JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Protocol
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
의학

Коронарных артерий и Лигирование Intramyocardial инъекций в мышиной модели миокарда

Published: June 07, 2011
doi:
10.3791/2581
,
1Department of Physiology, Brody School of Medicine,East Carolina University

Summary

Многочисленные генетические манипуляции и / или intramyocardial инъекции генов, белков, клеток и / или биоматериалов накладываются на измерение времени при исследовании острой ишемии / реперфузии и хронических ремоделирования у мышей. Это видео показывает, микрохирургические процедуры ишемии / реперфузии, постоянные перевязки коронарной артерии, и intramyocardial исследования инъекции.

Abstract

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling.

Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy.

Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed.

Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.

Protocol

Стерильные хирургические инструменты (табл. 1) и 3 "хлопка наконечником аппликаторы кладут на стерильную underpad. Бусинка стерилизатор (Germinator 500) включен. Мыши (возраст:> 6 недель, вес:> 18 г) анестезируют с IP-инъекция 20 мкл / г веса тела tribromoethanol (250mg/kg, продолжительность – примерно 40 минут). Когда мышь не реагируют до пят-пинча, стерильной смазки (Слезы Обновленный) применяется к глазам, чтобы защитить их от высыхания и левой стороне груди покрыта для удаления волос (например, Наир), чтобы удалить шерсть с поверхности кожи. Для удаления волос смывается теплой проточной водой и бетадин / алкоголь моечные используется для дезинфекции хирургических области. Мыши помещается на теплых deltaphase изотермические площадки, которая фиксируется на плексиглас таблице. Каждая конечность иммобилизуют с помощью липкой ленты и толстый поток помещается горизонтально под верхние зубы держать верхнюю челюсть на место. Таблица расположена вертикально и волоконно-оптических свет сиял непосредственно на область шеи для чреспищеводной освещения. Это требует точного размещения таких, что открытие горла рассматривается как хорошо освещенном отверстия, что позволяет трахеи для визуализации, упрощающий установку трубы PE. Трубка затем подключен к ИВЛ (подключен к 95% O 2 / 5% CO 2) для управления постоянной вентиляции с положительным давлением (ТОПО вентилятор; скорость 125 вдохов / мин; пике вдоха давление 10-12 смН 2 O; * примечание : настройки меняются в зависимости от штамма и гендерной 1-3). После вентиляции подтверждается синхронным движениям груди, соединение устанавливается на площадку с лентой, чтобы избежать экстубации во время операции. Использование зубчатых щипцов тянуть кожу вверх и в сторону от груди, № 10 стерильный скальпель лезвием придается # 3 скальпель ручкой используется для производства 1,5 см разрез в коже параллельно грудине. Изогнутые microscissors Vanna используются для сокращения грудной мышцы и сделать маленькое отверстие в межреберных мышцах. Прямое, тупое microscissors используются, чтобы прорваться через 3 ребра. 9мм педиатрической зеркало офтальмологических используется, чтобы убрать грудной клетки. Использование изогнутых щипцов, вытащить перикард от сердца и использовать зубчатый пинцет, чтобы аккуратно рвать ее открытой. Использование держателя Кастровьехо иглы, 6 мм, конические точки 3 / 8 потоков иглу 8-0 полиэтилена шва под левой передней нисходящей коронарной артерии (вдоль длинной оси сердца) перпендикулярно к ней. Для временного вязью, которая может быть снята для реперфузии приурочен, стерильные 0,5-1см кусок PE90 делается на сердце параллельно с коронарной артерии. Шва, которая впервые была петлей под коронарной артерии, затем привязана к труб. В то время он должен быть освобожден, лигатуры ослабляется. Это может повторяться по желанию и время окклюзии / реокклюзии может быть изменен 4. В зависимости от длины протокол и вид анестезии используется, добавки могут оказаться необходимыми. Для постоянного прикуса, лигатуры кружевной при коронарной артерии просто связаны. Белая и ​​дискинезии являются очевидными и длинный конец шов режется 5-10. Для intramyocardial инъекций (ы), стерильный шприц Гамильтон с 30 калибр стерильной иглой скошенными вводится в базу сердца выше области травмы на правой стороне вязью. Игла затем продвинулся в области повреждения и снят так, чтобы слегка конической можно увидеть примерно в приграничной зоне. Некоторые из раствора в шприц (2-3μl) вводится в сердце и иглой удерживается на месте. Шприц снимается еще на 1-3мм и остальной части решение вводится. Шприц удерживается на месте, пока пузырь, образованный решением рассеивается. Иглу удаляют. Если есть кровотечение, хлопка наконечником аппликатора мягко прижимается месте введения иглы, пока кровотечение не остановится 5-7. После инфаркта манипуляции будут завершены, ребра преднатяжителями удаляются и грудной полости закрыта с 2-3 матрас швов использованием 6-0 surgipro шва. Два-три матраса швы затем сделал, чтобы закрыть грудной мышцы, 1-3 капли 0,25% marcaine 1:10 в стерильного физиологического раствора (0.1ml/25g мыши) применяется к мышце, а затем 2-3 матрас швы делаются близко кожи. Мыши удаляется из искусственной вентиляции легких. Как только ритмичный, быстрое, поверхностное дыхание проверяется, мышь можно экстубации. 