JoVE Journal > Immunology and Infection
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면역학 및 감염병학

Sténose de la veine cave inférieure : un modèle murin de la thrombose veineuse profonde

Published: December 22, 2017
doi:
10.3791/56697
,
1Institute of Cardiovascular Sciences, College of Medical and Dental Sciences,University of Birmingham

Summary

Nous décrivons ici la sténose de la veine cave inférieure dans un modèle murin de la thrombose veineuse profonde. Ce modèle reprend la restriction du flux sanguin, un des principaux déclencheurs de thrombose veineuse profonde chez les humains.

Abstract

Profonde veineuse thrombose (TVP) et sa complication dévastatrice, embolie pulmonaire, constituent un problème de santé grave avec une mortalité élevée. Mécanismes de formation de thrombus dans les veines restent obscures. Manque de mobilité (par exemple, après une intervention chirurgicale ou les vols longs-courriers) est l’un des principaux facteurs conduisant à la thrombose veineuse profonde. Les conséquences physiopathologiques de l’absence de mobilité sont la stagnation de flux sanguin dans les valvules veineuses. Un modèle est décrit ici, qui imite ces perturbations de flux comme un facteur de thrombose au volant. Dans ce modèle, la restriction de flux partiel (sténose) dans la veine cave inférieure (VCI) est créée. Fermeture d’environ 90 % de la lumière IVC pendant 48 h traduit par développement de thrombi structurellement semblables à ceux des humains. Les similitudes sont : i) la plupart du volume thrombus est rouge, c’est-à-dire, se compose de globules rouges et fibrine, ii) la présence d’une partie blanche (lignes de Zahn), monocouche endothéliale iii) non dénudées, iv) des D-dimères plasmatiques et v) possibilité de prévenir thrombose de l’héparine de faible poids moléculaire. Limitations incluent la taille variable des thrombus et le fait qu’un certain pourcentage de souris de type sauvage (0 – 35 %) ne peut pas produire un thrombus. Outre l’observation visuelle et la mesure, thrombus peuvent être visualisés par technologies non invasives, telles que l’échographie, qui permet de contrôler la dynamique de développement de thrombus. Aux périodes plus courtes (1 à 6 h), la microscopie intravitale peut s’appliquer pour observer directement les événements (par exemple, le recrutement des cellules de la paroi des vaisseaux) précédant la formation du thrombus. Utilisation de cette méthode par plusieurs équipes dans le monde entier a permis de découvrir les mécanismes de base de l’initiation de la thrombose veineuse profonde et d’identifier des cibles potentielles qui pourraient être bénéfiques pour sa prévention.

Introduction

Thrombose veineuse profonde (TVP) est le développement du thrombus dans les veines profondes, habituellement (mais pas seulement) dans les jambes. En conjonctions avec embolie pulmonaire (PE ; désignées ensemble en tant que maladie thromboembolique veineuse, TEV) il se développe à environ 900 000 Américains chaque année et représente un grave problème de santé et un problème économique1,2. PE, une complication de la TVP, se produit quand un thrombus est détaché de son emplacement initial et atteint les poumons, ce qui peuvent causer la mort et une insuffisance respiratoire. Le nombre de morts de VTE dépasse la mortalité due au sida, accidents de breast cancer et trafic, combiné3.

