Coltivazione di<em> Heligmosomoides polygyrus:</em> Un immunomodulante nematode parassita ei suoi prodotti secreti
Summary
Heligmosomoides polygyrus è un nematode murino con potenti capacità immunomodulanti che ricordano da vicino quelle di altamente prevalenti infezione da elminti umana. Qui si descrive un protocollo per il mantenimento a lungo termine del H. polygyrus ciclo di vita.
Abstract
Heligmosomoides polygyrus (precedentemente noto come Nematospiroides dubius, e indicato anche da alcuni come H. bakeri) è un elminti gastrointestinale che impiega più meccanismi immunomodulatori stabilire infezione cronica nel topo e assomiglia molto infezioni prevalenti elminti umani. H. polygyrus è stato ampiamente studiato nel campo della regolazione immunitaria elminti di derivazione ed è stato trovato per sopprimere potentemente modelli sperimentali di allergia e autoimmunità (entrambi con infezione attiva e isolate prodotti secreti). Il protocollo descritto in questo documento descrive gestione del H. polygyrus ciclo di vita per la produzione costante di L3 larve, il recupero di parassiti adulti, e la raccolta dei loro prodotti escretori secernente (HES).
Introduction
Heligmosomoides polygyrus è un elminti gastrointestinale murino naturale che è strettamente legato al altamente prevalenti parassiti nematodi umani 1. A differenza di altri modelli di nematodi, come Nippostrongylus brasiliensis, H. polygyrus stabilisce costantemente infezione cronica in topi come risultato diretto di molteplici meccanismi potenti immunomodulatori impiega per sopprimere la risposta immunitaria 2.
H. polygyrus ha un ciclo di vita diretta: infettiva L3 larve vengono ingerite dalla trasmissione feco-orale (o somministrata mediante sonda gastrica in ambiente di laboratorio), dopo di che migrano verso lo strato sottosierosa del duodeno e incistano prima di tornare al lume intestinale come vermi adulti circa otto giorni dopo l'infezione iniziale. Produzione di accoppiamento e di uova avviene di giorno 10 e si possono raccogliere i vermi adulti per la cultura e la raccolta di prodotti escretore-secrezione da day 14 in poi 3. H. polygyrus interagisce anche con la microflora commensale, con un aumento lattobacilli presenti in topi sensibili infetti 4-6, e aumento dei livelli di H. infezione polygyrus in seguito all'esposizione di topi per lattobacilli 6.
Infezione attiva con H. polygyrus ha dimostrato di proteggere immunopatologia in molti modelli animali di autoimmunità 7-10, colite 11,12 e allergie 13-16. Vi è pertanto stato grande interesse nel potenziale di molecole escretore secernente da questo parassita ("HES") a down-modulare patologia in vivo 17,18. In effetti, gli effetti protettivi sono visti dopo il trattamento dei topi con HES prodotti 19 attraverso percorsi che ora vengono identificati 18,20. Qui si descrive un protocollo per la produzione affidabile di Heligmosomoides polygyrus e il recupero dei suoi prodotti secretiche può essere ulteriormente utilizzato per una serie di indagini biochimiche e immunologiche funzionali.
Protocol
NOTA: Tutte le procedure di questo protocollo vengono eseguite in conformità con le linee guida stabilite dal Regno Unito Home Office e l'Università di Edimburgo Servizi Veterinari. 1. L'infezione di topi Gavage Conservare Heligmosomoides polygyrus L3 larve in acqua distillata per fino a sei mesi a 4 ° C. Prima dell'uso, lavare L3 larve tre volte in acqua distillata: centrifugare a 300 xg per 10 min (con freno), rimuovere tutti ma 500 ml di acqua (per evitare di disturbare pellettato larve L3) e risospendere il pellet ogni volta. Per il terzo lavaggio, aggiungere acqua per un volume esatto (tipicamente 40 ml) e aspirare 20 l con 200 microlitri punta tagliata per allargare la sua apertura. Inserire due campioni 20 microlitri sulla superficie di un piatto di coltura 60 mm e contare il larve L3 (generalmente mobili, e meglio visto sotto ingrandimento 50X con un microscopio da dissezione). Risospendere il precipitato finale in acqua distillata ad una concentration 2.000 L3 larve per ml. Per la produzione del ciclo di vita, infettare da 8 settimane di età F1 (C57BL / 6xCBA) topi con 400 H. polygyrus L3 larve in 200 ml di acqua distillata da sonda gastrica (frenare topi in posizione verticale per la collottola e passare delicatamente l'ago sonda gastrica smussato attraverso la bocca e l'esofago nello stomaco). Agitare accuratamente prima di ogni infezione (larve stabilirsi rapidamente in acqua) e aspirare 200 microlitri in una siringa da 1 ml; utilizzare un ago sonda gastrica dedicato con un'estremità arrotondata. Per infezione sperimentale di topi più giovani (6-8 settimane), o di altri ceppi inbred (ad esempio C57BL / 6 o BALBc), infettare topi con 200 L3 larve. 