0,5 мл теплого стерильного физиологического раствора вводится в спинной пространство подкожного и мыши помещается на потепление площадку в клетке, пока она вновь обретает подвижность (1 час минимум). Для выживания экспериментов, мыши помещаются обратно в их клетках и вернулся в виварий, пока время жертвоприношения. В первые 2 дня, смоченной пищаразмещены на полу клетки для облегчения кормления (так что они не должны достигать, которые могут вызвать боль) и бупренорфин следует вводить каждые 6-12hr. Послеоперационный уход также включает ежедневный мониторинг за первую неделю проверить адекватную подвижность, холить, и в еде. Хирургические инструменты протереть спиртом и вставляется в бисер стерилизатора задолго до следующей операции. Во время жертвоприношения, мышей под наркозом с натрием фенобарбиталом (65mg/ml; 55-65 мг / кг). При адекватной плоскости анестезии достигается, грудной полости открыт. Хотя сердце еще билось, шприц с иглой 23 содержащих холодного хлористого калия (KCl, 30 мм) или 2,3-бутандион monoxime (BDM; 10 мм) используется для прокола задней базальной области желудочка и решения вводят внутривенно медленно в камеру, пока сердце арестован в диастолу. Как только сердце удаляется, шприц, содержащий PBS используется для полоскания ретроградно заливать сердце, чтобы удалить кровь, которая остается. При острых исследований, в конце реперфузии период ЛАД повторно лигируют в исходную точку окклюзии. Раствор, содержащий 1% синего Эвана вводят в аорту. Как только сердце добывается, она режется поперек на 3 части одинаковой толщины, инкубировали в 1% 2,3,5-triphenyltetrazolium хлорид и отображаемого для морфометрических анализов 11. Для хронического исследования, сердце затем погружали в фиксатора, затем обрабатывается и встроенных в зависимости от рутинных процедур. Слайды могут быть окрашены гистологически и отображаемого для морфометрического анализа (с использованием Scion, NIH Image J, или Image Pro Plus) 9,10,12. Представитель Результаты: Если все сделано правильно, уровень выживаемости у мышей (мужчины: в возрасте 8-10 недель, 22-28г; женщин: в возрасте 10-12 недель, 20-26г), являются: более 90% при острой ишемии / реперфузии и ишемической предварительной подготовки экспериментов, более 85% в постоянных исследованиях перевязка артерии, и примерно 80% для intramyocardial инъекций. С начала травмы более легко видимыми метаболические изменения, а не структурных, инфаркт определения размера при ишемии / реперфузии и ишемической предварительной подготовки экспериментов осуществляется путем инфузии 1% синего красителя Эванса в аорту который будет заливать сердце, которое не поставляется LAD ( Рис 1А). Как только сердце удаляется и поперек разрезать пополам, ткани инкубировали в 1% растворе 2,3,5-triphenyltetrazolium хлорида для оценки размера инфаркта (рис. 1В). Областей измеряются с помощью Scion или NIH обработки изображений, которые могут быть откалиброван использованием микрометра отображаемого в то же увеличением. Эти цифры используются для расчета площади, подверженной риску / левого желудочка и размер инфаркта / зона риска 11. Штамм различия могут привести к изменениям массы тела и размеров сердца и так следует позаботиться, чтобы нормализовать эти меры к сердцу веса, массы тела, или голени длины для сравнительных целей. Постоянный артерии лигирование приводит к валовой структурные изменения, такие как некроз, утонение стенки, и камера расширения. Сравнение эффектов лечения и / или времени на размер инфаркта и некроза относительно левого желудочка, площади камеры, стены и перегородки левого желудочка свободной толщиной стенки в модели перманентного окклюзии (рис. 2А) также может быть измерена с помощью Scion или NIH изображений программное обеспечение. Коллаген окрашивания picrosirius красный / зеленый быстро (рис. 2Б) может быть использован для измерения insterstitial фиброз, который коррелирует с функциональным показателям 8-10 стены жесткости. Изображение на рисунке 3 представляет распределение 6ul решение (синий Эвана) вводят в пограничной зоне сердца следующие постоянные перевязки артерии. Обратите внимание, что оно происходит в направлении травме, а также к основанию, а также transmurally. Рисунок 1. А. Эван 'Голубой вводят в аорту до удаления. Это изображение показывает перфузии области сердца (пятна) и окклюзии области (неокрашенных). Б. Эван' Голубой и TTC окрашивания после острой ишемии / реперфузии. Это представитель изображение (20x), показывающие распределение синий краситель, который окрашивали unoccluded регионов, а также TTC окрашивание метаболически жизнеспособные ткани (красная). Некротический области не окрашивают и таким образом они остаются бледными (очерчен). Рисунок 2. А. гематоксилин-эозином пятно. Это представитель изображение (20x) Н & E окрашивание мыши сердце вырезать поперечно через инфаркта области на 4 дня после ИМ (20x). * Означает некроз тканей, стрелки указывают на грануляционной ткани, Р. = правого желудочка и LV = левого желудочка. B. Picrosirius красные и зеленые пятна быстро. ЭтоПредставитель изображения (20x) из picrosirius красный / зеленый быстрого окрашивания сечение мыши сердца в течение 4 недель после ИМ. Зеленые пятна цитоплазме и коллагеновых волокон красные. Рисунок 3. Синий Эвана красителя пятна распределение следующее 6ul intramyocardial инъекции. Это представитель изображение, показывающее глобальных и трансмуральный распределения Синий краситель Эван на протяжении следующих сердце 6ul intramyocardial инъекции в пограничную зону сразу после перевязки коронарной артерии (12x).