Le principal facteur causant DVT outre connu des raisons, comme le cancer ou un traumatisme, est le manque de mobilité 4,5. Cela peut résulter de la chirurgie (orthopédique en particulier), de paralysie, de vols longs-courriers ou d’autres raisons. La circulation sanguine dans les veines dépend de la pompe musculaire et donc résultats d’immobilisation du membre dans le sang stagnant coulent dans les valvules veineuses, qui mène à la thrombose. La méthode décrite ici vise à récapituler ces sang débit distorsion6,7. Restriction de flux partiel dans la veine cave inférieure (VCI) imite les conditions créées dans les valvules veineuses humaines et conduit à la formation d’un thrombus une structure semblable à des thrombi humaine6. Une partie importante d’un thrombus est rouge et se compose d’incorporation de plaquettes, de fibrine et de globules rouges. Thrombus ont un petit « cadre blanc » enrichi en plaquettes (Figure 1), qui ressemblent à des « lignes de Zahn », décrits dans le thrombus veineux humains. Les deux parties du thrombus contiennent aussi des neutrophiles8, qui sont parmi les premières cellules à recruter sur le site de thrombus future6,9. Neutrophiles dans la partie rouge expulseront pièges extracellulaires neutrophiles (filets), alors que les neutrophiles dans la partie blanche semblent être dépourvus de filets8. De même à la thrombose veineuse profonde, thrombose chez la souris est accompagnée de niveaux de D-dimères plasmatiques élevées (Figure 2). Héparine de bas poids moléculaire (énoxaparine), utilisé pour la prophylaxie de la thrombose veineuse profonde chez les patients, empêche également la thrombose chez la souris. Un avantage important de cette méthode est absence de dénudation endothéliale9, qui est caractéristique de l’humain DVT10. Cette caractéristique rend la sténose IVC un modèle plus cliniquement pertinent de thrombose veineuse profonde que, par exemple, l’induction de la thrombose par le chlorure ferrique, qui induit une dénudation endothéliale et dans lequel des thrombi se composent principalement de plaquettes11, 12,,13. Un modèle de stase complète dans la VCI est préféré par plusieurs équipes14,15,16. Contrairement à une sténose, dans lequel le débit résiduel est maintenue dans le vaisseau, application de stase s’arrête complètement la circulation et limitant ainsi l’accessibilité des substances administrées systématiquement sur le site de thrombose. En outre, il semble que les mécanismes qui sous-tendent la thrombose induite par la sténose et de stase sont différents : sténose entraîne le développement de l’inflammation locale (activation de l’endothélium, la libération du contenu de corps de Weibel-Palade, le recrutement des cellules immunitaires et plaquettes de la paroi des vaisseaux) causant des « immunothrombosis »6,9,17, alors que la stase semble plutôt thrombose issu, en particulier, facteur tissulaire et autre coagulation et les mécanismes axés sur la fibrinolyse18,19,20. Ainsi, les modèles de la sténose et stase reflètent légèrement différents aspects du développement de thrombus veineux, bien que leurs mécanismes peuvent certainement se chevaucher. Modèle IVC électrolytique (EIM) de thrombose veineuse profonde21,22 induit un thrombus obstruant partiellement la paroi des vaisseaux. Par conséquent, il est commode pour tester les effets de l’administration systémique de médicaments différents sur la croissance de thrombus. Ce modèle, suppose Toutefois, perturbation de l’intégrité de mur IVC (insertion d’une aiguille) et l’induction de la thrombose par courant électrique faisant la pertinence physiopathologique de ce mécanisme au moins contestable.

