Détermination du taux d’argile/cyanobactéries venait s’installer
Summary
L’interaction et la sédimentation de l’argile et les cellules bactériennes dans le domaine maritime, observé en milieu naturel, peuvent être mieux étudiées dans un environnement de laboratoire contrôlées. Nous décrivons ici un protocole détaillé qui décrit une nouvelle méthode pour mesurer le taux de sédimentation d’argile et de cyanobactéries venait.
Abstract
Les mécanismes qui sous-tendent la déposition de grain fin, sédiments riches en matière organique sont encore largement débattues. Plus précisément, l’impact de l’interaction des particules d’argile avec réactifs cellules cyanobactéries planctoniques à l’enregistrement sédimentaire est moins étudié. Cette interaction est un contributeur majeur potentiellement à des modèles de schiste sédimentaire. Dans un cadre de laboratoire, les taux de floculation et de la sédimentation de ces matériaux peuvent être examinés et mesurés dans un environnement contrôlé. Ici, nous détaillons un protocole permettant de mesurer la vitesse de sédimentation des mélanges d’argile cyanobacterial. Cette méthodologie est démontrée par le biais de la description des expériences deux modèles : le premier utilise le kaolin (une forme déshydratée de la kaolinite) et Synechococcus SP PCC 7002 (une cyanobactéries coccoïdes marines), et le second kaolin et Synechocystis SP PCC 6803 (une d’eau douce cyanobactéries coccoïdes). Cultures de cyanobactéries sont mélangés avec des quantités variables d’argile dans un appareil réservoir spécialement optimisé pour permettre la vidéo continu et en temps réel et enregistrement photographique. Les procédures d’échantillonnage sont détaillées ainsi qu’un protocole après le prélèvement pour la mesure précise de la chlorophylle a qui peut déterminer la concentration de cellules de cyanobactéries restant en suspension. Grâce à la réplication expérimentale, un profil est construit qui affiche la vitesse de sédimentation.
Introduction
À l’aide de conditions environnementales actuelles et les processus de déduire au-delà des mécanismes de sédimentation est depuis longtemps un fondement de la sédimentologie. Tandis que les analogues de sédimentation modernes, tels que la mer Noire, ont été utilisés pour comprendre la déposition de dépôts riches en matière organique, à grain fins, des expériences en laboratoire ont le potentiel pour faire la lumière supplémentaire sur l’origine des gisements de schiste. Une zone d’enquête dans la genèse des argiles noires est le taux de dépôt et le mécanisme de formation initiale. Traditionnellement, on a émis l’hypothèse que les argiles noires forment dans les environnements où la vitesse de sédimentation, la productivité primaire et taux de matière organique respiration favorisent la préservation de la matière organique dans les sédiments1,2 ,3. Cependant, le rôle des cyanobactéries et floculation de l’argile est resté en grande partie sans se faire remarquer. Ce mécanisme de floculation permettrait de dépôt rapide des sédiments riches en matière organique, à grain fins de se produire et ne nécessite pas de pauvre en oxygène. Compte tenu de ce principe, ce protocole a deux buts : 1) mesurer la vitesse de sédimentation de venait de cyanobactéries/argile et 2) visualiser le processus de sédimentation en temps réel. Cette méthodologie, en plus de l’analyse géochimique, a servi à démontrer que cette floculation de cyanobactéries/argile peut en fait être un important mécanisme de schiste formation1. Alors qu’initialement prévu pour la modélisation des dépôts de schiste, cette méthode est applicable à d’autres disciplines telles que la biologie et l’assainissement de l’environnement où l’influence de l’entrée de l’argile sur le métabolisme bactérien et de la population doivent être mesurés.
De nombreuses études ont été menées afin d’observer la floculation de cyanobactéries et d’argile, pour atténuer les efflorescences algales nuisibles2,3,4,5,6,7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 1 2. Toutefois, tout en mesurant la concentration cellulaire au fil du temps, ces études n’ont pas appliquées floculation de cyanobactéries/argile à la modélisation de la déposition de l’enregistrement de la roche. Par conséquent, ces études n’ont pas un composant visuel, qui peut être critique quand passé sédimentologiques des processus de modélisation. En outre, la plupart des études utilise comptage cellulaire (p. ex., Pan et al. 11), qui peut être laborieux. Notre méthode, avec les progrès récents dans la mesure de floculation cyanobactérie, détermine les changements dans la concentration cellulaire de cyanobactéries en mesurant la chlorophylle a (Chl a) à intervalles de temps discrets. Appariement de Chl une mesure avec données visuelles est une nouvelle approche, qui peut être utilisée pour déduire des conditions. Les images générées permet également de calculer la vitesse de sédimentation après les travaux Du et coll.. 13. la combinaison des données visuelles et numériques renforce la fiabilité des résultats. En outre, nous exposons les protocoles additionnels permettant de la sédimentation de biomasse morte et d’argile à observer également. C’est important, lors de l’examen passé environnements sédimentologiques, où vivent et biomasse morte peut avoir cohabitent. Différences dans le comportement de biomasse morte durant la floculation (par exemple, diminution des taux de floculation) aurait potentiellement des implications sédimentologiques.
