서 추가 생식 연구를 위한 모델을 제공 합니다.

토끼는 특히 배아 이식에 대 한 좁은 시간 윈도우를가지고 있기 때문에,이 종에서는 ET에서 배아의 발달 단계와 수용자 (27)의 생리 적 상태 사이에 높은 수준의 동기화가 필요 하다. 어떤 경우에는 배아 개발을 느리게 하는 생식 치료 (예: 시험관 내 문화) 또는 자궁내 막 감수 (예: 배 란 치료)를 변경 하는 경우 배아와 모계 자 궁 사이에는 동기화가 없습니다. 이러한 상황은 결과에 부정적인 영향을 줄 수 있습니다. 이러한 맥락에서 응답 하기 위해, 우리는 실험을 일시 중지, 구성 및 재개 할 수 있는 효과적인 토끼 모 룰라 유리 화 프로토콜을 설명 합니다. 이 과정은 재생산 연구를 위해로 서 바람직 하 고 우리에 게 그들의 수송을 허용 하는 배아의 장기 저장을 위한 능력을 줍니다. 복 강경 절차 및 냉동 보존 전략은 적은 동물 연구의 더 나은 계획을 할 수 있습니다. 따라서, 우리의 방법론은 위생 적이 고 경제적 인 이점을 제공 하 고 실험 동물의 인간 치료를 개선 한다는 명시 된 목표로 동물 연구의 3Rs (교체, 감소 및 정제)의 개념을 준수 합니다. 따라서, 이러한 방법으로, 토끼는 생체 내 생식 분석을 위한 이상적인 모델 유기 체를 구성 한다.

Protocol

이 연구에서 사용 된 모든 실험 절차는 동물 실험을 위한 지침 2010/63/EU EEC에 따라 수행 되었으며, 시고요 Politècnica 드 València의 동물 들과 실험을 위한 윤리적 위원회에 의해 검토 및 승인 되었습니다. 스페인 (연구 코드: 2015/VSC/완두콩/00170) XGD, FMJ, MPVC 및 JSV는 동물 실험을 위해 발렌시아 정부 행정부가 발급 한 인증 인증서를 보유 하 고 있습니다. XGD는 실험 중에 동물의 복지와 보살 핌을 현장에?…

Representative Results

최소 침 습 복 강경은 생식 연구를 위한 가장 좋은 모델 동물 중 토끼를 배치 하는 신선 또는 유리 화 된 배아의 전송. 표 1 은 전이 된 배아의 상이한 발달 단계 (도 4)에서의 신선한 ET의 결과를 보여준다. 출생 시 생존 율 (새끼를 초래 하는 배아의 퍼센트)은이 논문에 기술 된 복 강경 기법의 효능을 입증 했습니다. 더 높은 값은 초기에 또…

Discussion

최초에 기록 된 살아있는 출생 사건부터 배아9까지,이 기술과 토끼 종은 생식 연구에서 매우 중요 한 역할을 하 게 되었습니다. 게다가, 조작, 생산, 냉동 보존 을 포함 하는 배아 연구 연구는 건강 한 전체 기간 자식을 생성 하는 배아 용량의 평가를 마지막 단계로 요구 합니다. 따라서 배아 전달 기법은13,28에 필수적 이다. 수 …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 저작물은 스페인의 경제 및 경쟁력을 갖춘 기금 (AGL2017-85162)과 발렌시아 나 연구 2014/036 프로그램에서의 자금으로 지원 되었습니다. N. 마 오 완 영어 텍스트 버전 수정