Protocol

Toutes les procédures d’animaux ont été approuvés par l’organe d’examen éthique des bien-être Animal et le Home Office du Royaume-Uni (UK, projet licence 40/3745). Souris sur fond de C57BL/6, 8-12 semaines vieux, 19-25 g de poids corporel, des deux sexes sont utilisés. 1. animal anesthésie Placez une souris dans une chambre à induction et d’induire l’anesthésie par un mélange de 5 % isoflurane avec 100 % d’oxygène. Utiliser un débit de 0,5 L/min. Attendez que la souris complètement s’immobilise et sa fréquence de la respiration se fait rare. Retirer la souris de la chambre et raser l’abdomen avec une tondeuse électrique. Enlever les poils de l’abdomen aussi complètement que possible pour éviter la contamination de la cavité abdominale. Placer la souris en décubitus dorsal et nez de souris dans un cône lié au système de l’anesthésie. Diminuer le pourcentage d’isoflurane à 2-3 % (le pourcentage exact peut varier légèrement d’un animal à l’autre). Assurez-vous que l’animal dort avec sa fréquence respiratoire étant inférieure à l’habituel, mais en évitant le halètement. En cas de halètement, diminuer le pourcentage d’isoflurane de 0,5 %. Vérifier le réflexe de pédale pour confirmer anesthetization bonne et marche chirurgie que si elle est négative. Pommade de vétérinaire sur les yeux pour prévenir le dessèchement. Appliquer une solution anti-bactéricide (1 % Hibitane) sur l’abdomen de la souris et essuyer la zone à l’aide d’un coton stérile bourgeon de manière à l’exclusion de recontamination potentielle du site chirurgical (par exemple, l’intérieur vers l’extérieur de façon circulaire). Répéter 3 fois. 2. application de la sténose de l’IVC et le rétablissement de la souris Remarque : Tous les instruments aussi bien comme matériaux (cotons-tiges, gaze, une solution saline etc.) entrer en contact avec la zone de chirurgie doit être stérile. L’opérateur doit frotter vers le haut avant la chirurgie et porter des gants stériles et une blouse au cours de la procédure. Poignées de microscope doivent être emballées dans une feuille stérile. Donne souris un traitement anti-douleur avant l’opération et Pendant toute la période expérimentale. Par exemple, utiliser la buprénorphine 0,1 mg/kg par voie sous-cutanée de 30 min avant la chirurgie et puis toutes les 12 heures jusqu’à ce que l’animal est euthanasié. Comme thrombose dans cette méthode se développe de la même façon à une inflammation stérile, évitez d’utiliser des anti-inflammatoires non stéroïdiens comme une prémédication. Couvrir la souris avec un drap stérile et faire un trou dans le drap pour exposer le site de la chirurgie. À l’aide de ciseaux, faire une incision le long de la ligne médiane abdominale, 1,5 cm vers le bas du sternum. En utilisant les cotons-tiges extérioriser les intestins sur le côté gauche de la souris et recouvrez-les avec de la gaze stérile imbibée d’une solution saline tiède (37 ° C) pour éviter le dessèchement. Identifier la VCI et ses branches latérales (il peut y avoir 0, 1 ou 2 d’entre eux) en direction caudale sur le site de la fusion de la VCI avec la veine rénale gauche. Ligaturer toutes les branches de côté visible avec sutures inertes prolène 7-0 comme à proximité de la VCI que possible. Essayez de ne pas tenir les branches secondaires avec la pince directement, mais plutôt tirer eux tenant le tissu graisseux qui les entourent avec une pince dans une main et faire un tunnel sous la branche avec une pince dans l’autre main. Ne fermez pas les branches dos. Tissus environnants en tenant avec une pince, tirez la IVC vers le haut et à gauche, produisant des tensions dans le petit secteur entre l’IVC et l’aorte exactement à l’angle entre la VCI et la veine rénale gauche. Tenir compte du fait qu’il est pratiquement impossible de séparer l’aorte de l’IVC même 2-3 mm ci-dessous (en direction caudale). En utilisant les mouvements divergents avec embouts de pinces dans votre main droite faire un trou entre l’aorte et la VCI. Gardez à l’esprit que les mouvements plus fait, plus les chances d’endommager le bateau. Idéalement, essayez de réduire au minimum le nombre de mouvements à 3-5. Préparer un morceau de suture de prolène inerte 7-0 d’environ 2 cm de long. Placez-le dans la cavité péritonéale de la souris sur le côté gauche de l’opérateur à proximité de la VCI. La VCI tirer vers le haut et à gauche à nouveau. Insérez vos conseils bonne pince dans le trou entre l’aorte et la VCI afin que les pointes apparaissent sur l’autre côté de la VCI. Prendre la suture et tirez de nouveau dans le trou (Figure 3A). Faire un noeud provisoire avec la suture mais ne le fermez pas. Placer l’aiguille 30G (« cales ») plié comme un crochet dans le noeud et le fermer maintenant (Figure 3B). Retirer l’entretoise (Figure 3C). Retourner les intestins vers la cavité péritonéale avec un coton IUN et répartissez-les également dedans. Péritoine étroite avec suture vicryl de 6-0 à l’aide de boucles continues. Fermer les boucles de la premières et la dernières sous un noeud. Peau de fermeture à l’aide d’agrafes métalliques. Injecter la souris avec 0,5 mL de tiède (37 ° C) physiologique de glucose par voie sous-cutanée pour rétablir l’équilibre liquide de l’organisme. Placez la souris dans une cage individuelle dans une chambre chaude (25 ° C) ou du local et mettre de la nourriture et gel de l’eau à l’intérieur de la cage. Observer jusqu’à ce que la souris est complètement rétablie (en général, environ 1 h).