2. Propagazione e manutenzione di H. polygyrus Inserire carbone nel centro di una grande vasca di plastica e lasciare acqua di rubinetto fredda per eseguire su di esso per un minimo di 30 min (non lavati carbone attivo è tossico per le larve L3). Scaricare l'acqua dalla vasca e posizionare il carboncino su two strati di carta assorbente, lasciando esposta all'aria stanza fino a completa asciugatura. Se le uova contenute, raschiare feci prima fuori del colon con una pinza e forbici (se necessario). Se è necessario un gran numero di larve L3, posizionare topi su una griglia metallica e raccogliere pellet fecali per diversi giorni. Mescolare le feci con carbone granulato con un rapporto di almeno 1: 1, per ottenere una consistenza appena sufficiente per smorzare aderire filtrare carta. Spalmare uno strato sottile sul centro di una carta da filtro inumidita in una capsula di Petri e collocarlo in una scatola umida (aggiungere qualche tovagliolo di carta umido e un piatto di acqua) al buio per 12-14 giorni. Rimuovere L3 larve dal giorno 7 in poi, e raccoglierli in almeno due occasioni, prima che la carta viene scartata. Le larve formano un anello attorno al bordo della carta da filtro; sollevare la carta da filtro dalla capsula di Petri e sciacquare le larve che restano della piastra (utilizzando una pipetta e 5 ml di acqua sterile per piastra) in un tubo da 50 ml. Ascensorela carta filtro e raccogliere le larve rimanente lasciato sul piatto con acqua distillata in un tubo da 50 ml. Centrifugare la soluzione effluente a 300 xg per 10 min. Lavare le larve tre volte con acqua distillata e quindi memorizzare a 4 ° C fino a 50 ml di acqua distillata fino all'utilizzo. NOTA: Le larve rimangono vitali e infettiva per almeno 6 mesi. 3. Raccolta di adulti H. polygyrus Worms Preparare la Apparato Baermann modificata anticipo, come mostrato in Figura 1. Topi Cull quattordici giorni dopo l'infezione. Lavare l'addome con il 70% di etanolo. Tagliare la pelle sopra l'addome e tirare indietro per rivelare la parete addominale anteriore. Fare incisione mediana di entrare nella cavità peritoneale. Rimuovere l'intero intestino tenue e crasso (dal duodeno prossimale a distale del retto). Mettere in una capsula di Petri a secco. Raddrizzare l'intestino tutta la sua lunghezza; asportare il colon feci contenenti; collocare questo in un piatto a parte per i preparati a base di uova successive. Accise L'prossimali 20 cm di intestino tenue che contiene i vermi adulti -identified dal relativamente spessa parete del duodeno e spesso un aspetto rosso a causa dei vermi intra-luminali. Mettere in un (diametro 100 mm) piastra di Petri con 5 ml di soluzione di Hanks ', riscaldato a 37 ° C (due esemplari per piatto). Aprire la porzione prossimale dell'intestino verme pieno longitudinalmente con le forbici (forbici rotonde-ended sono i migliori per questo), e raschiare giù all'interno del rivestimento intestinale con due lastre di vetro per rimuovere il worm. Poi scarta parete intestinale pulito. Worm punta in piccoli sacchetti di mussola, fiocco chiuso e sicuro con graffette intorno al bordo del imbuto di vetro (Figura 1). Riempire imbuto con Solution Hanks 'e aggiungere circa 4 piastre di Petri di vermi in ciascun cilindro. Collocare il dispositivo in 37 ° C incubatore per 1-2 ore, agitando delicatamente metà a sloggiaredetriti dalla preparazione dell'intestino che può occludere il filtro di mussola. Fare attenzione ad evitare la fuoriuscita di detriti di fuori del sacchetto di mussola – questo farà sì che la contaminazione della preparazione finale HES. Vermi adulti devono hanno lentamente migrate attraverso il panno di mussola e depositato sul fondo della provetta