개발에 미세 주입을 대상으로 기술<em> Xenopus의</em> 신장
Summary
Here, we present a protocol to use fate maps and lineage tracers to target injections into individual blastomeres that give rise to the kidney of Xenopus laevis embryos.
Abstract
제노 laevis의 (개구리)에 pronephros의 배아 신장은 하나의 네프론 구성 및 신장 질환에 대한 모델로서 사용될 수있다. 제노 배아 외부 개발 크고, 쉽게 미세 주입 또는 외과 수술에 의해 조작 될 수있다. 또한, 운명의지도는 초기 Xenopus의 배아 설립되었습니다. 결국 기관 또는 조직의 관심을 야기한다 개별 할구로 타겟 마이크로 인젝션 선택적 배아의 나머지의 차 효과를 감소 또는 과발현이 제한된 영역 내에서 유전자 발현을 녹아웃하기 위해 사용될 수있다. 이 프로토콜에서는, 우리는 4 – 8 세포 배아의 특정 할구에 미세 주입을 통해 개발 Xenopus의 신장합니다 (pronephros)를 대상으로 설립 Xenopus의 운명 맵을 활용하는 방법에 대해 설명합니다. 계보 추적자의 주입은 주입의 구체적인 타겟팅의 확인을 할 수 있습니다.배아 38 무대 개발 후 – 40 전체 마운트 면역 염색을 pronephric 개발 시각화 사용되고 pronephros 타겟팅 세포에 의한 기여가 평가 될 수있다. 동일한 기술은 pronephros 외에 다른 조직 유형을 표적으로하도록 할 수있다.
Introduction
Xenopus의 배아 신장의 pronephros은 신장 개발 및 질병 연구를위한 좋은 모델입니다. 배아 외부 개발 크기가 크며, 대량으로 제조 할 수 있고, 용이하게 미세 주사 또는 수술을 통해 조작된다. 또한, 포유류와 양서류의 신장 발달을 지배하는 유전자가 보존되어있다. 배아 양서류가 pronephros이 성인 양서류가 metanephros을하면서 pronephros, mesonephros 및 metanephros 1 : 포유류의 신장은 세 단계를 통해 진행. 이러한 신장 형태의 기본 필터링 유닛 네프론이며, 포유류 양서류 모두 nephrogenesis (2, 3)를 거쳐 동일한 시그널링 캐스케이드 및 유도 이벤트를 요구한다. 아프리카 발톱 개구리 pronephros는 근위, 중간의 선단과 세관의 접속 이루어지는 단일 네프론 포함 및 (포유 동물 사구체와 유사)는 사구 1, 4-6 (그림 1 </str옹>). Xenopus의의 pronephros에서 하나의 큰 네프론 존재는 신장 개발 및 질병 과정에 관여하는 유전자의 연구에 대한 간단한 모델로 적합합니다.
세포 운명의지도는 초기 Xenopus의 배아 설립, 자유롭게 Xenbase 7-11에서 온라인으로 사용할 수있다. 동일한 기술은 같은 심장이나 눈과 같은 다른 조직을 대상으로 적용 할 수 있지만, 여기, 우리는 개발 Xenopus의의 pronephros을 대상으로 계보 추적자의 미세 주입하는 기술에 대해 설명합니다. 리니지 추적자는 초기 할구에 주입 될 수 있으며, 개발하는 동안 그 셀의 자손의 시각화를 허용 (중요한 염료, 형광 표지 된 덱스 트란, histochemically 검출 효소와 mRNA를 형광 단백질을 코딩 포함) 라벨이다. 이 프로토콜은 MEM-RFP의 mRNA는, 인코딩 막은 계보 추적으로, 적색 형광 단백질 (12)를 대상으로 사용합니다. 대상 미세 주입 기술여기에 설명 된 4 – 8 세포 배아의 개별 할구에 대한 niques 관심의 유전자를 과발현하는 유전자 발현, 또는 외인성 RNA와 함께 아래로 노크 morpholinos와 함께 주입을 위해 이용 될 수있다. 복부, 식물 할구에 주입하여, 주로 배아의 pronephros이 발달 컨트롤로 반대편 pronephros를 떠나, 타겟이 될 것입니다. 추적자의 공동 주입 올바른 할구 주입 된 것을 확인하고, 태아에 어떤 조직이 쇼는 pronephros의 대상 확인, 주입 된 할구에서 일어났다. pronephros의 면역 염색은 pronephric 세관을 대상으로 한 얼마나 잘 시각화 할 수 있습니다. 과발현 녹다운 효과는 발달 제어 역할 배아의 반대쪽에 대해 획득 될 수 있고, 13 pronephric 인덱스를 계산하는데 사용될 수있다. 세포 운명 맵의 가용성이 타겟 마이크로 인젝션 기술 OTH 조직을 대상으로 사용될 수 있도록어 pronephros, 형광 추적자의 공동 주입보다는 각 조직의 표적 미세 주입 분석하기 전에 확인할 수 있도록합니다.
