Количественная оценка потребления пищи при Caenorhabditis elegans путем измерения бактериального клиренса
Summary
В этом протоколе описан анализ для количественной оценки скорости кормления Caenorhabditis elegans на основе измерения клиренса бактерий в жидкой культуре.
Abstract
Кормление является важным биологическим процессом для роста, размножения и выживания организма. Этот анализ направлен на измерение потребления пищи Caenorhabditis elegans (C. elegans), что является важным параметром при изучении генетики старения или метаболизма. У большинства видов кормление определяется путем измерения разницы между количеством предоставленной пищи и количеством, оставшимся после определенного временного интервала. Представленный здесь метод использует ту же стратегию для определения кормления C. elegans. Он измеряет количество бактерий, источника пищи C. elegans, выведенных в течение 72 часов. Этот метод использует 96-луночные микротитровальные планшеты и позволил провести скрининг сотен препаратов на предмет их способности модулировать потребление пищи со скоростью и глубиной, невозможными в других моделях животных. Преимущество этого анализа заключается в том, что он позволяет измерять питание и продолжительность жизни одновременно и напрямую измерять исчезновение пищи и, таким образом, основан на тех же принципах, которые используются для других организмов, облегчая сравнение между видами.
Introduction
Caenorhabditis elegans широко используется в исследованиях старения. Это была мощная модель для изучения генетики, лежащей в основе опосредованного метаболизмом долголетия, вызванного диетическими ограничениями, снижением митохондриальной активности или снижением передачи сигналов инсулина. 1,2,3,4,5,6,7. Тем не менее, измерение кормления в контексте долголетия оказалось сложным для C. elegans из-за небольшого размера животного 3,8,9,10,11,12,13,14,15.
Питание является фундаментальным биологическим поведением, необходимым для выживания, и его жесткое регулирование лежит в основе поддержания метаболического здоровья, размножения и старения. Пищевое поведение контролируется несколькими сигнальными путями как в нервной системе, так и на периферии и, таким образом, может быть изучено только in vivo 16,17,18,19. Питание представляет собой первый из трех столпов: (i) потребление энергии, (ii) хранение энергии и (iii) расход энергии, который регулирует энергетический гомеостаз организма. Кормление у C. elegans в основном изучалось путем измерения глоточной насосной работы, определяемой скоростью сокращений глотки. Этот подход позволил получить важнейшее представление о пищевом поведении C. elegans 3,4,8,12,13,20,21; Тем не менее, откачка глотки, особенно измеряемая в течение коротких интервалов времени, не обязательно коррелирует с приемом пищи.
Прием пищи определяется не только скоростью откачивания глотки, но и такими параметрами, как продолжительность и частота кормления и плотность пищевых бактерий. Животное может иметь очень высокую глоточную качку, но продолжительность его кормления может быть короче, что компенсирует повышенную скорость. Еще одним осложняющим фактором является эффективность, с которой насос может поглощать или не поглощать и измельчать бактерии. Крайним примером отделения приема пищи от сцеживания глотки является добавление серотонина без присутствия пищи (бактерий). В присутствии экзогенного серотонина животные сцеживаются с высокой скоростью, но без присутствия бактерий высокая скорость сцеживания не приводит к приему пищи 2,6,13,22,23.
Представленный здесь метод очистки от бактерий измеряет потребление пищи популяциями червей в отдельных лунках как снижение концентрации бактерий с течением времени (рис. 1). Этот подход аналогичен тем, которые используются у других видов, где исчезновение пищи представляет собой меру потребления пищи 10,11,24,25,26,27,28. В оригинальной публикации мы проверили этот метод измерения потребления пищи путем кормления C. elegans бактериями, меченными изотопами 15N. Последующие измерения с помощью масс-спектрометрии показали, что измерение исчезновения бактерий сильно коррелирует с возникновением мечения изотопами, раскрывая фактическое поглощениебактерий в организме животного. Таким образом, мы уверены, что анализ бактериального клиренса отражает потребление пищи в большинстве случаев. Цель анализа состоит не в том, чтобы заменить анализ накачивания глотки, а в том, чтобы добавить в набор анализов инструментарий для изучения питания и метаболизма у C. elegans и того, как это связано со старением и долголетием.