Protocol
Representative Results
Discussion
Floculation catalysée par l’interaction cellule-argile cyanobacterial a attiré beaucoup d’intérêt dans les domaines de l’écologie et l’ingénierie2,3,4,5,6,7 ,8,9,10,11…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Les auteurs remercient financement par les Sciences naturelles et en génie conseil de recherches (05448, 165831 et 213411).
Materials
| cyanobacteria (in this study: Synechococcus sp. PCC 7002 and Synechocystis sp. PCC 6803) | Pasteur Culture Collection | PCC 7002 or PCC 6803 | used to inoculate the plates |
| agar | Thermo Scientific | CM0003 | used to fill two petri dishes |
| Petri plates (standard bacteriology, 100 x 15 mm) | Sarstedt | 82.1473.001 | 2 required |
| 1 L heat resistant Erlenmeyer flask | Pyrex | 4980-125 | 1 required |
| 250 mL heat resistant Erlenmeyer flask | Pyrex | 4980-250 | 1 required |
| Nichrome inoculating loop with handle | Fisher Scientific | 14-956-103 | 1 required |
| tinfoil | Reynolds Wrap Aluminum Foil | 89079-067 | 50 cm required; used to cover foam stopper and neck of erlenmeyer flasks |
| growth media (e.g. A+) | 1050 mL required; produced using composition described in tables 1-4 | ||
| Bunsen Burner | Fisher Scientific | S95941 | 1 required |
| plastic tubing | Fisher Scientific | S504591 | 1 m required; used to create the bubbling apparatus |
| sponge stopper | Jaece Industries Inc | 14-127-40E | 1 required; hole made in center for pipette; used for constructin the bubbling apparatus |
| acrylic sheet | Home Depot | Optix clear acrylic sheet model # MC-102S | 1 required; used to construct acrylic tank (20 x 30 x 5.1 cm) |
| clear waterproof silicone adhesive | Home Depot | Loctite clear silicone model # 908570 | 1 required; used to construct acrylic tank (20 x 30 x 5.1 cm) |
| camera or video recorder | Panasonic | HC-V770 HD camcorder | 1 required |
| tripod | Magnus | VT-300 | 1 required |
| black cloth | primomart | EAN 0726670162199; Part number 680254blacknappedfr | 1 required; duvetyne light block-out cloth; approximatly 152 x 213 cm to cover tank experiment |
| heat resistant serological pipet | corning incorporated C708510 | 13-671-101G | 1 required; used to create the bubbling apparatus |
| sample vials | Dynalon | S30467 | at least 12 (will vary with time interval chosen) |
| heat resistant glass pipette | Fisher Scientific | Corning Incorporated C708510, 13-671-101G | 1 required; used to create the bubbling apparatus; Polystyrene serological pipet would also work, but should be connected to the tubing and stopper after the rest of the apparatus is autoclaved. |
| microcentrifuge | Eppendorf | 22 62 120-3 | 1 required;Comparable products may be used if capable of centrifuging 1.5 -2 mL microfuge tubes at 13,000 x g |
| vortex machine (Vortex-Genie 2) | Scientific Industries, Inc | SI-0236 | 1 required |
| 100% methanol | Fisher Scientific | A412-500 SDS | at least 12 mL (1mL per sample) required; Caution: Flammable, toxic. Wear gloves and safety glasses. Do not use or store near ignition source. Alternate sources may be used. |
| cuvettes (1.6 mL, polystyrene) | Sarstedt | 67.742 | at least 12 required |
| spectrophotometer | Fisher Scientific | 222-271600 | 1 required; Pharmacia Biotech Novaspec ll could also be used. |
| light bulbs | Home Depot | model # 451807; internet #205477895; store SKU #1001061538 | 6-8 bulbs required to provide light for the tank experiments |
| pipette (Pipetman Classic P1000 | Gilson | F123602 | used to collect samples |
| 37 % Hydrochloric acid | Sigma-Aldrich | 258148 | Caution: Corrosive and toxic. Wear lab coat, safety glasses and acid-resistant gloves while using. Prepared to 4 N before use by dilution into deionized water in a chemical fumehood. |
| Foam stopper (small) | Canlab | T 1385 | |
| Foam stopper (large) | Canlab | T 1387 | Requires some intact stoppers and some with a single hole through the centre |
| 30 °C incubator/growth room with continuous illumination | 1 required | ||
| 70 % Ethanol | Fisher Scientific | BP8201500 | 30 mL required;Caution: Toxic and flammable. Wear lab coat and safety glasses |
| hydrophobic air filter (Midisart 2000, 0.2 µm) | Sartorius | 17805 | 1 required |
| clay (e.g. kaolin) | Fisher Scientific | MFCD00062311 | at least 50 g required |
| microfuge tubes (2 mL, polypropylene) | Sarstedt | 72.695.500 | Comparable products may be used. At least 12 (will vary with time interval chosen) |
| 1000 µL pipet tips | Sarstedt | 70.762 | 1 required |
References
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