배아 미세 주입 동안 발육 온도 단단히 통제 Xenopus의 발생률이 14에 크게 의존한다는 주어져야한다. 개발 시간이 둔화되기 때문에 4- 및 8 셀의 주사에 대해 – (16 °의 C (14)) 배아는 낮은 온도에서 배양한다. 22 ° C, 1 단계 (1 셀)에서 개발 시간에서 16 ° C 개발 시간에서 3 약 4 시간입니다 무대 동안 3 (4 셀), 약 2 시간입니다 무대입니다. 그것은 22 ° C에서 8 셀 (단계 4) 배아에 4 셀 배아에서 이동 약 15 분 걸리지 만 16 ℃에서 약 30 분 정도 소요됩니다. 마찬가지로, 22 ° C에서, 만 16 세포 배아 (단계 5)으로 진행하는 8 세포 배아 30 분 정도 걸립니다. 이 시간은 16 ° C 45 분으로 증가한다. 그만큼refore, 배아 16 세포 단계로 진행하기 전에 8 세포 단계에서 주입을위한 충분한 시간을 사용하는 배아의 발전 속도를 느리게하는 것이 유용하다. 또한, 성장 온도는 속도를 높이거나 신장이 완전히 개발 될 때까지 배아 발달을 느리게 조절 될 수있다.
올챙이 단계 Xenopus의 배아의 표피 조직 (15)의 절개 또는 청산하지 않고 개발 pronephros 쉽게 영상을 허용, 상대적으로 투명하다. 인해 Xenopus의 배아의 상대적 투명성, 생균 촬상 16,17 또한 가능하다. 이후 Xenopus의 배아 18-20에서 유전자 발현의 조작을 대상으로 pronephric 개발 평가 수 (40) 배아 – pronephros을 시각화하는 면역 염색하면, 중간 원위 인접, 무대의 연결 세관 (38) 레이블을 설립 항체 가능한 항목의 마운트.
Protocol
Representative Results
Discussion
Xenopus의 배아를 개발하는 pronephros을 타겟팅 확인하고 올바른 할구 주입에 의존합니다. 8 셀 배아의 V2의 할구의 주입 왼쪽 pronephros (18)을 목표로하고있다. 이 내부 통제와 반대편 오른쪽 pronephros을 떠난다. 모르가 녹다운 또는 RNA 과발현이 신장 개발을 변경하는 데 사용되는 경우, 반대측 pronephros 오른쪽 왼쪽 pronephros에 유전자 녹다운 또는 과발현의 효과를 비교하기 위해 사용될 수?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 작품은 텍사스 맥거번 의과 대학 소아과에서 건강 NIDDK 부여 (K01DK092320) 및 시작 기금의 국립 연구소에 의해 지원되었다.