Protocol
Representative Results
Discussion
Представленный протокол измеряет бактериальный клиренс в качестве показателя потребления пищи C. elegans в 96-луночных микротитровальных планшетах. Кривые «доза-реакция» в разделе репрезентативных результатов показывают, что анализ количественно измеряет потребление пищи, что было независимо подтверждено с использованием меченых изотопами бактерий11. Используя этот анализ, мы успешно протестировали одобренные FDA препараты, такие как антипсихотики, с известными метаболическими побочными эффектами у человека и показали, что эти препараты увеличивают кормление у C. elegans10,26. Анализ полезен для изучения генетики или фармакологии кормления и добавляет новый инструмент для исследований C. elegans для изучения метаболизма. Этот анализ представляет собой недорогой метод изучения кормления масштабируемым и экономичным по времени способом, что невозможно для большинства других организмов. Наша работа над препаратами, одобренными FDA, показывает, что многие побочные эффекты, наблюдаемые у людей, также наблюдаются у C. elegans, демонстрируя эволюционную консервацию 24,26,32.
Анализ ограничен концентрацией бактерий, которая может быть измерена в линейном диапазоне измерения наружного диаметра600 . В результате количество червей и диапазон концентраций бактерий, которые могут быть проанализированы, ограничены. Слишком большое количество червей повлияет на внешний диаметр600 , потребляя бактерии слишком быстро, следовательно, «съедая» концентрацию бактерий из линейного наружного диаметра600. По нашему опыту, изменчивость бактериального препарата является критическим параметром, который заставляет результаты варьироваться от одного эксперимента к другому. Мы безуспешно пытались заморозить большие партии бактерий или использовать лиофилизированные бактерии. В этих случаях либо скорость самолиза становилась слишком высокой, либо бактерии были такого качества, что замедляли развитие C. elegans . Однако наши тесты не были исчерпывающими, и эта проблема может быть решена.
В целом, скорость самолиза бактерий сложнее всего контролировать, и это может привести к значительной изменчивости. Мы обнаружили, что некоторые препараты могут увеличивать скорость самолиза до уровней, при которых анализ не может надежно определить потребление пищи. Поскольку скорость самолиза увеличивается с течением времени в анализе, мы не измеряли потребление пищи после 5-го дня взрослой жизни. К этому возрасту бактерии находятся в культуре ~10 дней. Чтобы измерить потребление пищи после 5-го дня взрослой жизни, старые бактерии необходимо смыть и заменить свежими.
Представленный анализ является продолжением нашего 96-луночного анализа на основе микротитровых планшетов31. Эта комбинация позволяет измерять продолжительность жизни и потребление пищи в одной и той же популяции. В то время как представленный здесь анализ бактериального клиренса не позволяет определить потребление пищи в течение всей жизни C. elegans из-за бактериального самолиза, он предоставляет надежные данные для первых четырех дней взрослой жизни, времени с наибольшим потреблением пищи. Особенно для открытия низкомолекулярных лекарств контроль за потреблением пищи имеет важное значение. Таким образом, мы ожидаем, что представленный анализ будет полезен сообществу C. elegans и расширит набор инструментов для изучения метаболизма или контроля над ним в контексте исследований старения и продолжительности жизни.
Планирование:
Прежде чем планировать измерение потребления пищи, необходимо принять во внимание несколько соображений.