di vetro. Staccare con cautela la provetta dal tubo di gomma di collegamento sopra il lavandino (avendo cura di evitare di perdere i vermi a questo punto). Utilizzando una pipetta di plastica, trasferire i vermi in un tubo da 50 ml e lavare sei volte con Hanks 'Solution (permettono vermi di stabilirsi con la gravità, rimuovere il supporto con un stripette, aggiungere 40 ml di Hanks' Solution e ripetere cinque volte). NOTA: la cultura verme deve essere mantenuto sterile da questo punto in poi. Spostare una cappa a flusso laminare e lavare altri sei volte in soluzione sterile Hanks 'integrato con 100 U / ml di penicillina e 100 ug / ml di streptomicina, pronta per la cultura in vitro. Contare ilvermi adulti recuperati prendendo due campioni di 20 l scattate con una punta taglio giallo di ampliare la sua apertura; aspettarsi circa il 50% della quantità di larve inoculato. 4. Configurazione culture per HES: Media Preparazione, lavaggio vermi adulti Immergere i vermi di 3.11 in circa 10 ml di RPMI supplementato con 10% Gentamicina per 20 minuti, lasciando il riposo tubo ad angolo per garantire vermi sono completamente coperti. Eseguire questa in una cappa a flusso laminare: sciacquare sei volte con soluzione di Hanks '(supplementato con 5 U / ml di penicillina e 5 ug / ml di streptomicina). Preparare H. supporti polygrus. Il mantenimento della sterilità in una cappa a flusso laminare, a 500 ml di RPMI1640, aggiungere 11,1 ml di 45% di glucosio (concentrazione finale 1,2% come RPMI1640 contenente 0,2% di glucosio), 5 ml di 100x Peniclllin-streptomicina (concentrazione finale 5 U / ml di penicillina, 5 ug / ml di streptomicina), 5 ml di L-glutammina (concentrazione finale 2 mM), e5 ml di gentamicina (concentrazione finale 1%). Non aggiungere FCS. Worm aliquotare in fiaschi T25 ventilati, c. 1.000 vermi in 15 ml H. polygyrus supporto per bombola, e posto in posizione verticale in 37 ° C incubatore (5% di CO 2) per 3 settimane. 5. Preparazione di HES Raccogliere HES contenenti coltura da colture ad intervalli di non più di due volte alla settimana, mettendo da parte la prima collezione dopo 24 ore di cultura (a causa di elevati livelli di contaminazione LPS e proteine dell'ospite – possono essere trattati separatamente o scartato). Tenere ogni raccolta differenziata e chiaramente etichettati con la data e il numero lotto. Sostituire con un uguale volume di H. polygyrus supporto in ogni occasione. Centrifuga HES contenenti supporti a 400 x g per 5 min. Poi filtrare sterilizzare attraverso 0,2 micron filtri a basso contenuto proteico vincolanti in 50 ml provette. Conservare nella -20 ° C freezer chiaramente etichettato con la data di raccolta senza fine e la data di HES collezione. Dopo 21 giorni di raccolta HES della cultura, eliminare i vermi. Pool 500-1000 ml di HES surnatante (di solito a magazzino congelato, e non, tra cui la collezione prima 24 ore) e concentrarsi su un filtro di 3.000 MWCO nel dispositivo di ultrafiltrazione in pressione di azoto. NOTA: Fare molta attenzione a non far funzionare il filtro a secco. Per impostare il dispositivo di filtro, prima lavare la parte lucida 3 kDa membrana verso il basso in un bicchiere 1 litro con acqua distillata per 3 x 20 min sotto agitazione. Montare il dispositivo di ultrafiltrazione secondo le istruzioni del produttore con membrana del filtro lato lucido in alto. Mettere in cabinet a 4 ° C e passare 50 ml di acqua distillata attraverso prima di iniziare a concentrarsi HES pool. Aggiungere ciascun tubo di HES nel dispositivo di filtrazione come richiesto (100-140 ml al giorno), fino a quando il volume viene concentrata fino a 2-5 ml. Al fine di rimuovere i contaminanti dal supporto di coltura HES contenenti, aggiungere 50 ml di pyrOgen-libera PBS al dispositivo di filtraggio e poi concentrarsi fino a circa 2 ml. Ripetere questa operazione per due volte (150 ml di PBS in totale). Trasferire HES in una provetta da 15 ml, sterilizzare il filtro (con un filtro da 0,2 micron) in una cappa a flusso laminare e misurare la concentrazione di proteine utilizzando uno spettrofotometro (E 280 = 10) oppure mediante saggio Bradford. Aliquotare, etichetta con il numero di lotto e la data, e congelare a -80 ° C. Eseguire un test LAL cromogenico secondo protocolli del produttore di ciascun lotto di HES prima dell'uso. Se i livelli di LPS sono superiori a 1 U LPS per 1 mg di proteine, considerare non utilizzare questo batch per esperimenti in vivo o in colture in vitro. Trattare i HES raccolti a 24 ore separatamente nello stesso modo; esso conterrà LPS e alcune proteine di accoglienza e, pur non adatto per esperimenti funzionali, è un'utile fonte di singole molecole che possono essere isolati dal monoclonale purificazione dell'anticorpo affinità. </ol>
