Summary

Электрофизиологические запись третьего Instar Drosophila Melanogaster деятельности центральной нервной системы

Published: November 21, 2018
doi:

Summary

Этот протокол описывает метод для записи по убыванию электрической активности Drosophila melanogaster центральной нервной системы, с тем чтобы экономически эффективным и удобным, тестирование фармакологических агентов, генетические мутации нейронных белков, и/или роль неисследованных физиологические пути.

Abstract

Большинство имеющихся в настоящее время инсектицидов целевой нервной системы и генетические мутации беспозвоночных нейронных белков зачастую дают пагубные последствия, тем не менее нынешние методы для записи активности нервной системы человека животных является дорогостоящим и трудоемким. Этот всасывания электрода подготовка третьего возраста личиночной центральной нервной системы Drosophila melanogaster, шансов справиться с возникающими система для тестирования физиологические эффекты нейроактивный агентов, определение физиологической роли различных нейронных пути к деятельности ЦНС, а также влияние генетических мутаций нервные функции. Эта подготовка ex vivo требует только вмеру рассекает мастерство и электрофизиологические опыта для создания воспроизводимых записей насекомых активности нейронов. Широкий спектр химических модуляторы, включая пептиды, затем может применяться непосредственно к нервной системе в растворе с физиологического раствора для измерения влияния на деятельность ЦНС. Кроме того, генетические технологии, такие как GAL4/Уан системы, могут применяться самостоятельно или в сочетании с фармакологическими агентами, чтобы определить роль конкретных ионных каналов, перевозчиков или рецепторов членистоногих функции ЦНС. В этом контексте анализов, описанные здесь, представляют значительный интерес инсектицидами токсикологов, насекомое физиологи и развития биологов, для которых D. melanogaster — организм, созданной модели. Цель настоящего Протокола заключается в описания электрофизиологических метод для включения измерения электрогенез центральной нервной системы в модели насекомых, Drosophila melanogaster, что полезно для тестирования различных научных гипотезы.

Introduction

Общая цель этого подхода является возможность исследователям быстро измерить электрогенез центральной нервной системы (ЦНС) в модели насекомых, Drosophila melanogaster. Этот метод является надежной, быстро и экономически эффективно выполнять физиологические и токсикологических экспериментов. Центральной нервной системы имеет важное значение для жизни и, следовательно, физиологические пути критического для правильной работы нейронных были изучены широко в усилии понять или изменять нервные функции. Характеристика сигнальных путей в пределах членистоногих ЦНС позволило открытие нескольких химических классов инсектицидов, которые нарушают беспозвоночных нейронные функции для смертности при ограничении последствий пробить. Таким образом возможность измерения нейронной активности насекомых имеет значительный интерес в области физиологии насекомых токсикологии и поскольку нервной системы является ткани-мишени большинство инсектицидов развернутый1. Тем не менее, продолжение роста фундаментальных и прикладных знаний, касающихся насекомых нервной системы требует передовых нейрофизиологических методов, которые ограничены в возможности, так как существующие методы являются трудоемкими и требуют высокий счет, насекомое нервных клеток линии ограничены, или имеется ограниченный доступ к центральной синапсы большинства членистоногих. В настоящее время характеристика большинства насекомых нейронных белков требует в цель, чтобы быть клонированный и участием выраженной для последующих лекарств и электрофизиологические записи, как было описано для насекомых внутрь выпрямителя калиевых каналов2 , насекомое рианодиновыми рецептор3, комаров напряжения чувствительных К+ каналов4и др. Чтобы смягчить требования гетерологичных выражения и потенциал для низких функциональных выражение, Bloomquist и коллеги, целью побудить нейрональных фенотип в культивированный клетки Spodoptera frugiperda (Sf21) как новый метод для Инсектицид обнаружения5,6. Эти методы обеспечивают допустимый подход для разработки новой химии, но они зачастую создают непреодолимым препятствием для характеристика фармакологических агентов, выявление механизмов резистентности к инсектицидам, и характеристика из основных физиологических принципов. Здесь мы описываем метод ex vivo , который позволяет запись электрической активности от модели насекомое, которое имеет ковкого генетики7,8,9 и известное выражение модели нейронных комплексов10,11,12 чтобы характеристика механизмов сопротивления на уровне нервных, режим действий недавно разработанных лекарственных препаратов и других токсикологических исследований.

