Summary

的斑马鱼胚胎神经上皮通透性的测定

Published: October 24, 2012
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Summary

我们描述了现场的整个动物的胚胎斑马鱼脑通透性的定量测量。该技术分析神经管的管腔内保留脑脊液和不同分子量的分子的能力,和它们的运动量化满分心室。此方法是非常有用的用于确定在上皮通透性和成熟发展和疾病过程中的差异。

Abstract

脑脑室系统脊椎动物之间是保守的,并且是由一系列互连的空腔称为脑脑室,大脑发育的早期阶段期间形成的,并保持整个动物的生命。被发现在脊椎动物脑脑室系统和心室神经管形成后,当中央管腔内充满脑脊液(CSF)1,2。 CSF是一种富含蛋白质的液体,是必不可少的正常的大脑发育和功能3-6。

在斑马鱼中,脑室通胀开始于受精后约18小时(HPF),神经管闭合后。多个进程相关联的,与脑室形成,包括一个神经上皮形成,形成紧密连接,调节渗透性和脑脊液生产。我们发现,中Na,K-ATP酶活性,影响所有这些过程所需的脑室通胀ES 7.8,紧密连接蛋白5A是必要的紧密连接形成9。此外,我们发现,“放松”的胚胎神经上皮,通过抑制肌球蛋白,与脑室通胀。

探讨在斑马鱼脑室通胀调节的透气性,我们开发了一个心室染料保持试验。此方法使用在活的斑马鱼胚胎,在我们的实验室10以前开发的技术,以荧光标记的脑脊液脑室注射。作为荧光染料穿过脑室和神经上皮胚胎,然后随着时间的推移成像。染料前端的距离移动远离基底(非管腔)侧,随着时间的推移的神经上皮被量化和是神经上皮渗透性的量度( 图1)。我们观察到,70 kDa的和更小的染料会移动通过神经上皮和可detecte的D 24高倍视野( 图2)以外的胚胎斑马鱼脑。

该染料保留检测可以用于分析在各种不同的遗传背景中的神经上皮通透性,在开发过程中在不同的时间,和环境扰动后。这也可能是有用的检查病​​理积累的CSF。总体而言,这种技术可以让调查人员分析的作用和调节的透气性,在开发过程中和疾病。

Protocol

1。准备显微注射准备显微注射针拉毛细管萨特仪器针拔出器。 负载微量注射针用荧光染料(FITC-葡聚糖)。 显微操作显微注射设备上安装针。 使用产钳,宽度约2微米,小心地打破显微注射针,但是,这将取决于你的微量注射器设置。对于我们的显微注射针,这对应于从不会弯曲的前端的针的第一区域。 测量在油中的液滴大小,调整喷射时间和压力,从​​而…

Discussion

我们证明了量化的活体胚胎斑马鱼脑作为给定的分子量的确定注入的染料的渗透性的能力。我们的观察斑马鱼胚胎神经上皮差异透性的染料不同的分子量,表明了染料的移动经由间通透性。但是,我们不能排除的可能性的跨细胞所观察到的磁导率的贡献。这种技术可以应用于任何其他的管状结构,只要管的内侧和外侧的,可以看出,可以注射和管腔。然而,确定了理想的分子量为其他器官将需要?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

这项工作是由美国国家精神卫生研究所和美国国家科学基金会的支持。许多有益的讨论和建设性的批评,的Olivier Paugois的专家鱼的饲养的西伯实验室成员的特别感谢。

Materials

Name of Reagent Company Catalogue number
Dextran, Fluorescein, Anionic, Lysine Fixable Invitrogen D7136, D7137, D1822, D1820, D1845
Tricaine powder Sigma A5040
Capillary Tubes FHC Inc. 30-30-1

References

  1. Harrington, M. J., Hong, E., Brewster, R. Comparative analysis of neurulation: first impressions do not count. Mol. Reprod. Dev. 76, 954-965 (2009).
  2. Lowery, L. A., Sive, H. Strategies of vertebrate neurulation and a re-evaluation of teleost neural tube formation. Mech. Dev. 121, 1189-1197 (2004).
  3. Salehi, Z., Mashayekhi, F. The role of cerebrospinal fluid on neural cell survival in the developing chick cerebral cortex: an in vivo study. Eur. J. Neurol. 13, 760-764 (2006).
  4. Martin, C. Early embryonic brain development in rats requires the trophic influence of cerebrospinal fluid. Int. J. Dev. Neurosci. 27, 733-740 (2009).
  5. Lehtinen, M. K. The cerebrospinal fluid provides a proliferative niche for neural progenitor cells. Neuron. 69, 893-905 (2011).
  6. Gato, A. Embryonic cerebrospinal fluid regulates neuroepithelial survival, proliferation, and neurogenesis in chick embryos. Anat. Rec. A. Discov. Mol. Cell Evol. Biol. 284, 475-484 (2005).
  7. Lowery, L. A., Sive, H. Totally tubular: the mystery behind function and origin of the brain ventricular system. Bioessays. 31, 446-458 (2009).
  8. Lowery, L. A., Sive, H. Initial formation of zebrafish brain ventricles occurs independently of circulation and requires the nagie oko and snakehead/atp1a1a.1 gene products. Development. 132, 2057-2067 (2005).
  9. Zhang, J. Establishment of a neuroepithelial barrier by Claudin5a is essential for zebrafish brain ventricular lumen expansion. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 1425-1430 (2010).
  10. Gutzman, J. H., Sive, H. Zebrafish brain ventricle injection. J. Vis. Exp. , (2009).
  11. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).
  12. Westerfield, M., Sprague, J., Doerry, E., Douglas, S., Grp, Z. The Zebrafish Information Network (ZFIN): a resource for genetic, genomic and developmental research. Nucleic Acids Research. 29, 87-90 (2001).

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Cite This Article
Chang, J. T., Sive, H. An Assay for Permeability of the Zebrafish Embryonic Neuroepithelium. J. Vis. Exp. (68), e4242, doi:10.3791/4242 (2012).

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