Materials

Bovine Serum Albumin (BSA) VWR 332
Buprenorphine hydrochloride Alvet Escartí 626 To be ordered by a licensed veterinarian.
Buserelin Acetate Sigma Aldrich B3303
Clorhexidine digluconate soap Alvet Escartí 0265DCCJ500B
Clorhexidine digluconate solution Alvet Escartí 0265DCCA500B
CO2 Air Liquide 99921 CO2 N48.
CO2 Incubator Fisher scientific 15385194
Dimethyl Sulfoxide Sigma Aldrich W387509
Dulbecco’s phosphate-buffered saline (DPBS) Sigma Aldrich D5773 Without calcium chloride.
Electric razor Oster Golden A5 078005-140-002
Endoscope camera Optomic Spain S.A OP-714
Endoscope trocar with silicone leaflet valve Karl Storz Endoscopia Ibérica S.A. 30114GK Lightweight trocar model.
Enrofloxacin Alvet Escartí 9993046 To be ordered by a licensed veterinarian.
Epicraneal needle 23G Alvet Escartí 514056353 Smaller needles can be also used.
Epidural catheter Vygon corporate 187.10
Epidural needle Vygon corporate 187.10
Ethylene Glycol Sigma Aldrich 102466-M
Eye ointment Alvet Escartí 5273
Ketamine hydrochloride Alvet Escartí 184 To be ordered by a licensed veterinarian.
Laparoscopy equipment Karl Storz Endoscopia Ibérica S.A. 26003 AA Hopkins® Laparoscope, 0º-mm straight-viewing laparoscope, 30-cm length, 5-mm working channel.
Light source Optomic Spain S.A Fibrolux 250
Liquid Nitrogen Air Liquide P1505XXX
Mechanical CO2 insufflator Karl Storz Endoscopia Ibérica S.A. Endoflator®
Meloxicam Alvet Escartí 9993501 To be ordered by a licensed veterinarian.
Petri dishes, 35-mm Sigma Aldrich CLS430165-500EA
Plastic dressing (Nobecutan) IBOR medica 7140028
Plastic Straw 0.25 mL IMV – technologies 6431
Povidone iodide solution Alvet Escartí 02656DPYS500S
Scissors ROBOZ RS-5880 Any regular surgical grade steel small straight scissors will work.
Silicone tube for insufflator Karl Storz Endoscopia Ibérica S.A. 20400040
Stereomicroscope Leica MZ16F There are cheaper options such as Leica MZ8 or Nikon SMZ-10 or SMZ-2B, to name a few.
Sterile Gloves Alvet Escartí 087GL010075
Sterile gown Alvet Escartí 12261501
Sterile mask Alvet Escartí 058B15924B
Straw Plug IMV – technologies 6431
Sucrose Sigma Aldrich S7903
Syringe, 1-mL Fisher scientific 11750425
Syringe, 5-mL Fisher scientific 11773313
Urinary catheter IMV – technologies 17722
Waterbath RAYPA BAE-4
Xylazine Alvet Escartí 525225 To be ordered by a licensed veterinarian.
Rabbits Universitat Politècnica de València Line A Other maternal lines, such as Line V or Line HP can be used.