Уничтожение бактерий:
Мы убиваем бактерии путем облучения рентгеновскими лучами в конической трубке объемом 50 мл (900 Грей за 4 ч при напряжении 160,0 кВ и 25,0 мА). Для облучения мы используем RS2000 от Rad Source. В зависимости от оборудования, конкретное время и доза облучения могут варьироваться от объекта к учреждению. Полное уничтожение бактерий должно быть определено путем нанесения на бактерии покрытия после облучения, чтобы обнаружить выживших по росту. Важно убить все бактерии, чтобы предотвратить рост во время анализа, так как это приведет к занижению корма или даже к отрицательным значениям кормления. Важно отметить, что бактерии должны быть уничтожены, чтобы C. elegans все еще мог их есть. По нашему опыту, существует три способа надежного уничтожения большого количества бактерий: (i) облучение рентгеновскими лучами, (ii) γ-лучами, и (iii) добавление формальдегида29,30. Скорости самолиза между этими тремя методами сопоставимы, с коэффициентом вариации 8% между скоростями самолиза для экспериментов, показанных на рисунке 3B. Методы, которые не работали надежно в наших руках, включали УФ-облучение, коктейли с антибиотиками, тепловую инактивацию и азид натрия. Эти методы либо не могут полностью убить бактерии (ультрафиолет и антибиотики), либо производят бактерии, которые C. elegans не едят (нагревание), либо изменяют потребление пищи (азид натрия).
Количество тиражей:
По нашему опыту, изменения складчатости при кормлении, как правило, невелики по сравнению с наблюдаемыми вариациями. Таким образом, для измерения изменений в потреблении пищи требуется несколько повторяющихся лунок. На рисунках 2A, B показаны 96-луночные планшеты, предназначенные для четырех или шести различных условий, с 21 или 14 повторяющимися лунками и двумя контрольными лунками для самолиза без червей. Учитывая большую изменчивость и относительно небольшие изменения, которые следует ожидать, 0,5-2,5-кратные изменения в кормлении, как правило, являются нижним и верхним пределом. Мы рекомендуем использовать от 14 до 21 повторяющейся лунки для каждого условия и по крайней мере две контрольные лунки для самолиза, описанные ниже. Этих репликатов достаточно для построения количественных кривых «доза-реакция» для препаратов, которые изменяют кормление11,26.
Управление самолизом:
OD600 измеряет количество частиц в растворе, в основном независимо от размера частиц. Однако мертвые бактерии будут лизироваться, теряя свою природу частиц. Мы называем это самолизом, который происходит независимо в присутствии червей и снижает измерения наружного диаметра600 без поедания червями. Самолиз происходит во время анализа и должен быть независимо измерен по крайней мере в двух лунках для каждого состояния. Эти колодцы обрабатываются так же, как и другие в том же состоянии, за исключением того, что они не содержат червей. Мы обнаружили, что многие препараты также могут изменять скорость самолиза. Таким образом, для каждого состояния необходимы независимые контрольные лунки для самоэпиляции с соответствующей их концентрацией. На рисунке 2 показана схема планшета для четырех или шести условий со всеми контрольными лунками для самолиза в нижней части планшета в строке H.
Референтная популяция N2:
Мы также отметили, что абсолютное количество потребляемых бактерий может колебаться между экспериментами, скорее всего, в зависимости от качества бактерий. Несмотря на все наши усилия каждый раз готовить их точно таким же образом, есть колебания. Например, бактерии могут быть собраны в деловом состоянии во время логарифмической фазы роста и, следовательно, быть намного больше по размеру, чем бактерии, собранные в стационарной фазе. Следовательно, эти простые различия в размерах бактерий могут привести к изменениям в количестве потребляемых бактерий и различным значениям наружного диаметра600 , поскольку измерения наружного диаметра600 не различают размеры. По этой причине мы всегда включаем одну популяцию необработанных контрольных животных N2, которая служит референсным значением, установленным либо на 1, либо на 100%, чтобы определить, едят ли экспериментальные группы больше или меньше, чем контрольная N2. Эта практика позволяет проводить сравнения между экспериментами, даже если значения наружного диаметра600 различаются.
