Summary

Preparazione e colorazione in immunofluorescenza di fasci e cellule a fibra singola dalla corteccia e dal nucleo del cristallino dell'occhio

Published: June 09, 2023
doi:

Summary

Questo protocollo descrive i metodi per preparare le cellule delle fibre periferiche, mature e nucleari del cristallino per la colorazione in immunofluorescenza per studiare le complesse interdigitazioni cellula-cellula e l’architettura della membrana.

Abstract

Il cristallino è un organo trasparente ed ellissoide nella camera anteriore dell’occhio che cambia forma per focalizzare finemente la luce sulla retina per formare un’immagine chiara. La maggior parte di questo tessuto è costituita da cellule fibrose specializzate e differenziate che hanno una sezione trasversale esagonale e si estendono dai poli anteriori a quelli posteriori del cristallino. Queste cellule lunghe e sottili sono strettamente opposte alle cellule vicine e hanno complesse interdigitazioni lungo la lunghezza della cellula. Le strutture ad incastro specializzate sono necessarie per le normali proprietà biomeccaniche della lente e sono state ampiamente descritte utilizzando tecniche di microscopia elettronica. Questo protocollo dimostra il primo metodo per preservare e immunocolorare singole cellule di fibre di lenti di topo e fasci di cellule di fibre di lenti di topo per consentire la localizzazione dettagliata delle proteine all’interno di queste cellule di forma complessa. I dati rappresentativi mostrano la colorazione delle cellule periferiche, differenzianti, mature e nucleari in tutte le regioni del cristallino. Questo metodo può potenzialmente essere utilizzato su cellule fibrose isolate da lenti di altre specie.

Introduction

Il cristallino è un tessuto trasparente e ovoidale nella camera anteriore dell’occhio costituito da due tipi di cellule, cellule epiteliali e fibre 1 (Figura 1). C’è un monostrato di cellule epiteliali che copre l’emisfero anteriore del cristallino. Le cellule fibrose sono differenziate dalle cellule epiteliali e costituiscono la maggior parte del cristallino. Le cellule fibrose altamente specializzate subiscono una programmazione di allungamento, differenziazione e maturazione, caratterizzata da cambiamenti distinti nella morfologia della membrana cellulare dalla periferia del cristallino al centro del cristallino 2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12 , noto anche come nucleo del cristallino. La funzione del cristallino di mettere a fuoco con precisione la luce proveniente da varie distanze sulla retina dipende dalle sue proprietà biomeccaniche, tra cui rigidità ed elasticità 13,14,15,16,17,18,19. Le complesse interdigitazioni delle fibre del cristallino sono state ipotizzate20,21 e recentemente hanno dimostrato di essere importanti per la rigidità del cristallino22,23.

Figure 1
Figura 1: Diagrammi anatomici della lente e immagini rappresentative di microscopia elettronica a scansione (SEM) dalle fibre della lente. La vignetta mostra una vista longitudinale (da anteriore a posteriore dall’alto verso il basso) del monostrato anteriore di cellule epiteliali (ombreggiato in azzurro) e una massa di cellule in fibra del cristallino (bianco). Il centro della lente (sfumato in rosa) è noto come nucleo e comprende cellule di fibre altamente compattate. A destra, una vignetta in sezione trasversale rivela la forma allungata delle celle esagonali delle fibre delle lenti che sono impacchettate in un motivo a nido d’ape. Le celle in fibra hanno due lati larghi e quattro lati corti. Immagini SEM rappresentative lungo il fondo mostrano le complesse interdigitazioni della membrana tra le cellule delle fibre della lente a diverse profondità della lente. Da destra, le fibre della lente appena formate alla periferia della lente hanno piccole sporgenze lungo i lati corti e sfere e prese lungo il lato largo (caselle rosse). Durante la maturazione, le fibre del cristallino sviluppano ampi domini a paletta che sono decorati da piccole sporgenze lungo i lati corti (scatole blu). Le cellule fibrose mature possiedono ampi domini a paletta illustrati da piccole sporgenze. Questi domini ad incastro sono importanti per le proprietà biomeccaniche delle lenti. Le cellule fibrose nel nucleo del cristallino hanno meno piccole sporgenze lungo i loro lati corti e hanno complesse interdigitazioni maschio-femmina (scatole viola). I lati larghi della cellula mostrano una morfologia di membrana globulare. Il cartone animato è stato modificato da22,32 e non disegnato in scala. Barra della scala = 3 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