References

  1. Chen, M., Heilbronn, L. K. The health outcomes of human offspring conceived by assisted reproductive technologies (ART). Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 8 (4), 388-402 (2017).
  2. Lavara, R., Baselga, M., Marco-Jiménez, F., Vicente, J. S. Embryo vitrification in rabbits: Consequences for progeny growth. Theriogenology. 84 (5), 674-680 (2015).
  3. Sirard, M. A. The influence of in vitro. fertilization and embryo culture on the embryo epigenetic constituents and the possible consequences in the bovine model. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 8 (4), 411-417 (2017).
  4. Feuer, S. K., Rinaudo, P. F. Physiological, metabolic and transcriptional postnatal phenotypes of in vitro. fertilization (IVF) in the mouse. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 8 (4), 403-410 (2017).
  5. Jiang, Z., et al. Genetic and epigenetic risks of assisted reproduction. Best Practice & Research: Clinical Obstetrics & Gynaecology. 44, 90-104 (2017).
  6. Fleming, T. P., Velazquez, M. A., Eckert, J. J. Embryos, DOHaD and David Barker. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 6 (5), 377-383 (2015).
  7. Sparks, A. E. Human embryo cryopreservation-methods, timing, and other considerations for optimizing an embryo cryopreservation program. Seminars in Reproductive Medicine. 33 (2), 128-144 (2015).
  8. Swain, J. E. Optimal human embryo culture. Seminars in Reproductive Medicine. 33 (2), 103-117 (2015).
  9. Heape, W. Preliminary note on the transplantation and growth of mammalian ova within a uterine foster-mother. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 48, 457-459 (1890).
  10. Bermejo-Alvarez, P., Park, K. E., Telugu, B. P. Utero-tubal embryo transfer and vasectomy in the mouse model. Journal of Visualized Experiments. (84), e51214 (2014).
  11. Kidder, J. D., Roberts, P. J., Simkin, M. E., Foote, R. H., Richmond, M. E. Nonsurgical collection and nonsurgical transfer of preimplantation embryos in the domestic rabbit (Oryctolagus cuniculus) and domestic ferret (Mustela putorius furo). Journal of Reproduction and Fertility. 116 (2), 235-242 (1999).
  12. Tıras, B., Cenksoy, P. O. Practice of embryo transfer: recommendations during and after. Seminars in Reproductive Medicine. 32 (4), 291-296 (2014).
  13. Cui, L., et al. Transcervical embryo transfer in mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 53 (3), 228-231 (2014).
  14. Moreno-Moya, J. M., et al. Complete method to obtain, culture, and transfer mouse blastocysts nonsurgically to study implantation and development. Fertility and Sterility. 101 (3), e13 (2014).
  15. Hasler, J. F. Forty years of embryo transfer in cattle: a review focusing on the journal Theriogenology, the growth of the industry in North America, and personal reminisces. Theriogenology. 81 (1), 152-169 (2014).
  16. Bauer, C. The baboon (Papio sp.) as a model for female reproduction studies. Contraception. 92 (2), 120-123 (2015).
  17. Martinez, E. A., et al. Nonsurgical deep uterine transfer of vitrified, in vivo-derived, porcine embryos is as effective as the default surgical approach. Science Reports. 5, 10587 (2015).
  18. Besenfelder, U., Brem, G. Laparoscopic embryo transfer in rabbits. Journal of Reproduction and Fertility. 99, 53-56 (1993).
  19. Besenfelder, U., Mödl, J., Müller, M., Brem, G. Endoscopic embryo collection and embryo transfer into the oviduct and the uterus of pigs. Theriogenology. 47 (5), 1051-1060 (1997).
  20. Besenfelder, U., Havlicek, V., Kuzmany, A., Brem, G. Endoscopic approaches to manage in vitro and in vivo embryo development: use of the bovine oviduct. Theriogenology. 73 (6), 768-776 (2010).
  21. Fonseca, J. F., et al. Nonsurgical embryo recovery and transfer in sheep and goats. Theriogenology. 86 (1), 144-151 (2016).
  22. Denker, H. W. Structural dynamics and function of early embryonic coats. Cells Tissues Organs. 166, 180-207 (2000).
  23. Marco-Jiménez, F., López-Bejar, M. Detection of glycosylated proteins in rabbit oviductal isthmus and uterine endometrium during early embryo development. Reproduction in Domestic Animals. 48 (6), 967-973 (2013).
  24. Ménézo, Y. J., Hérubel, F. Mouse and bovine models for human IVF. Reproductive BioMedicine Online. 4 (2), 170-175 (2002).
  25. Fischer, B., Chavatte-Palmer, P., Viebahn, C., Navarrete Santos, A., Duranthon, V. Rabbit as a reproductive model for human health. Reproduction. 144 (1), 1-10 (2012).
  26. Besenfelder, U., Strouhal, C., Brem, G. A method for endoscopic embryo collection and transfer in the rabbit. Zentralbl Veterinarmed A. 45 (9), 577-579 (1998).
  27. Daniel, N., Renard, J. P. Embryo transfer in rabbits. Cold Spring Harbor Protocols. 2010 (1), (2010).
  28. Saenz-de-Juano, M. D., et al. Vitrification alters rabbit foetal placenta at transcriptomic and proteomic level. Reproduction. 147 (6), 789-801 (2014).