Временные интервалы:
Использование значений OD600 для измерения потребления пищи требует заметного снижения концентрации бактерий. Поскольку объем культуры намного больше, чем у червей, они должны съесть значительное количество бактерий, чтобы произвести заметную разницу. Пребывание в линейном диапазоне для значений наружного диаметра600 требует, чтобы концентрация бактерий оставалась в диапазоне от ~1 мг/мл до 10 мг/мл, чтобы значительное количество бактерий исчезло для ее обнаружения. Черви едят больше всего с конца L4 до 4 дня взрослой жизни из-за яйценоскости. Таким образом, этот интервал является идеальным. Более короткие интервалы, такие как 24 часа, можно измеритьза 11 часов, но это значительно сложнее и требует ~40 скважин на одно условие. Еще один вариант измерения потребления пищи личинками – удвоить количество животных на лунку. Однако проблема с этим подходом заключается в том, что слишком большое количество червей начнет влиять на показания OD600 , когда они вырастут.
Стоковые растворы для тестируемых препаратов:
Если такие препараты, как серотонин, проверяются на их способность модулировать кормление, учитывайте следующее при приготовлении исходных растворов. Обычно мы готовим 50-кратный запас водорастворимых препаратов и добавляем 3 μЛ в каждую лунку (1:50), но другие концентрации запаса (100x, 300x) также работают. Однако, если препараты разводят в растворителях, отличных от воды (например, ДМСО), конечная концентрация не должна превышать 0,5%. Растворители быстро становятся вредными для C. elegans. Таким образом, исходные растворы лекарственных средств, растворенных в органических растворителях, таких как ДМСО, должны быть в 300 раз или выше.
Оценка живых и мертвых червей:
Определение живых и мертвых животных основано на движении червя. Используется сильный свет, особенно синий, потому что он заставляет животных двигаться. Кроме того, подсчет количества животных в скважине покажет, есть ли избыточная смертность. Избыточная смертность может произойти при возникновении токсичных веществ или высоких концентраций (>0,5%) нескольких растворителей, включая ДМСО. Как правило, мертвых животных должно быть менее 1:100 (1%). Тарелки можно встряхивать в течение 30 с при 800 об/мин на вибростенде для микротитрования, если пища осела и популяцию становится трудно подсчитать. Игнорируйте лунки с самцами или более 16 червей (см. проблемы).
Возможные проблемы:
Недостаточное встряхивание:
В жидкой среде бактерии могут легко слипаться и оседать на дне лунок. По нашему опыту, встряхивание в течение менее 20 минут может не привести к разрушению бактериальных комков и их ресуспендированию, что приведет к неточным измерениям наружного диаметра600 . Измерения наружного диаметра600 в присутствии бактериальных комков будут недооценивать концентрацию бактерий. Чрезмерные настройки шейкера могут привести к прилипанию жидкости к герметику. После того, как герметик будет снят для показаний наружного диаметра600 , жидкость, прилипшая к герметику, приведет к снижению внешнего диаметра600 . Если на герметике есть жидкость, быстро раскрутите пластину на низкой скорости (500-1 000 об/мин) и снова встряхните в течение 5 минут. Кроме того, убедитесь, что, как указано для показаний в День 1 и День 4, показания были сделаны в течение 10 минут после встряхивания планшетов, чтобы избежать оседания бактерий.
Различные абсолютные значения потребления пищи между экспериментами:
Несмотря на все наши усилия по стандартизации бактериальных препаратов, они часто различаются по способам, влияющим на потребление пищи червями. Например, из-за своего делительного состояния бактерии различаются по размеру в зависимости от того, были ли они собраны в логарифмической фазе роста или в стационарной фазе, причем логарифмические бактерии крупнее. Из-за того, что измерения OD600 не различают размеры, различия в размере бактерий из-за фазы, в которой бактерии были собраны, могут привести к очевидным различиям, наблюдаемым в базальном потреблении пищи между бактериальными препаратами. Лучший способ сравнения экспериментов — всегда включать необработанную контрольную популяцию N2 и нормализовать результаты для этой популяции N2.