Representative Results
La suscettibilità alle infezioni da H. polygyrus è controllato in larga misura dal background genetico del ceppo di topo (Tabella 1); C57BL / 6 e CBA topi sono altamente suscettibili 21,22. Per la manutenzione del ciclo di vita parassita, l'ibrido F1 tra questi due ceppi è stato scelto per la sua capacità di resistere oneri verme molto elevati senza morbilità (danni eccessivi epiteliale intestinale) rispetto a uno ceppo parentale. Gavage orale di 400 larve L3 viene utilizzato per mantenere il ciclo di vita nei topi F1 (con conseguenti oneri verme adulto mostrati nella Figura 2), mentre una dose di 200 larve L3 è generalmente utilizzato per esperimenti in ceppi inbred omozigoti (ad esempio, C57BL / 6 o BALBc). Tuttavia, questo dosaggio può essere necessario ridurre a seconda di co-fattori ambientali che possono differire tra strutture di animali, come ad esempio variazioni di flora intestinale. I lotti di HES hanno dimostrato effi riproducibilicacia in saggi funzionali e in composizione proteica; Inoltre, quando supernatanti da ogni successiva settimana di coltura sono stati analizzati, fino ad un totale di 4 settimane, i profili proteici sono risultate molto simili (Figura 3). Quando la concentrazione HES viene misurata mediante saggio Bradford (vedi 5.5), il totale proteina è solitamente circa 1 mg / ml (Figura 4). Un metodo alternativo di concentrare HES è con un concentratore centrifugo (es Vivaspin membrane cut-off 3-kDa), in cui i campioni vengono centrifugati fino a 4.000 g in un rotore di centrifuga incernierato, rimuovendo sali tampone e componenti a basso peso molecolare. Concentrazione centrifuga è più adatto a piccoli volumi di elaborazione (1-10 ml) e sono limitati ad un fattore di concentrazione massima di circa 30x. Quando si raccolgono HES, evitare la contaminazione è critica. Per evitare la contaminazione con le molecole di accoglienza, scartiamo HES-containing coltura dal primo 24 ore dopo il raccolto verme adulto dall'intestino mouse. Abbiamo anche quantificare il livello di contaminazione LPS in ogni lotto di HES con un test cromogenico LAL (vedi 5.7). 1 U di LPS equivale a ~ 100 pg LPS e livelli inferiori a questo vengono considerati trascurabili 23. Nelle nostre mani, la maggior parte delle partite di HES sono significativamente al di sotto di questo limite, la concentrazione media di LPS in HES essere 0,23 U / mg (Figura 5). Gli effetti di LPS in modelli in vivo della patologia (ad esempio la soppressione delle risposte asmatici) richiede almeno 10 ng di LPS 23. Quindi in amministrazione vivo di 5 mg HES da un lotto con 100 pg LPS / mg HES includerà 500 LPS pg, anche al di sotto della concentrazione effettiva in cui LPS diventa un problema. Figura 1: Baermann Apparatus Baermann Apparato per la raccolta di adulti H. polygyrus (come descritto nel capitolo 2). Figura 2: media Worm Burden 14 giorni dopo l'infezione con 400 L3 Larve Media verme grava 14 giorni dopo l'infezione con 400 L3 larve. I punti dati riportati sono da 19 round di infezione di topi C57BL / 6xCBA. Media ± SEM mostrato. Figura 3: profili proteici di HES Da settimane consecutive in Cultura profilo SDS-PAGE delle proteine HES raccolti in successive settimane di cultura. Figura 4: </strong> quantità finale di HES da 500 ml ES contenenti media Resa di proteine HES da 11 diversi lotti derivati da circa 500 ml di cultura surnatante. Media ± SEM mostrato. Figura 5: LPS Contaminazione di piani HES di contaminazione LPS in 41 lotti di HES misurati con il test ameobocyte Limulus. Concentrazione mediana LPS = 86 U per mg di HES. Figura 6: Animated schematica di H. polygyrus Life Cycle Sintesi delle tappe