Discussion

Ишемическая болезнь сердца по-прежнему является эпидемиологически и в финансовом отношении серьезной проблемой общественного здравоохранения. Значительные фундаментальных исследований по-прежнему необходимо, чтобы понять механизмы, посредством которых травмы и реконструкции продолжаются и, как потенциальные терапии может модулировать эти процессы, если они должны быть разработаны для клинического использования. Грызуны являются наиболее распространенным и широкий спектр генетически модифицированных мышей доступны делает этот вид более привлекательным модели.

Хотя Есть различия между мышами и другими видами, Есть много преимуществ для мышиной модели. Применение простых рассекает масштаба или увеличительное стекло и хорошо освещены условия позволяют сосудистую, чтобы легко видеть (подробное валовой анатомии сосудистой см. Сальто-Tellez и соавт., 2004 13). Чтобы уменьшить риск послеоперационных смертности, это очень важно, чтобы избежать разрыва крупных сосудов с общим объемом крови 25г мыши меньше 2 мл 14. В том случае, чрезмерное кровотечение, нежный применения давления или определить прижигание может быть использован для остановки кровотечения.

Эта процедура также может быть изменен в разному. Например, мыши могут быть под наркозом использованием изофлуран, кетамин / ксилазина, или натрия фенобарбитала и соответствующий выбор определяется длительностью 15-18 протокол. Носок-пинча рефлекс наиболее часто используемых индекс глубины наркоза. Кроме того, для повышения вероятности для долгосрочного выживания, некоторые исследователи используют антиаритмические препараты, такие как лидокаин, чтобы снизить частоту смертельных аритмий 19,20 Однако, следует учитывать, что это недавно было показано, что антиапоптотических свойства в остром Модель 21. Кроме того, чтобы уменьшить послеоперационные боли, анальгетики, такие как бупренорфин может быть введен в течение первых 48 часов после операции 3,16,17,22,23. Для поддержания температуры тела во время операции (особенно на более длительный протоколов), ректальный зонд последовательно с грелку часто используется вместо изотермических площадку. Для ишемии / реперфузии и / или ишемической до или посткондиционирование: продолжительности окклюзии (ов) и реперфузии (ы) может быть изменен, для постоянного прикуса, размер инфаркта может быть изменен путем изменения расположения лигатуры; и для intramyocardial инъекции (например, клеток, белков), не может быть 1-3 места инъекции и объема на инъекцию может быть до 15 мкл 24. Если ячейки внедряемому, датчик иглы используются (обычно 26-30) 5,25,26 следует выбирать в зависимости от размера ячеек так внутренний диаметр иглы достаточно велик, чтобы избежать Шееринг. Чтобы избежать смешивает из-за воспалительных процессов вызвано хирургии, некоторые исследователи сообщили об использовании ловушки, которые манипулируют исключая виво, чтобы закупорить и reperfuse сердца в закрытом мыши грудь в любой момент после хирургии 27-29. Совсем недавно, Гао и др. 30. Показали, что временный и постоянный прикус могут быть выполнены без необходимости вентиляции и несколько лабораторий начали использовать ультразвук для выполнения закрытой грудью intramyocardial инъекции 25,31.