La lente cresce aggiungendo gusci di nuove celle di fibre sovrapposte alle precedenti generazioni di fibre24,25. Le celle in fibra hanno una forma a sezione trasversale allungata ed esagonale con due lati larghi e quattro lati corti. Queste cellule si estendono dal polo anteriore a quello posteriore del cristallino e, a seconda della specie, le fibre del cristallino possono essere lunghe diversi millimetri. Per sostenere la struttura di queste cellule allungate e sottili, interdigitazioni specializzate lungo i lati larghi e corti creano strutture ad incastro per mantenere la forma della lente e le proprietà biomeccaniche. I cambiamenti nella forma della membrana cellulare durante la differenziazione e la maturazione delle cellule delle fibre sono stati ampiamente documentati dagli studi di microscopia elettronica (EM) 2,3,4,5,6,7,8,9,10,20,26,27,28,29 . Le cellule fibrose di nuova formazione hanno sfere e prese lungo i loro lati larghi con sporgenze molto piccole lungo i loro lati corti, mentre le fibre mature hanno sporgenze e pale ad incastro lungo i loro lati corti. Le fibre nucleari mostrano interdigitazioni maschio-femmina e morfologia della membrana globulare. Poco si sa sulle proteine necessarie per queste complesse membrane ad incastro. Precedenti studi sulla localizzazione delle proteine nelle cellule fibrose si sono basati su sezioni di tessuto del cristallino, che non consentono una chiara visualizzazione della complessa architettura cellulare.

Questo lavoro ha creato e perfezionato un nuovo metodo per fissare singole cellule e fasci di cellule a fibra del cristallino per preservare la complessa morfologia e per consentire l’immunocolorazione delle proteine alla membrana cellulare e all’interno del citoplasma. Questo metodo preserva fedelmente l’architettura della membrana cellulare, paragonabile ai dati degli studi EM, e consente la colorazione con anticorpi primari per proteine specifiche. In precedenza abbiamo immunocolorato le fibre del cristallino corticale in fase di differenziazione e maturazione22,23. In questo protocollo, c’è anche un nuovo metodo per colorare le cellule delle fibre dal nucleo del cristallino. Questo protocollo apre le porte alla comprensione dei meccanismi di formazione e dei cambiamenti nelle interdigitazioni di membrana durante la maturazione delle cellule fibrose e la compattazione del nucleo del cristallino.

Protocol

I topi sono stati curati sulla base di un protocollo per animali approvato dall’Institutional Animal Care and Use Committee presso l’Università dell’Indiana a Bloomington. I topi utilizzati per generare dati rappresentativi erano animali di controllo (wild-type) nel background C57BL6/J, femmine e di età compresa tra 8 e 12 settimane. Sia i topi maschi che quelli femmine possono essere utilizzati per questo esperimento, poiché è molto improbabile che il sesso dei topi influenzi il risultato dell’esperimento. <p cl…

Representative Results

Le cellule della fibra del cristallino vengono preparate dalla corteccia del cristallino (fibre differenzianti e fibre mature) e dal nucleo e le cellule vengono colorate con falloidina per la F-actina e WGA per la membrana cellulare. Una miscela di fasci di cellule o fibre di lenti singole (Figura 3) viene osservata e visualizzata. Dalla corteccia del cristallino si trovano due tipi di cellule (Figura 3A). Le cellule delle fibre differenzianti nella periferia de…

Discussion

Questo protocollo ha dimostrato i metodi di fissazione, conservazione e immunocolorazione che preservano fedelmente la morfologia della membrana 3D di fasci o singole cellule di fibre del cristallino da varie profondità nel cristallino. Le fibre colorate del cristallino vengono confrontate con i preparati SEM che sono stati a lungo utilizzati per studiare la morfologia delle cellule delle fibre del cristallino. I risultati mostrano strutture di membrana comparabili tra le due preparazioni. L’EM rimane il gold standard p…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dalla sovvenzione R01 EY032056 (a CC) del National Eye Institute. Gli autori ringraziano la dottoressa Theresa Fassel e Kimberly Vanderpool della Scripps Research Core Microscopy Facility per la loro assistenza con le immagini al microscopio elettronico.