fondamentali del ciclo di vita dalla sonda gastrica di L3 larve, attraverso il recupero di larve e adulti di vermi all'isolamento di HES. <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = "always"> Figura 7: Animated schematica della HES e le sue funzioni principali effetti immunomodulatori di mediatori solubili e exosomes contenuti in HES. Genotipo (e lo sfondo ceppo) Fenotipo infezione primaria Riferimento Ceppi inbred A / J, CBA, C3H Altamente suscettibile 22,29 C57BL / 6 e C57BL / 10 Suscettibile 22,30 BALB / c, DBA / 2, 129 / J Intermedio 22,31 NIH, SJL, SWR </td> Bassa sensibilità 22,32 Transgenici per citochine o recettori delle citochine IL-1β – / – Più sensibili 33 IL-1R – / – Meno sensibili (a); nessun cambiamento nella sensibilità, ma un aumento dei granulomi (b) (A) 33 (B) 34 IL-2Rβ transgenici (C57BL / 6) Resistente 35 IL-4 – / – Fecondità superiore 36 IL-4R – / – (C57BL / 6 o BALB / c) Altamente suscettibile 22 IL-6 – / – (BALB / c o C57BL / 6) Altamente resistente 37 IL-9 transgenici(FVB) Resistente 38 IL-21R – / – (C57BL / 6) Deficiente Th2, diminuzione granuloma gormation 39,40 IL-25 – / – (BALB / c) Più sensibili 33 IL-33R (T1 / ST2) – / – (BALB / c) Nessun cambiamento in suscettibilità 33 TGFβRIIdn (C57BL / 6) Alta Th1, maggiore suscettibilità 41,42 Transgenici per i marcatori di cellule T CD28 – / – (BALB / c) Marginalmente superiore fecondità 43 CD86 (B7-2) – / – (BALB / c) Fecondità superiore 44 OX40L – / – (BALB / c) Fecondità Higher &# 160; 45 Transgenici per innata loci immunitario Tipo 1 recettori per l'interferone (IFNAR) – / – (C57BL / 6) La fecondità superiore, più granulomi 34 MyD88 – / – (C57BL / 6) Più resistenti, più granulomi 34 C-KitW / Wv (WBB6) Più sensibili 46,47 Tabella 1: infezioni primari con H. polygyrus in geneticamente diverse e gene-mirata ceppi di topi.
Discussion
Il ciclo di vita di H. procede polygyrus in modo affidabile coerente. A seguito di ingestione naturale o sonda gastrica di L3 larve al giorno 0, cisti iniziano a formarsi sotto la sierosa duodenale di giorno 5, progressione di mute larvali e quindi emergendo come vermi adulti nel lume intestinale da giorno 10, le uova possono essere visti in feci da giorno 14 e granulomi sono visibili sulla superficie sierosa duodenale dal giorno 21. Il protocollo descritto sopra (e riassunti in Figura 6) permette la produzione ad alta velocità di H. escretori secernente prodotti polygyrus (HES), oltre al recupero affidabile di vitale L3 larve per future infezioni sperimentali e ciclo di vita.
Infezione polygyrus H. ha dimostrato di essere protettivo nei modelli di asma dipendenti OVA o Der p 1 (Casa acari della polvere allergeni) 14. Inoltre, la soppressione di infiammazione delle vie aeree potrebbe essere trasferita con CD4 + CD25 + </sup> cellule T regolatrici CD19 + 14 o CD23 hi cellule B normativi 24 da non sensibilizzati, H. polygyrus -infected topi. Nei modelli di autoimmunità, H. infezione polygyrus ha dimostrato di essere soppressiva nel encefalomielite autoimmune (EAE) modello sperimentale di sclerosi multipla 9, e la soppressione possono essere trasferiti sia con le cellule T CD4 + CD19 + o cellule B da topi infetti 24.
Heligmosomoides polygyrus escretori secernente prodotti (HES) modulano la risposta immunitaria e sopprimono l'infiammazione Th2 mediata da una serie di meccanismi (descritti in figura 7), tra cui: a) Inibizione di risposta delle cellule dendritiche alla stimolazione 25, b) induzione di CD4 cellule T regolatorie + Foxp3 + 18. c) il blocco di IL-33 di produzione 20. HES ha dimostrato di essere protettivo quando somministrato unt sensibilizzazione o sfida nel modello OVA-allume di asma 19 e anche quando somministrato per via intranasale con estratto di Alternaria allergene 20, attraverso la soppressione del primo IL-33 rilascio. Evitare la contaminazione di LPS HES è spesso determinante per il successo delle future esperimenti immunologici. Nel protocollo qui delineato, i passaggi critici nella realizzazione di questo sono per garantire che i residui contenuti nei sacchetti di mussola dell'Apparato Baermann non entra la preparazione finale HES (cfr 2,10) e di mettere da parte la soluzione ES dalla prima 24 ore di cultura (vedi 5.1).