С первого исследования демонстрируют возможность лигирования коронарных артерий у мышей был опубликован Джонс и Олсон в 1954 году 32, и многие другие приняли эту модель и изменение его для изучения различных аспектов повреждения миокарда и ремоделирование 3,33-45. Характер мышей с точки зрения размера, репродуктивную способность, и сравнительно меньшими затратами на приобретение и обслуживание делают этот вид привлекательным инструментом для широкого круга физиологических и патофизиологических исследований. Как миниатюризация технологии для работы с изображениями в естественных условиях 46-49 достижений, а также средства для выполнения и анализа больших масштабах геномика и протеомика, скрининга препаратов, эффективность клеточной и / или белка терапии, а также биоматериалов 50-64, в сочетании с все более широкий спектр генетических манипуляций предоставляемых повсеместно или тканей конкретного трансгенных или мутантных / нокаутом мышей, мышиной модели инфаркта миокарда, несомненно, будет продолжать быть бесценным инструментом в оценке острой сердечной травмы и длительный срок реконструкции. Таким образом, существует несомненное значение в возможности выполнения этих экспериментов надежно и воспроизводимо.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Я хотел бы поблагодарить Департамент исследований и аспирантуры за выделение финансовых средств для поддержки своих исследований и Департамент по сравнительной медицины за бдительность и помощь. Я также хотел бы признать кафедры физиологии за их поддержку и руководство, а также студентов и техников в моей лаборатории за помощь. Наконец, я хотел бы поблагодарить моего после защиты докторской наставник, доктор Чарльз Мурри, для учебной программы в течение которых я узнал, мыши микрохирургии.