Эффекты скученности:
Концентрация бактерий в этом протоколе достаточна для поддержания наружного диаметра600 в линейном диапазоне для 2-16 червей на лунку в течение ~72 ч. В зависимости от интересующего препарата, лунка, содержащая более 16 червей, может истощить бактериальную концентрацию до второго измерения. Мы также обнаружили, что скважины с одним животным, как правило, ненадежны. Фактор лизиса перевешивает то, что ест один червь. Следовательно, незначительные погрешности в определении фактора лизиса непропорционально влияют на скважины с меньшим количеством червей.
Мы рекомендуем исключить скважины из статистического анализа при выполнении одного из приведенных ниже условий. В колодце есть самцы (у нас нет данных, сравнивающих потребление пищи самцами и гермафродитами); в колодце менее 2 червей или более 16 червей в скважине; черви мертвы при втором чтении; или если в скважинах есть потомство из-за отказа FUdR. FUdR чувствителен к теплу и инактивируется даже при низких температурах до 37 °C. Всегда размораживайте FUdR в воде комнатной температуры.
Отрицательные значения потребления пищи:
Значения потребления пищи иногда бывают отрицательными, что говорит о большем количестве пищи в 4-й день, чем в 1-й. Отрицательные значения потребления пищи могут указывать на один из следующих факторов: высокая скорость самолиза , возможно, вызванная добавлением препарата, действующего на бактерии, или отрицательные значения потребления пищи, которые могут указывать на то, что колодец загрязнен и растет что-то другое, а не черви. Скорость самолиза также увеличивается по мере взросления бактерий; Поэтому мы рекомендуем использовать бактерии не старше недели. Добавлен препарат, который со временем выпадает в осадок, влияя на значение OD600 . Недостаточное встряхивание в 1-й день может привести к снижению значения наружного диаметра600 из-за бактериальных комков. Черви подвергались гипоксическому стрессу. Это происходит, когда соотношение поверхности и воздуха недостаточно для обеспечения кислородного обмена. Используйте в материалах специальный 96-луночный планшет и не превышайте 150 мкл (120 мкл + 30 мкл FUdR) на лунку. Расстояние между поверхностью скважины и дном, где обитают черви, определяет концентрацию кислорода.
Ограничения:
Этот анализ ограничен жидкой культурой. Пищевое поведение, наблюдаемое в твердых тарелках, например, перемещение по лужайкам и отходам от них, не может быть оценено с помощью анализа.
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Мы хотим поблагодарить Сяолань Е, так как этот протокол был разработан в результате наблюдения, которое она первоначально сделала. Мы благодарим всех бывших и нынешних членов лаборатории Petrascheck за их помощь в разработке и оптимизации этого протокола. Эта работа была профинансирована R21 AG080376 (M.P.). Некоторые штаммы были предоставлены CGC, который финансируется Управлением программ исследовательской инфраструктуры NIH (P40 OD010440).