Negli ultimi anni, HES è stato completamente caratterizzato, a livello proteomica con oltre 370 proteine distinte identificate 26,27. Inoltre, ES dalla 4a tappa larve è stato sottoposto ad analisi proteomica 28. I lavori in corso comprende che caratterizza i principali componenti glycan di HES, noti per essere fortemente immunogenico 3, e secreta micro-RNCome che sono incapsulati in 50-100 nm vescicole o exosomes (Buck et al., Presentati per la pubblicazione). Con la definizione di protocolli riproducibili per la raccolta di ES da questo parassita altamente immunomodulante, e con numerosi dati di proteomica identificano i componenti molecolari HES, la scena è ora impostata per l'identificazione e la sperimentazione terapeutica delle singole molecole da H. polygyrus che può mediare gli effetti fondamentali sul sistema immunitario dell'ospite.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The authors are funded by the Wellcome Trust through the Edinburgh Clinical Academic Track (C.J.C.J.) and Programme Grant (Y.H., and R.M.M.) and Fellowship (J.R.G) funding, the BBSRC (G.C.), the American Asthma Foundation (E.R., H.J.McS. and R.M.M.), Asthma UK (H.J.McS.) and the Rainin Foundation (D.J.S. and R.M.M.).
Materials
| Material Name | Company | Catalogue Number | Comments |
| Amicon concentrator | Millipore | 5112 | Model 8050 50 ml http://www.emdmillipore.com/INTL/en/product/Stirred-Cell-Model-8050,-50%C2%A0mL,MM _NF-5122 |
| Hanks’ buffered salt solution | Sigma | H9394 | 500 ml http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/h9394?lang=en®ion=GB |
| Penicillin streptomycin | Invitrogen | 15070-063 | 100 ml http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/15070063 |
| L-glutamine | Invitrogen | 25030-081 | 200 MM 100ml https://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/25030081?ICID=search-25030081 |
| Activated charcoal | Merck | 1.09624.0500 | 18-35 mesh http://www.merckmillipore.com/GB/en/product/Charcoal-activated,MDA_CHEM-109624 |
| Glucose solution | Sigma | G8769 | 100 ml 45% solution http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/g8769?lang=en®ion=GB |
| Falcon tubes | Sarstedt | 62.547.254 | 50 ml http://www.scribd.com/doc/124320105/Sarstedt-Falcon |
| T25 Flasks | Sigma | CLS430639 | 25cm vented flask http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/cls430639?lang=en®ion=GB |
| Chromogenic LAL assay | Lonza | 50-647U | QCL-1000 assay http://www.lonza.com/products-services/pharma-biotech/endotoxin-detection/endotoxin-detection-assays/endpoint-chromogenic-lal-assay.aspx |
| Gentamicin | Gibco | 15710-049 | 100 ml http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/15710072 |
| Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 | Gibco | 11875093 | 500 ml; without L-glutamine http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/11875093 |
References
- Monroy, F. G., Enriquez, F. J. Heligmosomoides polygyrus : a model for chronic gastrointestinal helminthiasis. Parasitol. Today. 8, 49-54 (1992).
- Maizels, R. M., et al. Immune modulation and modulators in Heligmosomoides polygyrus infection. Exp. Parasitol. 132, 76-89 (2012).
- Hewitson, J. P., et al. Heligmosomoides polygyrus elicits a dominant nonprotective antibody response directed at restricted glycan and peptide epitopes. J Immunol. 187, 4764-4777 (2011).
- Walk, S. T., Blum, A. M., Ewing, S. A., Weinstock, J. V., Young, V. B. Alteration of the murine gut microbiota during infection with the parasitic helminth Heligmosomoides polygyrus. Inflamm Bowel Dis. 16, 1841-1849 (2010).
- Rausch, S., et al. Small intestinal nematode infection of mice Is associated with increased enterobacterial loads alongside the intestinal tract. PLoS ONE. 8, e74026 (2013).
- Reynolds, L. A., et al. Commensal-pathogen interactions in the intestinal tract: Lactobacilli promote infection with, and are promoted by, helminth parasites. Gut Microbes. 5, 10-19 (2014).
- Saunders, K. A., Raine, T., Cooke, A., Lawrence, C. E. Inhibition of autoimmune type 1 diabetes by gastrointestinal helminth infection. Infect Immun. 75, 397-407 (2007).