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Long Vanna Scissors   George Tiemann 160-159  
Micro Dissecting Scissors   George Tiemann 160-161  
Forceps – straight, 1×2 teeth   George Tiemann 105-205  
Scalpel handle #3   George Tiemann 105-64 #10 sterile blade
Forceps – half curved serrated   George Tiemann 160-19  
Tissue Scissors   George Tiemann 105-410  
Castroviejo Needle Holder   Miltex 18-1828  
Cook Eye Speculum   Miltex 18-63  
Surgipro II 8-0   Suture Express VP-900-X  
Prolene 6-0   Suture Express 8776  
Germinator 500 Bead Sterilizer   Cellpoint Scientific 65369-1  
Deltaphase isothermal pad   Braintree Scientific 39DP  
Hamilton syringe – 25μl   Hamilton 80430  
30 gauge beveled needle   Hamilton 7803-07  
Ventilator   Kent Scientific TOPO  
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Reinhard, C. Inbred strain variation in lung function. Mamm Genome. 13, 429-437 (2002).
  2. Schulz, H. Respiratory mechanics in mice: strain and sex specific differences. Acta Physiol Scand. 174, 367-375 (2002).
  3. Tarnavski, O. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiol Genomics. 16, 349-360 (2004).
  4. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovasc Res. 74, 29-38 (2007).
  5. Murry, C. E. Haematopoietic stem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardial infarcts. Nature. 428, 664-668 (2004).
  6. Nussbaum, J. Transplantation of undifferentiated murine embryonic stem cells in the heart: teratoma formation and immune response. Faseb J. 21, 1345-1357 (2007).
  7. Reinecke, H., Minami, E., Virag, J. I., Murry, C. E. Gene transfer of connexin43 into skeletal muscle. Hum Gene Ther. 15, 627-636 (2004).
  8. Virag, J. A. Attenuation of Myocardial Injury in Mice with Functional Deletion of the Circadian Rhythm Gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2008).
  9. Virag, J. A. Fibroblast growth factor-2 regulates myocardial infarct repair: effects on cell proliferation, scar contraction, and ventricular function. Am J Pathol. 171, 1431-1440 (2007).
  10. Virag, J. I., Murry, C. E. Myofibroblast and endothelial cell proliferation during murine myocardial infarct repair. Am J Pathol. 163, 2433-2440 (2003).
  11. Cozzi, E. Ultrafine particulate matter exposure augments ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, 894-903 (2006).
  12. Virag, J. A. Attenuation of myocardial injury in mice with functional deletion of the circadian rhythm gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, 1088-1095 (2010).
  13. Salto-Tellez, M. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
  14. Diehl, K. H. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol. 21, 15-23 (2001).
  15. Lichtenberger, M., Ko, J. Anesthesia and analgesia for small mammals and birds. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 10, 293-315 (2007).
  16. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. Appendix 4, Appendix 4B-Appendix 4B (2008).
  17. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  18. Kolk, M. V. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. J Vis Exp. , (2009).
  19. Kinoshita, H. T-type Ca2+ channel blockade prevents sudden death in mice with heart failure. Circulation. 120, 743-752 (2009).
  20. Mulder, P. Increased survival after long-term treatment with mibefradil, a selective T-channel calcium antagonist, in heart failure. J Am Coll Cardiol. 29, 416-421 (1997).
  21. Kaczmarek, D. J. Lidocaine protects from myocardial damage due to ischemia and reperfusion in mice by its antiapoptotic effects. Anesthesiology. 110, 1041-1049 (2009).
  22. Blaha, M. D., Leon, L. R. Effects of indomethacin and buprenorphine analgesia on the postoperative recovery of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 47, 8-19 (2008).
  23. Flecknell, P. A. Analgesia of small mammals. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 4, 47-56 (2001).
  24. Dries, J. L., Kent, S. D., Virag, J. A. Intramyocardial administration of chimeric ephrinA1-Fc promotes tissue salvage following myocardial infarction in mice. J Physiol. 589, 1725-1740 (2011).
  25. Springer, M. L. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 289, 1307-1314 (2005).
  26. Wang, C. C. Direct intramyocardial injection of mesenchymal stem cell sheet fragments improves cardiac functions after infarction. Cardiovasc Res. 77, 515-524 (2008).
  27. Nossuli, T. O. A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 278, 1049-1055 (2000).
  28. Kim, S. C. Toll-like receptor 4 deficiency: smaller infarcts, but no gain in function. BMC Physiol. 7, 1472-6793 (2007).
  29. Fazel, S. S. Activation of c-kit is necessary for mobilization of reparative bone marrow progenitor cells in response to cardiac injury. Faseb J. 22, 930-940 (2008).
  30. Gao, E. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res. 107, 1445-1453 (2010).
  31. Fujii, H. Ultrasound-targeted gene delivery induces angiogenesis after a myocardial infarction in mice. JACC Cardiovasc Imaging. 2, 869-879 (2009).
  32. Johns, T. N., Olson, B. J. Experimental myocardial infarction. I. A method of coronary occlusion in small animals. Ann Surg. 140, 675-682 (1954).
  33. Frangogiannis, N. G. The immune system and cardiac repair. Pharmacol Res. 58, 88-111 (2008).