Materials
| Amphotericin B | RPI | A40030-0.1 | solvent: EtOH |
| Ampicillin | Fisher Scientific | BP176025 | solvent: water |
| Bacto Peptone | BD Biosciences | 211677 | use to make NGM plates |
| Carbenicillin | Fisher Scientific | 46-100-RG | solvent: water |
| Cell strainer | Fisher Scientific | 22363547 | 40 µm to remove adults |
| Cholesterol | MP Biomedicals | 02101380-CF | 5 mg/mL stock |
| Difco, Agar, Bacteriological | BD Biosciences | 214510 | use to make NGM plates |
| Fluorodeoxyuridine | Sigma Aldrich | F0503 | to sterilize worms on L4 |
| Luria Broth | RPI | L24045-1000.0 | open capsule, mix with 1 L of water, autoclave |
| M9 Buffer | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: 15 g Na2HPO4*12H2O (FW: 358) 3 g KH2PO4 (FW: 136) 5 g NaCl (FW: 58), 0.25 g MgSO4*7H2O (FW: 246) autoclave |
|
| Microplate Sealer | Fisher Scientific | 236707 | |
| OP50 | Caenorhabditis Genetics Center | ||
| Plate 96-well | Falcon | 351172 | |
| Plate reader | Tecan | 30016056 | use 600 nm filter lens |
| Potassium Citrate, 1 M , pH 6 | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: 268.8 g Potassium citrate tribasic monohydrate (FW: 324) 26.3 g citric acid monohydrate (FW: 210) 900 mL of dH2O pH to 6 using 5 M KOH autoclave |
|
| Potassium Phosphate, 1 M , pH 6 | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: 136 g KH2PO4 (FW: 136) 900 mL dH2O pH to 6 using 5 M KOH autoclave |
|
| S-Basal | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: 5.9 g NaCl (FW: 58) 50 mL 1 M potassium phosphate (pH 6) add 900 mL dH2O autoclave, cool to 55 °C |
|
| S-Complete | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: Add to 1 L of S-basal (cooled to 55 °C or RT) 10 mL of 1 M potassium citrate pH 6, 10 mL of trace metal solutions 3 mL of 1 M CaCl2 3 mL of 1 M MgSO4 |
|
| Serotonin hydrochloride | Thermo Scientific | AAB2126309 | used at 5 mM |
| Sodium Chloride | Sigma Aldrich | S7653-5KG | to make buffers and NGM plates |
| Terrific Broth | Thermo Scientific | J75856-A1 | 12.5 g in 250 mL of water, autoclave |
| Titer plate Shaker | Thermo Scientific | 88880023 | shaken at 800 rpm, depends on shaker |
| Trace Metals Solution | Laboratory Prepared | Store in sterile conditions at room temperature To prepare 1 L: 1.86 g Na2EDTA (FW: 372.24) 0.69 g FeSO4*7H2O (FW: 278) 0.20 g MnCl2*4H2O (FW: 198) 0.29 g ZnSO4*7H2O (FW: 287) 0.016 g CuSO4 (FW: 158) autoclave wrap in aluminum foil to keep in the dark |
|
Referencias
- Taormina, G., Mirisola, M. G. Calorie restriction in mammals and simple model organisms. Biomed Res Int. 2014, 308690 (2014).
- Cunningham, K. A., et al. Amp-activated kinase links serotonergic signaling to glutamate release for regulation of feeding behavior in C. elegans. Cell Metab. 16 (1), 113-121 (2012).
- You, Y. J., Kim, J., Raizen, D. M., Avery, L. Insulin, cgmp, and tgf-beta signals regulate food intake and quiescence in C. elegans: A model for satiety. Cell Metab. 7 (3), 249-257 (2008).
- Dorman, J. B., Albinder, B., Shroyer, T., Kenyon, C. The age-1 and daf-2 genes function in a common pathway to control the lifespan of Caenorhabditis elegans. Genética. 141 (4), 1399-1406 (1995).
- Apfeld, J., Kenyon, C. Cell nonautonomy of C. elegans daf-2 function in the regulation of diapause and life span. Cell. 95 (2), 199-210 (1998).
- Srinivasan, S. Neuroendocrine control of lipid metabolism: Lessons from C. elegans. J Neurogenet. 34 (3-4), 482-488 (2020).
- Calculli, G., et al. Systemic regulation of mitochondria by germline proteostasis prevents protein aggregation in the soma of. elegans. Sci Adv. 7 (26), eabg3012 (2021).
- Avery, L. The genetics of feeding in Caenorhabditis elegans. Genética. 133 (4), 897-917 (1993).
- Wu, Z., et al. Dietary restriction extends lifespan through metabolic regulation of innate immunity. Cell Metab. 29 (5), 1192-1205.e8 (2019).
- Chen, A. L., et al. Pharmacological convergence reveals a lipid pathway that regulates C. elegans lifespan. Nat Chem Biol. 15 (5), 453-462 (2019).
- Gomez-Amaro, R. L., et al. Measuring food intake and nutrient absorption in Caenorhabditis elegans. Genética. 200 (2), 443-454 (2015).