Дрозофилы, D. melanogaster, является общей модели организма для определения насекомых нейронных систем или инсектицид механизм действия и был создан как организм хорошо подходит модель для изучения токсикологические13, фармакологические14 ,15, нейрофизиологические16и патофизиологические17,18,,1920 процессов позвоночных. D.melanogaster является holometabolous насекомых, выполняющий полный метаморфоза, включая стадии личинки и куколки до достижения стадии репродуктивного взрослых. На протяжении всего процесса развития нервной системы подвергается значительной реконструкции на различных этапах жизни, но личинок ЦНС будет в центре внимания этой методологии. Полностью разработанные личиночной ЦНС анатомически прост с грудной и брюшной сегментов, которые сливаются и образуют вентральной ганглия, который представляет массив, неоднократно и почти идентичны neuromeric единиц21,22. По убыванию нервы мотора происходят из хвостового конца подглоточный ганглий и спускаются к иннервируют мышцы стенки тела и висцеральных органов личинки. Рисунок 1 описывает анатомии личиночной дрозофилы ЦНС.

Дрозофилы гематоэнцефалический барьер (ГЭБ) развивается в конце эмбриогенеза и образуется subperineurial глиальных клеток (SPG)21. SPG клетки образуют многочисленные filopodia как процессы, которые разбросаны наладить непрерывный, очень плоский, эндотелия, как лист, который охватывает весь дрозофилы ЦНС23. Дрозофилы BBB имеет сходство с позвоночных BBB, который включает сохранение гомеостаза нейронных микроокружения, контролируя проникновение питательных веществ и ксенобиотиков в ЦНС21. Это является предпосылкой для надежной нейронных передачи и функции, пока защита ЦНС, BBB ограничивает проникновение синтетических наркотиков, большинство пептидов и другие ксенобиотиков24,25, который вводит потенциал проблемы при характеристике потенции мелкомолекулярных модуляторов. Данный метод использует простой перерезка нарушить этот барьер и фармакологические доступ к центральной синапсы.
Самая большая сила описывается методология является простота, воспроизводимость и относительно высокой пропускной способности присущие этой системе. Протокол является относительно легко освоить, установки требует мало места, и только первоначальный финансовый вклад необходима, которая сводится к реагентов и расходных материалов. Кроме того описан метод полностью исправимый записи Центральной убыванию активности нервных дом мухи, Муха domestica26.

Protocol

1. оборудование и материалы Подготовьте необходимые компоненты (перечислены в Таблице материалов) электрофизиологии буровой установки для выполнения записи всасывания электрода дрозофилы ЦНС.Примечание: До экспериментов, необходимо построить камеры для рассече…

Representative Results

Спонтанной активности по убыванию периферических нервов, вытекающих из дрозофилы центральной нервной системы могут быть записаны с помощью внеклеточного всасывания электроды с последовательной воспроизводимость. Спонтанная активность подакцизным и пересека?…

Discussion

Подробности условии в связанные видео и текст ключевые шаги для записи активности и Спайк выполнять частота дрозофилы ЦНС ex vivo. Рассечение эффективности является наиболее важным аспектом метода, потому что короткое или несколько убыванию нейронов уменьшит базовые, выпустив …

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы хотели бы поблагодарить г-жа Чен Rui для рассечения и образы дрозофилы ЦНС, показанные на рисунках.