Materials
| Sodium chloride | Fisher | S271-3 | |
| Potassium chloride | Fisher | P217-500 | |
| Magnesium sulfate | Fisher | M63-500 | |
| Calcium chloride | Fisher | C79-500 | |
| HEPES | Fisher | BP310-500 | |
| EDTA | Fisher | S311-500 | |
| Gentamycin solution, 50 mg/mL | Amresco | E737-20ML | |
| L-Cysteine, 99%+ | Acros Organics | 52-90-4 | |
| Ficoll | Fisher | BP525-100 | |
| 100 mm x 15 mm Petri dish | Fisher | FB0875712 | |
| Mini Fridge II | Boekel | 260009 | Benchtop incubator for embryos. |
| Gap43-RFP plasmid | For making tracer RNA. Ref: Davidson et al., 2006. | ||
| Rhodamine dextran, 10,000 M.W. | Invitrogen | D1817 | Tracer. |
| Molecular biology grade, USP sterile purified water | Corning | 46-000-CI | |
| 7" Drummond replacement tubes | Drummond | 3-000-203-G/XL | Microinjection needles. |
| Needle puller | Sutter Instruments | P-30 | |
| Fine forceps | Dumont | 11252-30 | For breaking microinjection needle tip. |
| Nanoject II | Drummond | 3-000-204 | Microinjector. |
| Mineral oil, heavy | Fisher | CAS 8042-47-5 | Oil for needles. |
| 27G monoject hypodermic needle | Covidien | 8881200508 | For loading mineral oil into microinjection needle. |
| 5 mL Luer-Lok syringe | BD | 309646 | For loading mineral oil into microinjection needle. |
| 60 mm x 15 mm Petri dish | Fisher | FB0875713A | |
| 800 micron polyester mesh | Small Parts | CMY-0800-C | |
| Transfer pipets | Fisher | 13-711-7M | For transferring embryos. Cut off the tip so that the embryos are easily taken up by the pipette. |
| 6-well cell culture plate | Nest Biotechnology | ||
| MOPS | Fisher | BP308-500 | |
| EGTA | Acros Organics | 67-42-5 | |
| Formaldehyde | Fisher | BP531-500 | |
| 15 mm x 45 mm screw thread vial | Fisher | 03-339-25B | For fixing, staining, and storing embryos. |
| 24-well cell culture plate | Nest Biotechnology | ||
| Benzocaine | Spectrum | BE130 | |
| Ethanol | Fisher | BP2818-4 | |
| Methanol | Fisher | A412-4 | |
| Phosphate buffered saline (PBS) 1X powder | Fisher | BP661-50 | |
| Bovine serum albumen | Fisher | BP1600-100 | |
| Triton X-100 | Fisher | BP151-500 | |
| 3D mini rocker, model 135 | Denville Scientific | 57281 | |
| Goat serum, New Zealand origin | Invitrogen | 16210064 | |
| Sodium azide | Fisher | S227I-25 | |
| Monoclonal 3G8 antibody | European Xenopus Resource Centre | Primary antibody to label proximal tubules. | |
| Monoclonal 4A6 antibody | European Xenopus Resource Centre | Primary antibody to label distal tubule and duct. | |
| anti-RFP pAb, purified IgG/rabbit | MBL | PM005 | Primary antibody to label Gap43-RFP tracer. |
| Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG | Life Technologies | A11001 | Secondary antibody to label distal tubule and duct. |
| Alexa Fluor 555 goat anti-rabbit IgG | Life Technologies | A21428 | Secondary antibody to label Gap43-RFP tracer. |
| 9 cavity spot plate | Corning | 7220-85 | |
| Benzyl benzoate | Fisher | 105862500 | Optional – for clearing embryos |
| Benzyl alcohol | Fisher | A396-500 | Optional – for clearing embryos |
References
- Vize, P. D., Seufert, D. W., Carroll, T. J., Wallingford, J. B. Model systems for the study of kidney development: Use of the pronephros in the analysis of organ induction and patterning. Dev. Biol. 188 (2), 189-204 (1997).
- Brandli, A. W. Towards a molecular anatomy of the Xenopus pronephric kidney. Int. J. Dev. Biol. 43 (5), 381-395 (1999).
- Hensey, C., Dolan, V., Brady, H. R. The Xenopus pronephros as a model system for the study of kidney development and pathophysiology. Nephrol. Dial. Transplant. 17, 73-74 (2002).
- Carroll, T., Vize, P. D. Synergism between Pax-8 and lim-1 in embryonic kidney development. Dev. Biol. 214 (1), 46-59 (1999).
- Zhou, X., Vize, P. D. Proximo-distal specialization of epithelial transport processes within the Xenopus pronephric tubules. Dev. Biol. 271 (2), 322-338 (2004).
- Raciti, D., et al. Organization of the pronephric kidney revealed by large-scale gene expression mapping. Genome Biol. 9 (5), 84 (2008).
- Moody, S. A., Kline, M. J. Segregation of fate during cleavage of frog (Xenopus laevis) blastomeres. Anat. Embryol. Berl. 182 (4), 347-362 (1990).
- Moody, S. A. Fates of the blastomeres of the 16-cell stage of Xenopus embryo. Dev. Biol. 119 (2), 560-578 (1987).
- Moody, S. A. Fates of the blastomeres of the 32-cell stage of Xenopus embryo. Dev. Biol. 122 (2), 300-319 (1987).