- Mckay, J. P., Raizen, D. M., Gottschalk, A., Schafer, W. R., Avery, L. Eat-2 and eat-18 are required for nicotinic neurotransmission in the Caenorhabditis elegans pharynx. Genética. 166 (1), 161-169 (2004).
- Hobson, R. J., et al. Ser-7, a Caenorhabditis elegans 5-ht7-like receptor, is essential for the 5-ht stimulation of pharyngeal pumping and egg laying. Genética. 172 (1), 159-169 (2006).
- Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: Comparative analysis of current methodology. Nat Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
- Webster, C. M., et al. Genome-wide rnai screen for fat regulatory genes in C. elegans identifies a proteostasis-ampk axis critical for starvation survival. Cell Rep. 20 (3), 627-640 (2017).
- Reis Rodrigues, P., et al. Synthetic ligands of cannabinoid receptors affect dauer formation in the nematode Caenorhabditis elegans. G3 (Bethesda). 6 (6), 1695-1705 (2016).
- Levichev, A., et al. The conserved endocannabinoid anandamide modulates olfactory sensitivity to induce hedonic feeding in C. elegans. Curr Biol. 33 (9), 1625-1639.e4 (2023).
- Wang, D., et al. Genetic behavioral screen identifies an orphan anti-opioid system. Science. 365 (6459), 1267-1273 (2019).
- Cheong, M. C., Artyukhin, A. B., You, Y. J., Avery, L. An opioid-like system regulating feeding behavior in C. elegans. Elife. 4, e06683 (2015).
- Lakowski, B., Hekimi, S. The genetics of caloric restriction in Caenorhabditis elegans. Proc Natl Acad Sci U S A. 95 (22), 13091-13096 (1998).
- Huang, C., Xiong, C., Kornfeld, K. Measurements of age-related changes of physiological processes that predict lifespan of Caenorhabditis elegans. Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (21), 8084-8089 (2004).
- Witham, E., et al. C. elegans body cavity neurons are homeostatic sensors that integrate fluctuations in oxygen availability and internal nutrient reserves. Cell Rep. 14 (7), 1641-1654 (2016).
- Hussey, R., et al. Oxygen-sensing neurons reciprocally regulate peripheral lipid metabolism via neuropeptide signaling in Caenorhabditis elegans. PLoS Genet. 14 (3), e1007305 (2018).
- Zapata, R. C., et al. Adipocytes control food intake and weight regain via vacuolar-type h(+) atpase. Nat Commun. 13 (1), 5092 (2022).
- Clay, K. J., Yang, Y., Clark, C., Petrascheck, M. Proteostasis is differentially modulated by inhibition of translation initiation or elongation. Elife. 12, e76465 (2023).
- Perez-Gomez, A., et al. A phenotypic caenorhabditis elegans screen identifies a selective suppressor of antipsychotic-induced hyperphagia. Nat Commun. 9 (1), 5272 (2018).
- Zapata, R. C., Zhang, D., Chaudry, B., Osborn, O. Self-administration of drugs in mouse models of feeding and obesity. J Vis Exp. (172), 62775 (2021).
- Zapata, R. C., et al. Targeting clic1 for the treatment of obesity: A novel therapeutic strategy to reduce food intake and body weight. Mol Metab. 76, 101794 (2023).
- Stuhr, N. L., Curran, S. P. Bacterial diets differentially alter lifespan and healthspan trajectories in C. elegans. Commun Biol. 3 (1), 653 (2020).
- Stuhr, N. L., Curran, S. P. Different methods of killing bacteria diets differentially influence Caenorhabditis elegans physiology. MicroPubl Biol. 2023, (2023).
- Solis, G. M., Petrascheck, M. Measuring caenorhabditis elegans life span in 96 well microtiter plates. J Vis Exp. (49), (2011).
- Wofford, M. R., King, D. S., Harrell, T. K. Drug-induced metabolic syndrome. J Clin Hypertens (Greenwich). 8 (2), 114-119 (2006).