Representative Results

Ici, on décrit un modèle de thrombose veineuse profonde induite par la déformation du flux dans la VCI. Induction de la sténose dans la VCI lance distorsion et la stagnation de la circulation sanguine et après un certain temps (dans ce cas, 48 h) traduit par l’élaboration d’un thrombus, structurellement semblables aux humains DVT thrombus (Figure 1A). La présence d’un thrombus à l’intérieur de la VCI est facilement détectable visuellement (Figure 1B). Une similitude importante entre le modèle et la thrombose veineuse profonde humaine est niveaux de D-dimères plasmatiques élevées (Figure 2). D-dimères est un produit de dégradation de la fibrine et sa présence dans le sang indique qu’un processus thrombotique actif se passe. Le modèle est présenté étape par étape dans la Figure 3A-C. La VCI est soigneusement exposée, fait un trou entre la VCI et l’aorte et une suture (prolène 7-0) est passée à travers le trou sous la VCI. Puis la VCI est ligaturée par la suture sur une entretoise (aiguille de 30G, Figure 3D), après lequel l’entretoise est enlevée. Cette procédure permet d’environ 90 % fermeture du lumen IVC laissant les 10 % restants de brevet. Cela garantit la stagnation de flux sanguin aboutissant à la thrombose. La figure 4 montre l’inconvénient majeur du modèle, de taille variable de thrombus. Tous ces thrombus ont été obtenus dans la même expérience effectuée sur des souris mâles type sauvage du même origine, âge et poids similaires. Bien que toutes les souris produit thrombus (prévalence de thrombose de 100 %), leur taille varie nettement dans un large éventail. Figure 1 : Représentant thrombus après 48 h restriction/sténose. (A) un thrombus typique après 48 h IVC sténose. Note rouge (enrichie en globules rouges) et les parties blanches (enrichi en plaquettes). (B) IVC avec (de gauche) ou sans (à droite) un thrombus. Barreaux de l’échelle = 2 mm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. Figure 2 : Élevée des D-dimères plasmatiques après application de sténose IVC. Souris ont été soumises à une sténose IVC. Sang a été prise à des points de l’heure indiquée, 1:9 stabilisé avec 3,8 % citrate de sodium, plasma a été préparé par centrifugation (2 300 x g, 5 min) et D-dimères ont été déterminées par un kit ELISA conformément aux instructions du fabricant. Cercles désignent souris opérés, croisements désignent une sténose IVC. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. Figure 3 : Flow restriction/sténose dans le modèle de la veine cave inférieure (VCI) de thrombose veineuse profonde chez les souris. Les phases successives du modèle sont présentés. (A) un trou entre l’aorte et de la VCI est fait et une suture est tirée dedans autour de la VCI. (B), un noeud est fermé sur une entretoise (aiguille 30 G). (C) l’entretoise est supprimée : avis final que le chirurgien voit avant de fermer la souris. La ligne pointillée jaune délimite la VCI. LRV est synonyme de la veine rénale gauche. Barreaux de l’échelle = 0,2 mm ; D l’entretoise (aiguille 30 G). Barreaux de l’échelle = 2 mm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure. Figure 4 . Variabilité de la taille du thrombus. Souris ont été soumises à une sténose IVC 48 h. Présentés sont des thrombi obtenus dans la même expérience. Barres d’échelle de 2 mm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.

Discussion

Ici, un protocole de la sténose de l’IVC, qui imite la distorsion de flux de sang, un facteur majeur de déclenchement pour thrombose veineuse profonde, est présenté. Sténose de l’IVC induit le développement de thrombi dans 65 à 100 % des souris C57BL/6 sous 48 h et 25 à 50 % des souris au sein de 2 à 6 h6,8,23 (Brill A, données non publiées, 2016). Une limitation majeure de la méthode est la variabilité des thrombus taille24 (Figure 4), qui est observée une fois à court terme (6 h) et une sténose (48 h) IVC à long terme. Les raisons de cette variabilité (étant donné que les mêmes conditions, telles que l’entretoise, anesthésie, etc., sont utilisés) demeurent obscurs, mais on peut supposer qu’anatomique des variations entre les souris (par exemple, largeur de l’IVC, le nombre et la localisation de côté et arrière branches) sous-tendent ce phénomène. La variabilité de la taille du thrombus rend la prévalence (% des souris avec un thrombus) de thrombose le résultat principal. Prévalence de la thrombose peut être comparée à l’aide d’un tableau de contingence et le test exact de Fisher. Une des expériences était une exception lorsque le thrombus réduit la taille avec la même fréquence de thrombose après que injection d’anticorps inhibant la podoplanin a été observée à 7.

Cette méthode est particulièrement utile lors de l’initiation de la thrombose veineuse est étudiée. Il permet d’enquêter sur les événements précoces dans la paroi des vaisseaux, tels que le recrutement des cellules, menant finalement à la thrombose. Pro – ou anti – thrombotic les effets des médicaments peuvent être évaluées à l’aide de ce modèle avec une prévalence de thrombose étant un affichage primaire. Sténose pendant 48 h est applicable pour révéler un phénotype anti-thrombotiques, alors que la sténose 6 h peut être utilisée si un phénotype prothrombotique est attendu. L’analyse histologique du thrombus et mur d’enceinte IVC peut également être effectuée.