- Bauer, D. V., Huang, S., Moody, S. A. The cleavage stage origin of Spemann’s Organizer: Analysis of the movements of blastomere clones before and during gastrulation in Xenopus. Dev. 120 (5), 1179-1189 (1994).
- Karpinka, J. B., et al. Xenbase, the Xenopus model organism database; new virtualized system, data types and genomes. Nucleic Acids Res. 43, 756-763 (2015).
- Davidson, L. A., Marsden, M., Keller, R., Desimone, D. W. Integrin alpha5beta1 and fibronectin regulate polarized cell protrusions required for Xenopus convergence and extension. Curr. Biol. 16 (9), 833-844 (2006).
- Wallingford, J. B., Carroll, T. J., Vize, P. D. Precocious expression of the Wilms’ tumor gene xWT1 inhibits embryonic kidney development in Xenopus laevis. Dev. Biol. 202, 103-112 (1998).
- Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. . Early Development of Xenopus laevis. A Laboratory Manual. , (2000).
- Miller, R. K., Lee, M., McCrea, P. D., Kloc, M., Kubiak, J. Z. The Xenopus pronephros: A kidney model making leaps toward understanding tubule development. Xenopus Development. , 215-238 (2014).
- Lienkamp, S. S., et al. Vertebrate kidney tubules elongate using a planar cell polarity-dependent rosette-based mechanism of convergent extension. Nat. Genet. 44 (12), 1382-1387 (2012).
- Lyons, J. P., et al. Requirement of Wnt/β-catenin signaling in pronephric kidney development. Mech. Dev. 126 (3-4), 142-159 (2009).
- Miller, R. K., et al. Pronephric tubulogenesis requires Daam1-mediated planar cell polarity signaling. J. Am. Soc. Nephrol. 22, 1654-1667 (2011).
- Vize, P. D., Jones, E. A., Pfister, R. Development of the Xenopus pronephric system. Dev. Biol. 171 (2), 531-540 (1995).
- Miller, R. K., Lee, M., McCrea, P. D., Kloc, M., Kubiak, J. Z. Chapter 12: The Xenopus Pronephros: A Kidney Model Making Leaps toward Understanding Tubule Development. Xenopus Development. , (2014).
- Taira, M., Otani, H., Jamrich, M., Dawid, I. B. Expression of the LIM class homeobox gene Xlim-1 in pronephros and CNS cell lineages of Xenopus embryos is affected by retinoic acid and exogastrulation. Development. 120, 1525-1536 (1994).
- Weber, H., et al. Regulation and function of the tissue-specific transcription factor HNF1 alpha (LFB1) during Xenopus development. Int. Dev. Biol. 40 (1), 297-304 (1996).
- Carroll, T. J., Vize, P. D. Synergism between Pax-8 and lim-1 in embryonic kidney development. Dev. Biol. 214 (1), 46-59 (1999).
- Etkin, L. D., Pearman, B., Ansah-Yiadom, R. Replication of injected DNA templates in Xenopus embryos. Exp. Cell Res. 169 (2), 468-477 (1987).
- Vize, P. D. The chloride conductance channel ClC-K is a specific marker for the Xenopus pronephric distal tubule and duct. Gene Expr. Patterns. 3 (3), 347-350 (2003).
- Uochi, T. S., Takahashi, S., Ninomiya, H., Fukui, A., Asashima, M. The Na+, K+-ATPase alpha subunit requires gastrulation in the Xenopus embryo. Dev. Growth Differ. 39 (5), 571-580 (1997).
- Nieuwkoop, P. D., Faber, J. . Normal table of Xenopus laevis (Daudin): A systematical & chronological survey of the development from the fertilized egg till the end of metamorphosis. , (1994).
- Ubbels, G. A., Hara, K., Koster, C. H., Kirschner, M. W. Evidence for a functional role of the cytoskeleton in determination of the dorsoventral axis in Xenopus laevis eggs. J. Embryol. Exp. Morphol. 77, 15-37 (1983).
- Huang, S., Johnson, K. E., Wang, H. Z. Blastomeres show differential fate changes in 8-cell Xenopus laevis embryos that are rotated 90 degrees before the first cleavage. Dev. Growth Differ. 40 (2), 189-198 (1998).
- Colman, A., Drummond, D. The stability and movement of mRNA in Xenopus oocytes and embryos. J. Embryol. Exp. Morph. 97, 197-209 (1986).