- Liu, Q., et al. Helminth infection can reduce insulitis and type 1 diabetes through CD25- and IL-10-independent mechanisms. Infect Immun. 77, 5347-5358 (2009).
- Donskow-Łysoniewska, K., Krawczak, K., Doligalska, M. Heligmosomoides polygyrus: EAE remission is correlated with different systemic cytokine profiles provoked by L4 and adult nematodes. Exp Parasitol. 132, 243-248 (2012).
- Mishra, P. K., Patel, N., Wu, W., Bleich, D., Gause, W. C. Prevention of type 1 diabetes through infection with an intestinal nematode parasite requires IL-10 in the absence of a Th2-type response. Mucosal Immunol. 6, 297-308 (2013).
- Sutton, T. L., et al. Anti-Inflammatory mechanisms of enteric Heligmosomoides polygyrus infection against trinitrobenzene sulfonic acid-induced colitis in a murine model. Infect Immun. 76, 4772-4782 (2008).
- Hang, L., et al. Heligmosomoides polygyrus bakeri infection activates colonic Foxp3+ T cells enhancing their capacity to prevent colitis. J Immunol. 191, 1927-1934 (2013).
- Bashir, M. E., Andersen, P., Fuss, I. J., Shi, H. N., Nagler-Anderson, C. An enteric helminth infection protects against an allergic response to dietary antigen. J Immunol. 169, 3284-3292 (2002).
- Wilson, M. S., et al. Suppression of allergic airway inflammation by helminth-induced regulatory T cells. J. Exp. Med. 202, 1199-1212 (2005).
- Kitagaki, K., et al. Intestinal helminths protect in a murine model of asthma. J Immunol. 177, 1628-1635 (2006).
- Hartmann, S., et al. Gastrointestinal nematode infection interferes with experimental allergic airway inflammation but not atopic dermatitis. Clin Exp Allergy. 39, 1585-1596 (2009).
- Pritchard, D. I., Lawrence, C. E., Appleby, P., Gibb, I. A., Glover, K. Immunosuppressive proteins secreted by the gastrointestinal nematode parasite Heligmosomoides polygyrus. Int. J. Parasitol. 24, 495-500 (1994).
- Grainger, J. R., et al. Helminth secretions induce de novo T cell Foxp3 expression and regulatory function through the TGF-β pathway. J Exp Med. 207, 2331-2341 (2010).
- McSorley, H. J., et al. Suppression of type 2 immunity and allergic airway inflammation by secreted products of the helminth Heligmosomoides polygyrus. Eur. J. Immunol. 42, 2667-2682 (2012).
- McSorley, H. J., Blair, N. F., Smith, K. A., McKenzie, A. N. J., Maizels, R. M. Blockade of IL-33 release and suppression of type 2 innate lymphoid cell responses by helminth secreted products in airway allergy. Mucosal Immunol. 7, 1068-1078 (2014).
- Behnke, J. M., Menge, D. M., Noyes, H. Heligmosomoides bakeri: a model for exploring the biology and genetics of restance to chronic gastrointestinal nematode infections. Parasitology. 136, 1565-1580 (2009).
- Filbey, K. J., et al. Innate and adaptive type 2 immune cell responses in genetically controlled resistance to intestinal helminth infection. Immunology and Cell Biology. 92, 436-448 (2014).
- Bortolatto, J., et al. Toll-like receptor 4 agonists adsorbed to aluminium hydroxide adjuvant attenuate ovalbumin-specific allergic airway disease: role of MyD88 adaptor molecule and interleukin-12/interferon-gamma axis. Clin Exp Allergy. 38, 1668-1679 (2008).
- Wilson, M. S., et al. Helminth-induced CD19+CD23hi B cells modulate experimental allergic and autoimmune inflammation. Eur J Immunol. 40, 1682-1696 (2010).
- Segura, M., Su, Z., Piccirillo, C., Stevenson, M. M. Impairment of dendritic cell function by excretory-secretory products: A potential mechanism for nematode-induced immunosuppression. Eur J Immunol. 37, 1887-1904 (2007).
- Hewitson, J. P., et al. Proteomic analysis of secretory products from the model gastrointestinal nematode Heligmosomoides polygyrus reveals dominance of Venom Allergen-Like (VAL) proteins. J Proteomics. 74, 1573-1594 (2011).
- Moreno, Y., et al. Proteomic analysis of excretory-secretory products of Heligmosomoides polygyrus assessed with next-generation sequencing transcriptomic information. PLoS Negl Trop Dis. 5, e1370 (2011).