Materials

100% Triton X-100 FisherScientific BP151-500
60mm plate FisherScientific FB0875713A
16% paraformaldehyde Electron Microscopy Sciences 15710
10X phosphate buffered saline ThermoFisher 70011-044
1X phosphate buffered saline ThermoFisher 14190136
48-well plate CytoOne CC7672-7548
Cover slips (22 x 40 mm) FisherScientific 12-553-467
Curved tweezers World Precision Instruments 501981
Dissection microscope Carl Zeiss Stereo Discovery V8
Fine tip straight tweezers Electron Microscopy Sciences 72707-01
Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides FisherScientific 12-550-15
LSM 800 confocal microscope with Airyscan (63X) and Zen 3.5 Software Carl Zeiss
Nail polish
Normal donkey serum Jackson ImmunoResearch 017-000-121
Phalloidin (rhodamine) ThermoFisher R415
Primary antibody
Scalpel Feather Disposable, steril, No. 11 VWR 76241-186
Secondary antibody
Straight forceps World Precision Instruments 11252-40
Thermo Scientific Nunc MicroWell MiniTrays (dissection tray) FisherScientific 12-565-154
Ultra-fine scissors World Precision Instruments 501778
VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI Vector Laboratories H-1200
Wheat germ agglutinin (fluorescein) Vector Laboratories FL-1021-5