  29. Green, M., Bass, S., Spear, B. A device for the simple and rapid transcervical transfer of mouse embryos eliminates the need for surgery and potential post-operative complications. Biotechniques. 47 (5), 919-924 (2009).
  30. Duan, X., Li, Y., Di, K., Huang, Y., Li, X. A nonsurgical embryo transfer technique in mice. Sheng Wu Gong Cheng Xue Bao. 32 (4), 440-446 (2016).
  31. Denker, H. W., Gerdes, H. J. The dynamic structure of rabbit blastocyst coverings. I. Transformation during regular preimplantation development. Anatomy and Embryology. 157, 15-34 (1979).
  32. Seidel, G. E., Bowen, R. A., Kane, M. T. In vitro fertilization, culture and transfer of rabbit ova. Fertility and Sterility. 27, 861-870 (1976).
  33. Binkerd, P. E., Anderson, G. B. Transfer of cultured rabbit embryos. Gamete Research. 2, 65-73 (1979).
  34. Murakami, H., Imai, H. Successful implantation of in vitro cultured rabbit embryos after uterine transfer: a role for mucin. Molecular Reproduction and Development. 43, 167-170 (1996).
  35. Techakumphu, M., Wintenberger-Torrèsa, S., Sevelleca, C., Ménézo, Y. Survival of rabbit embryos after culture or culture/freezing. Animal Reproduction Science. 13 (3), 221-228 (1987).
  36. Gitzelmann, C. A., et al. Cell-mediated immune response is better preserved by laparoscopy than laparotomy. Surgery. 127 (1), 65-71 (2000).
  37. Huang, S. G., Li, Y. P., Zhang, Q., Redmond, H. P., Wang, J. H., Wang, J. Laparotomy and laparoscopy diversely affect macrophage-associated antimicrobial activity in a murine model. BMC Immunology. 14, 27 (2013).
  38. Marco-Jiménez, F., Jiménez-Trigos, E., Almela-Miralles, V., Vicente, J. S. Development of Cheaper Embryo Vitrification Device Using the Minimum Volume Method. Public Library of Science One. 11 (2), e0148661 (2016).
  39. Marco-Jiménez, F., Jiménez-Trigos, E., Lavara, R., Vicente, J. S. Generation of live offspring from vitrified embryos with synthetic polymers supercool X-1000 and Supercool Z-1000. CryoLetters. 35, 286-292 (2014).
  40. Marco-Jiménez, F., Jiménez-Trigos, E., Lavara, R., Vicente, J. S. Use of cyclodextrins to increase cytoplasmic cholesterol in rabbit embryos and their impact on live KITs derived from vitrified embryos. Cryoletters. 35, 320-326 (2014).
  41. Marco-Jiménez, F., Lavara, R., Jiménez-Trigos, E., Vicente, J. S. In vivo development of vitrified rabbit embryos: Effects of vitrification device, recipient genotype, and asynchrony. Theriogenology. 79 (7), 1124-1129 (2013).
  42. Vicente, J. S., et al. Rabbit morula vitrification reduces early foetal growth and increases losses throughout gestation. Cryobiology. 67, 321-326 (2013).
  43. Viudes-de-Castro, M. P., Marco-Jiménez, F., Cedano-Castro, J. I., Vicente, J. S. Effect of corifollitropin alfa supplemented with or without Lh on ovarian stimulation and embryo viability in rabbit. Theriogenology. 98, 68-74 (2017).
  44. Saenz-de-Juano, M. D., et al. Vitrification alters at transcriptomic and proteomic level rabbit foetal placenta. Reproduction. 147, 789-801 (2014).
  45. Saenz-de-Juano, M. D., Marco-Jimenez, F., Viudes-de-Castro, M. P., Lavara, R., Vicente, J. S. Direct comparison of the effects of slow freezing and vitrification on late blastocyst gene expression, development, implantation and offspring of rabbit morulae. Reproduction in Domestic Animals. 49, 505-511 (2014).
  46. Lavara, R., Baselga, M., Marco-Jiménez, F., Vicente, J. S. Long-term and transgenerational effects of cryopreservation on rabbit embryos. Theriogenology. 81, 988-992 (2014).
  47. Saenz-de-Juano, M. D., Marco-Jiménez, F., Vicente, J. S. Embryo transfer manipulation cause gene expression variation in blastocysts that disrupt implantation and offspring rates at birth in rabbit. European Journal of Obstetrics & Gynecology and Reproductive Biology. 207, 50-55 (2016).
  48. Roque, M., Valle, M., Kostolias, A., Sampaio, M., Geber, S. Freeze-all cycle in reproductive medicine: current perspectives. JBRA Assisted Reproduction. 21 (1), 49-53 (2017).
  49. Tsunoda, Y., Soma, T., Sugie, T. Effect of post-ovulatory age of recipient on survival of frozen-thawed rabbit morulae. Journal of Reproduction and Fertility. 65 (2), 483-487 (1982).
  50. Vanderzwalmen, P., et al. Births after vitrification at morula and blastocyst stages: effect of artificial reduction of the blastocoelic cavity before vitrification. Human Reproduction. 17 (3), 744-751 (2002).
  51. Lavara, R., Baselga, M., Vicente, J. S. Does storage time in LN2 influence survival and pregnancy outcome of vitrified rabbit embryos?. Theriogenology. 76 (4), 652-657 (2011).

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Garcia-Dominguez, X., Marco-Jimenez, F., Viudes-de-Castro, M. P., Vicente, J. S. Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model. J. Vis. Exp. (147), e58055, doi:10.3791/58055 (2019).

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