- Hewitson, J. P., et al. Secretion of protective antigens by tissue-stage nematode larvae revealed by proteomic analysis and vaccination-induced sterile immunity. PLOS Pathogens. 9, e1003492 (2013).
- Prowse, S. J., Mitchell, G. F. On the choice of mice for dissection of strain variations in the development of resistance to infection with Nematospiroides dubius. Austral J Exp Biol Med. 58, 603-605 (1980).
- Behnke, J. M., Robinson, M. Genetic control of immunity to Nematospiroides dubius: a 9-day anthelmintic abbreviated immunizing regime which separates weak and strong responder strains of mice. Parasite Immunol. 7, 235-253 (1985).
- Zhong, S., Dobson, C. Heligmosomoides polygyrus: resistance in inbred, outbred, and selected mice. Exp. Parasitol. 82, 122-131 (1996).
- Behnke, J. M., et al. Genetic variation in resistance to repeated infections with Heligmosomoides polygyrus bakeri, in inbred mouse strains selected for the mouse genome project. Parasite Immunol. 28, 85-94 (2006).
- Zaiss, M. M., et al. IL-1β suppresses innate IL-25 and IL-33 production and maintains helminth chronicity. PLoS Pathog. 9, e1003531 (2013).
- Reynolds, L. A., et al. MyD88 signaling inhibits protective immunity to the gastrointestinal helminth parasite Heligmosomoides polygyrus. J Immunol. , (2014).
- Morimoto, M., Utsumiya, K. Enhanced protection against Heligmosomoides polygyrus in IL-2 receptor β-chain overexpressed transgenic mice with intestinal mastocytosis. J Vet Med Sci. 73, 849-851 (2011).
- Urban, J. F., Katona, I. M., Paul, W. E., Finkelman, F. D. Interleukin 4 is important in protective immunity to a gastrointestinal nematode infection in mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88, 5513-5517 (1991).
- Smith, K. A., Maizels, R. M. IL-6 controls susceptibility to helminth infection by impeding Th2 responsiveness and altering the Treg phenotype in vivo. Eur J Immunol. 44, 150-161 (2014).
- Hayes, K. S., Bancroft, A. J., Grencis, R. K. Immune-mediated regulation of chronic intestinal nematode infection. Immunol Rev. 201, 75-88 (2004).
- Fröhlich, A., et al. IL-21 receptor signaling is integral to the development of Th2 effector responses in vivo. Blood. 109, 2023-2031 (2007).
- King, I. L., Mohrs, K., Mohrs, M. A nonredundant role for IL-21 receptor signaling in plasma cell differentiation and protective type 2 immunity against gastrointestinal helminth infection. J Immunol. 185, 6138-6145 (2010).
- Ince, M. N., et al. Role of T cell TGF-β signaling in intestinal cytokine responses and helminthic immune modulation. Eur J Immunol. 39, 1870-1878 (2009).
- Reynolds, L. A., Maizels, R. M. Cutting Edge: In the absence of TGF-β signaling in T cells, fewer CD103+ regulatory T cells develop, but exuberant IFN-γ production renders mice more susceptible to helminth infection. J Immunol. 189, 1113-1117 (2012).
- Ekkens, M. J., et al. Memory Th2 effector cells can develop in the absence of B7-1/B7-2, CD28 interactions, and effector Th cells after priming with an intestinal nematode parasite. J Immunol. 168, 6344-6351 (2002).
- Greenwald, R. J., et al. B7-2 is required for the progression but not the initiation of the type 2 immune response to a gastrointestinal nematode parasite. J. Immunol. 162, 4133-4139 (1999).
- Ekkens, M. J., et al. The role of OX40 ligand interactions in the development of the Th2 response to the gastrointestinal nematode parasite Heligmosomoides polygyrus. J. Immunol. 170, 384-393 (2003).
- Hashimoto, K., et al. Immunity-mediated regulation of fecundity in the nematode Heligmosomoides polygyrus–the potential role of mast cells. Parasitology. 137, 881-887 (2010).
- Hepworth, M. R., et al. Mast cells orchestrate type 2 immunity to helminths through regulation of tissue-derived cytokines. Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 6644-6649 (2012).
Cite This Article
Johnston, C. J. C., Robertson, E., Harcus, Y., Grainger, J. R., Coakley, G., Smyth, D. J., McSorley, H. J., Maizels, R. Cultivation of Heligmosomoides Polygyrus: An Immunomodulatory Nematode Parasite and its Secreted Products. J. Vis. Exp. (98), e52412, doi:10.3791/52412 (2015).