La question de savoir si côté branches doit être ligaturé ou laissé brevet reste ouverte. Un groupe a montré que la ligature des branches latérales n’augmente pas la taille du thrombus et emplacement d’une branche latérale moins de 1,5 mm sur le site de ligature IVC altère considérablement thrombus développement25. Fermeture de branches latérales peut induire des lésions endothéliales dedans et aussi augmenter le temps de la chirurgie,26. Dans nos mains, absence de fermeture de succursales de côté diminue substantiellement la prévalence de thrombose (jusqu’à 10 à 30 % après une sténose 48 h ; Brill, inédit) et par conséquent nous ligaturer toutes les branches de côté visible.

Idéalement, les témoins de la même portée doivent être utilisés comme souris, même sur le fond même, mais provenant de différentes sources peuvent avoir prévalence légèrement différente de la thrombose. Si on étudie l’effet des TVP elle-même sur tous les paramètres (par exemple, biochimique), les animaux opérés doivent être utilisés. Opérés souris subissent la même procédure mais la constriction de la VCI est fermée sans serrer et laissée là sans produire une sténose.

L’erreur plus fréquente (une étape critique) dans le présent protocole est un effort pour séparer l’aorte et la VCI pas précisément à l’angle entre les navires mais légèrement plus faible, qui se traduit généralement par des saignements. Lorsqu’une hémorragie massive se produit, belle remontée de la souris devient improbable et il est recommandé d’arrêter l’expérience et euthanasier l’animal. Normalement, les souris récupèrent bien, se déplacent à l’intérieur de la cage et ne perdent pas beaucoup de poids. Nous vous recommandons d’utiliser la souris au-dessus de 20 g pour les mâles et les femelles et de garder des animaux (surtout les mâles) dans des cages individuelles après la chirurgie jusqu’à la fin de l’expérience afin d’éviter des combats et des blessures. Il a été signalé dans un autre modèle (électrolytique) de thrombose veineuse profonde que les souris mâles produisent des thrombus plus grands que les femelles27. Analyse de nos données n’a pas révélé une différence substantielle dans la prévalence de la thrombose entre des souris mâles et femelles (Brill, inédit). Par conséquent, les chercheurs sont encouragés à effectuer des expériences en utilisant le modèle de sténose IVC sur des souris des deux sexes.

Détricotage des sutures ou des agrafes ne peut pas être exclue des expériences longues en particulier (une semaine et plus). Ainsi, la souris doivent être vérifiées au moins deux fois par jour spécialement pour l’intégrité de la suture et une attention particulière devrait être portée à l’apparition de traces de sang sur la litière de la cage.

Il est à noter que, comme tous les autres modèles animaux, sténose de l’IVC a ses limites en termes de traduction dans les humains. Par exemple, murins IVCs n’ont pas de valves, tandis que DVT humaine se développe à l’intérieur des valves veineuses. En outre, les humains ont orientation verticale de la colonne vertébrale avec la pompe musculaire étant une accélération du flux sanguin dans les veines mécanisme important. En revanche, les souris ont une orientation horizontale et la colonne vertébrale avec aucun rôle de la pompe musculaire pour soutenir le retour au cœur de sang. Ces limites devraient considérer lors de la conversion des données de souris de la maladie humaine.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par la Fondation britannique de cardiologie (PG/13/60/30406) et l’Université de Birmingham.

Materials

C57BL/6 mice Charles River 8 – 10 weeks old, bothe genders
Scissors WPI 15922
Scissors WPI 14003
Dumont 5/45 forceps FST 11251-35
7-0 Prolene suture Ethicon W8725
6-0 Vicryl suture Ethicon W9981
Cotton buds Spar
Millswabs sterile  Millpledge veterinary  611950
Drapes Kruuse 141765
Glucose Saline-Aqupharm3 Animal Care XVD589
Clear H20 HydroGel 98% sterile water  Clearh2o
Buprenorphine National Veterinary Supplies
Isoflurane vaporizer General Anaesthetic Services
IsoFlo 100% W/W inhalation vapour, liquid National Veterinary Supplies
Sterilizer Steri350 Inotech
Microscope Olympus SZX10 Olympus
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References

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Payne, H., Brill, A. Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis. J. Vis. Exp. (130), e56697, doi:10.3791/56697 (2017).
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