  34. Dobaczewski, M., Frangogiannis, N. G. Chemokines and cardiac fibrosis. Front Biosci (Schol Ed). 1, 391-405 (2009).
  35. Willis, M. S., Townley-Tilson, W. H., Kang, E. Y., Homeister, J. W., Patterson, C. Sent to destroy: the ubiquitin proteasome system regulates cell signaling and protein quality control in cardiovascular development and disease. Circ Res. 106, 463-478 (2010).
  36. Nithipatikom, K., Gross, G. J. Review article: epoxyeicosatrienoic acids: novel mediators of cardioprotection. J Cardiovasc Pharmacol Ther. 15, 112-119 (2010).
  37. Palaniyandi, S. S., Sun, L., Ferreira, J. C., Mochly-Rosen, D. Protein kinase C in heart failure: a therapeutic target. Cardiovasc Res. 82, 229-239 (2009).
  38. Michael, L. H. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol. 269, 2147-2154 (1995).
  39. Patten, R. D. Ventricular remodeling in a mouse model of myocardial infarction. Am J Physiol. 274, 1812-1820 (1998).
  40. Paigen, K. A miracle enough: the power of mice. Nat Med. 1, 215-220 (1995).
  41. Kogan, M. E., Belov, L. N., Leont’eva, T. A., Zolotareva, A. G. Modeling of myocardial pathology in mice with the surgical methods. Kardiologiia. 17, 125-128 (1977).
  42. Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods Mol Biol. 573, 115-137 (2009).
  43. Wong, R., Aponte, A. M., Steenbergen, C., Murphy, E. Cardioprotection leads to novel changes in the mitochondrial proteome. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, 75-91 (2010).
  44. Dobaczewski, M., Gonzalez-Quesada, C., Frangogiannis, N. G. The extracellular matrix as a modulator of the inflammatory and reparative response following myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 48, 504-511 (2010).
  45. Zhao, Z. Q. Inhibition of myocardial injury by ischemic postconditioning during reperfusion: comparison with ischemic preconditioning. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 285, 579-588 (2003).
  46. Thibault, H. Acute myocardial infarction in mice: assessment of transmurality by strain rate imaging. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293, 496-502 (2007).
  47. Scherrer-Crosbie, M. Three-dimensional echocardiographic assessment of left ventricular wall motion abnormalities in mouse myocardial infarction. J Am Soc Echocardiogr. 12, 834-840 (1999).
  48. Stypmann, J. Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice. Lab Anim. 43, 127-137 (2009).
  49. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp. , (2010).
  50. Zimmermann, W. H. Heart muscle engineering: an update on cardiac muscle replacement therapy. Cardiovasc Res. 71, 419-429 (2006).
  51. Mangi, A. A. Mesenchymal stem cells modified with Akt prevent remodeling and restore performance of infarcted hearts. Nat Med. 9, 1195-1201 (2003).
  52. Chavakis, E., Koyanagi, M., Dimmeler, S. Enhancing the outcome of cell therapy for cardiac repair: progress from bench to bedside and back. Circulation. 121, 325-335 (2010).
  53. Mirotsou, M., Jayawardena, T. M., Schmeckpeper, J., Gnecchi, M., Dzau, V. J. Paracrine mechanisms of stem cell reparative and regenerative actions in the heart. J Mol Cell Cardiol. , (2010).
  54. Fromstein, J. D. Seeding bioreactor-produced embryonic stem cell-derived cardiomyocytes on different porous, degradable, polyurethane scaffolds reveals the effect of scaffold architecture on cell morphology. Tissue Eng Part A. 14, 369-378 (1089).
  55. Lee, R. J. Stem cells for myocardial repair and regeneration: where are we today. Methods Mol Biol. 660, 1-6 (2010).
  56. Segers, V. F., Lee, R. T. Protein Therapeutics for Cardiac Regeneration after Myocardial Infarction. J Cardiovasc Transl Res. , (2010).
  57. Webber, M. J. Capturing the stem cell paracrine effect using heparin-presenting nanofibres to treat cardiovascular diseases. J Tissue Eng Regen Med. 10, (2010).
  58. Kofidis, T. Novel injectable bioartificial tissue facilitates targeted, less invasive, large-scale tissue restoration on the beating heart after myocardial injury. Circulation. 112, I173-1177 (2005).
  59. Vunjak-Novakovic, G. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 16, 169-187 (2010).
  60. Guyette, J. P., Cohen, I. S., Gaudette, G. R. Strategies for regeneration of heart muscle. Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 20, 35-50 (2010).
  61. Menasche, P. Cardiac cell therapy: Lessons from clinical trials. J Mol Cell Cardiol. , (2010).
  62. Ott, H. C., McCue, J., Taylor, D. A. Cell-based cardiovascular repair–the hurdles and the opportunities. Basic Res Cardiol. 100, 504-517 (2005).
  63. Terrovitis, J. V., Smith, R. R., Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ Res. 106, 479-494 (2010).
  64. Nelson, T. J. Repair of acute myocardial infarction by human stemness factors induced pluripotent stem cells. Circulation. 120, 408-416 (2009).

Tags

Coronary Artery LigationIntramyocardial InjectionMurine ModelInfarctionAcute InjuryChronic RemodelingMyocardiumGenetic ModificationsIschemic InjuryHeart FailureMicrosurgeryCoronary Artery Occlusion StudiesIntratracheal IntubationVentilatorPectoral MusclesIschemia/reperfusion StudiesPE TubingLigatureIntramyocardial InjectionsHamilton Syringe

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction. J. Vis. Exp. (52), e2581, doi:10.3791/2581 (2011).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image