Materials

Drosophila melanogaster (strain OR) Bloomington Drosophila Stock Center 2376
Vibration isolation table Kinetic Systems 9200 series
Faraday Cage Kinetic Systems N/A
Dissecting Microscope on a Boom Nikon SMZ800N Multiple scopes can be used; boom stand is critical
AC/DC differential amplifier ADInstruments AM3000H The model 1700 can be used instead of the model 3000
audio monitor ADInstruments AM3300
Hum Bug Noise Eliminator A-M Systems 726300
Data Acquisition System (PowerLab) ADInstruments PL3504 Multiple PowerLab models can be used.
Lab Chart Pro Software ADInstruments N/A – Online Download
Fiber Optic Lights Edmund Optics 89-740 Different light sources can be used, but fiber optics are the most adaptable
Micromanipulator World Precision Instruments M325
Microelectrode Holder World Precision Instruments MEH715 Different models are acceptable
BNC cables World Precision Instruments multiple based on size
Glass Capillaries World Precision Instruments PG52151-4
Microelectrode Puller Sutter Instruments P-1000 Also can use Narashige PC-100
Black Wax Carolina Biological Supply 974228
Non-coated insect pins, size #2 Bioquip 1208S2
Fince Forceps Fine Science Tools 11254-20
Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 15000-03