References

  1. Lovicu, F. J., McAvoy, J. W. Growth factor regulation of lens development. Biologie du développement. 280 (1), 1-14 (2005).
  2. Kuszak, J., Alcala, J., Maisel, H. The surface morphology of embryonic and adult chick lens-fiber cells. The American Journal of Anatomy. 159 (4), 395-410 (1980).
  3. Kuszak, J. R. The ultrastructure of epithelial and fiber cells in the crystalline lens. International Review of Cytology. 163, 305-350 (1995).
  4. Kuszak, J. R., Macsai, M. S., Rae, J. L. Stereo scanning electron microscopy of the crystalline lens. Scanning Electron Microscopy. , 1415-1426 (1983).
  5. Lo, W. K., Harding, C. V. Square arrays and their role in ridge formation in human lens fibers. Journal of Ultrastructure Research. 86 (3), 228-245 (1984).
  6. Taylor, V. L., et al. Morphology of the normal human lens. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 37 (7), 1396-1410 (1996).
  7. Vrensen, G. F. Aging of the human eye lens-a morphological point of view. Comparative Biochemistry and Physiology. Part A, Physiology. 111 (4), 519-532 (1995).
  8. Vrensen, G. F., Duindam, H. J. Maturation of fiber membranes in the human eye lens. Ultrastructural and Raman microspectroscopic observations. Ophthalmic Research. 27, 78-85 (1995).
  9. Willekens, B., Vrensen, G. The three-dimensional organization of lens fibers in the rabbit. A scanning electron microscopic reinvestigation. Albrecht von Graefe’s Archive for Clinical and Experimental Opthalmology. 216 (4), 275-289 (1981).
  10. Willekens, B., Vrensen, G. The three-dimensional organization of lens fibers in the rhesus monkey. Graefe’s Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 219 (3), 112-120 (1982).
  11. Zhou, C. J., Lo, W. K. Association of clathrin, AP-2 adaptor and actin cytoskeleton with developing interlocking membrane domains of lens fibre cells. Experimental Eye Research. 77 (4), 423-432 (2003).
  12. Kuwabara, T. The maturation of the lens cell: a morphologic study. Experimental Eye Research. 20 (5), 427-443 (1975).
  13. Weeber, H. A., Eckert, G., Pechhold, W., vander Heijde, R. G. Stiffness gradient in the crystalline lens. Graefe’s Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 245 (9), 1357-1366 (2007).
  14. Weeber, H. A., et al. Dynamic mechanical properties of human lenses. Experimental Eye Research. 80 (3), 425-434 (2005).
  15. Weeber, H. A., vander Heijde, R. G. On the relationship between lens stiffness and accommodative amplitude. Experimental Eye Research. 85 (5), 602-607 (2007).
  16. Heys, K. R., Cram, S. L., Truscott, R. J. Massive increase in the stiffness of the human lens nucleus with age: the basis for presbyopia. Molecular Vision. 10, 956-963 (2004).
  17. Heys, K. R., Friedrich, M. G., Truscott, R. J. Presbyopia and heat: changes associated with aging of the human lens suggest a functional role for the small heat shock protein, alpha-crystallin, in maintaining lens flexibility. Aging Cell. 6 (6), 807-815 (2007).
  18. Glasser, A., Campbell, M. C. Biometric, optical and physical changes in the isolated human crystalline lens with age in relation to presbyopia. Vision Research. 39 (11), 1991-2015 (1999).
  19. Pierscionek, B. K. Age-related response of human lenses to stretching forces. Experimental Eye Research. 60 (3), 325-332 (1995).
  20. Biswas, S. K., Lee, J. E., Brako, L., Jiang, J. X., Lo, W. K. Gap junctions are selectively associated with interlocking ball-and-sockets but not protrusions in the lens. Molecular Vision. 16, 2328-2341 (2010).
  21. Lo, W. K., et al. Aquaporin-0 targets interlocking domains to control the integrity and transparency of the eye lens. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (3), 1202-1212 (2014).
  22. Cheng, C., et al. Tropomyosin 3.5 protects the F-actin networks required for tissue biomechanical properties. Journal of Cell Science. 131 (23), (2018).
  23. Cheng, C., et al. Tropomodulin 1 regulation of actin is required for the formation of large paddle protrusions between mature lens fiber cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 57 (10), 4084-4099 (2016).
  24. Kuszak, J. R. The development of lens sutures. Progress in Retinal and Eye Research. 14 (2), 567-591 (1995).
  25. Bassnett, S., Costello, M. J. The cause and consequence of fiber cell compaction in the vertebrate lens. Experimental Eye Research. 156, 50-57 (2017).
  26. Biswas, S., Son, A., Yu, Q., Zhou, R., Lo, W. K. Breakdown of interlocking domains may contribute to formation of membranous globules and lens opacity in ephrin-A5(-/-) mice. Experimental Eye Research. 145, 130-139 (2016).
  27. Blankenship, T., Bradshaw, L., Shibata, B., Fitzgerald, P. Structural specializations emerging late in mouse lens fiber cell differentiation. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (7), 3269-3276 (2007).
  28. Cheng, C., et al. Age-related changes in eye lens biomechanics, morphology, refractive index and transparency. Aging. 11 (24), 12497-12531 (2019).
  29. Cheng, C., et al. EphA2 affects development of the eye lens nucleus and the gradient of refractive index. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 63 (1), 2 (2022).
  30. Cheng, C., Gokhin, D. S., Nowak, R. B., Fowler, V. M. Sequential application of glass coverslips to assess the compressive stiffness of the mouse lens: strain and morphometric analyses. Journal of Visualized Experiments. (111), e53986 (2016).
  31. Forrester, J. V., Dick, A. D., McMenamin, P. G., Roberts, F., Pearlman, E., Saunders, W. B. Anatomy of the eye and orbit. The Eye (Fourth Edition). , 1 (2016).
  32. Cheng, C., Nowak, R. B., Fowler, V. M. The lens actin filament cytoskeleton: Diverse structures for complex functions. Experimental Eye Research. 156, 58-71 (2017).
  33. Goldberg, M. W., Fiserova, J. Immunogold labeling for scanning electron microscopy. Methods in Molecular Biology. 1474, 309-325 (2016).
  34. Goldberg, M. W. High-resolution scanning electron microscopy and immuno-gold labeling of the nuclear lamina and nuclear pore complex. Methods in Molecular Biology. 1411, 441-459 (2016).
  35. Hermann, R., Walther, P., Muller, M. Immunogold labeling in scanning electron microscopy. Histochemistry and Cell Biology. 106 (1), 31-39 (1996).
  36. Gokhin, D. S., et al. Tmod1 and CP49 synergize to control the fiber cell geometry, transparency, and mechanical stiffness of the mouse lens. PLoS One. 7 (11), e48734 (2012).

Play Video

Citer Cet Article
Vu, M. P., Cheng, C. Preparation and Immunofluorescence Staining of Bundles and Single Fiber Cells from the Cortex and Nucleus of the Eye Lens. J. Vis. Exp. (196), e65638, doi:10.3791/65638 (2023).

View Video