Riferimenti

  1. Sparks, T. C., Nauen, R. IRAC: Mode of action classification and insecticide resistance management. Pesticide Biochemistry and Physiology. 121, 122-128 (2015).
  2. Swale, D. R., et al. An insecticide resistance-breaking mosquitocide targeting inward rectifier potassium channels in vectors of Zika virus and malaria. Scientific Reports. 6, 36954 (2016).
  3. Troczka, B. J., et al. Stable expression and functional characterisation of the diamondback moth ryanodine receptor G4946E variant conferring resistance to diamide insecticides. Scientific Reports. 5, 14680 (2015).
  4. Bloomquist, J. R., et al. Voltage-sensitive potassium KV2 channels as new targets for insecticides. Biopesticides: State of the Art and Future Opportunities. 1172, 71-81 (2014).
  5. Jenson, L. J., Bloomquist, J. R. Role of serum and ion channel block on growth and hormonally-induced differentiation of Spodoptera frugiperda (Sf21) insect cells. Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 90 (3), 131-139 (2015).
  6. Jenson, L. J., Sun, B., Bloomquist, J. R. Voltage-sensitive potassium channels expressed after 20-Hydroxyecdysone treatment of a mosquito cell line. Insect Biochemistry and Molecular Biolology. 87, 75-80 (2017).
  7. Chintapalli, V. R., Wang, J., Dow, J. A. Using FlyAtlas to identify better Drosophila melanogaster models of human disease. Nature Genetics. 39 (6), 715-720 (2007).
  8. Duffy, J. B. GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist’s Swiss army knife. Genesis. 34 (1-2), 1-15 (2002).
  9. St Johnston, D. The art and design of genetic screens: Drosophila melanogaster. Nature Reviews Genetics. 3 (3), 176-188 (2002).
  10. Luan, Z., Li, H. S. Inwardly rectifying potassium channels in Drosophila. Sheng Li Xue Bao. 64 (5), 515-519 (2012).
  11. Muenzing, S. E. A., et al. Larvalign: Aligning gene expression patterns from the larval brain of Drosophila melanogaster. Neuroinformatics. 16 (1), 65-80 (2017).
  12. Sprecher, S. G., Reichert, H., Hartenstein, V. Gene expression patterns in primary neuronal clusters of the Drosophila embryonic brain. Gene Expression Patterns. 7 (5), 584-595 (2007).
  13. Zhou, S., et al. A Drosophila model for toxicogenomics: Genetic variation in susceptibility to heavy metal exposure. PLoS Genetics. 13 (7), e1006907 (2017).
  14. Manev, H., Dimitrijevic, N. Drosophila model for in vivo pharmacological analgesia research. European Journal of Pharmacology. 491 (2-3), 207-208 (2004).
  15. Pandey, U. B., Nichols, C. D. Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery. Pharmacological Reviews. 63 (2), 411-436 (2011).
  16. Hekmat-Scafe, D. S., Lundy, M. Y., Ranga, R., Tanouye, M. A. Mutations in the K+/Cl- cotransporter gene kazachoc (kcc) increase seizure susceptibility in Drosophila. Journal of Neuroscience. 26 (35), 8943-8954 (2006).
  17. Whitworth, A. J., et al. Increased glutathione S-transferase activity rescues dopaminergic neuron loss in a Drosophila model of Parkinson’s disease. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 102 (22), 8024-8029 (2005).
  18. Watson, M. R., Lagow, R. D., Xu, K., Zhang, B., Bonini, N. M. A Drosophila model for amyotrophic lateral sclerosis reveals motor neuron damage by human SOD1. Journal of Biological Chemistry. 283 (36), 24972-24981 (2008).
  19. Rajendra, T. K., et al. A Drosophila melanogaster model of spinal muscular atrophy reveals a function for SMN in striated muscle. Journal of Cell Biology. 176 (6), 831-841 (2007).
  20. Chan, H. Y., Bonini, N. M. Drosophila models of human neurodegenerative disease. Cell Death and Differentiation. 7 (11), 1075-1080 (2000).
  21. Limmer, S., Weiler, A., Volkenhoff, A., Babatz, F., Klambt, C. The Drosophila blood-brain barrier: development and function of a glial endothelium. Frontiers in Neuroscience. 8, 365 (2014).
  22. Rickert, C., Kunz, T., Harris, K. L., Whitington, P. M., Technau, G. M. Morphological characterization of the entire interneuron population reveals principles of neuromere organization in the ventral nerve cord of Drosophila. Journal of Neuroscience. 31 (44), 15870-15883 (2011).
  23. Schwabe, T., Li, X., Gaul, U. Dynamic analysis of the mesenchymal-epithelial transition of blood-brain barrier forming glia in Drosophila. Biology Open. 6 (2), 232-243 (2017).
  24. Abbott, N. J., Ronnback, L., Hansson, E. Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier. Nature Reviews Neuroscience. 7 (1), 41-53 (2006).
  25. Abbott, N. J., Dolman, D. E., Patabendige, A. K. Assays to predict drug permeation across the blood-brain barrier, and distribution to brain. Current Drug Metabolism. 9 (9), 901-910 (2008).
  26. Swale, D. R., Sun, B., Tong, F., Bloomquist, J. R. Neurotoxicity and mode of action of N, N-diethyl-meta-toluamide (DEET). PLoS One. 9 (8), e103713 (2014).
  27. Hafer, N., Schedl, P. Dissection of larval CNS in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments. (1), 85 (2006).
  28. Bloomquist, J. R. Mode of action of atracotoxin at central and peripheral synapses of insects. Invertebrate Neuroscience. 5 (1), 45-50 (2003).
  29. Bloomquist, J. R., Roush, R. T., ffrench-Constant, R. H. Reduced neuronal sensitivity to dieldrin and picrotoxinin in a cyclodiene-resistant strain of Drosophila melanogaster (Meigen). Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 19 (1), 17-25 (1992).
  30. Mutunga, J. M., et al. Neurotoxicology of bis(n)-tacrines on Blattella germanica and Drosophila melanogaster acetylcholinesterase. Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 83 (4), 180-194 (2013).
  31. Chen, R., Swale, D. R. Inwardly rectifying potassium (Kir) channels represent a critical ion conductance pathway in the nervous systems of insects. Scientific Reports. 8 (1), 1617 (2018).
  32. Francis, S. A., Taylor-Wells, J., Gross, A. D., Bloomquist, J. R. Toxicity and physiological actions of carbonic anhydrase inhibitors to Aedes aegypti and Drosophila melanogaster. Insects. 8 (1), 2 (2016).
  33. Swale, D. R., et al. Inhibitor profile of bis(n)-tacrines and N-methylcarbamates on acetylcholinesterase from Rhipicephalus (Boophilus) microplus and Phlebotomus papatasi. Pesticide Biochemistry and Physiology. 106 (3), 85-92 (2013).
  34. Corbel, V., et al. Evidence for inhibition of cholinesterases in insect and mammalian nervous systems by the insect repellent deet. BMC Biology. 7, 47 (2009).

Play Video

Citazione di questo articolo
Swale, D. R., Gross, A. D., Coquerel, Q. R. R., Bloomquist, J. R. Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster . J. Vis. Exp. (141), e58375, doi:10.3791/58375 (2018).

View Video