Summary

Enkele Sensillum opnames voor Locust Palp Sensilla Basiconica

Published: June 23, 2018
doi:

Summary

Dit witboek beschrijft een gedetailleerde en zeer effectieve protocol voor één sensillum opnamen van de sensilla basiconica op de ook voor insecten monddelen.

Abstract

De ook van locust monddelen worden beschouwd als conventionele smaak organen die een belangrijke rol in het een sprinkhaan voedsel selectie, met name voor de opsporing van niet-vluchtig chemische signalen via sensilla chaetica spelen (voorheen genaamd terminal sensilla of crested sensilla). Er is nu een groeiende hoeveelheid bewijs dat deze ook ook een olfactorische functie hebben. Een odorant receptor (LmigOR2) en een odorant-bindend-proteïne (LmigOBP1) hebben vertaald in de neuronen en accessoire cellen, respectievelijk, in de basiconica van de sensilla van het ook. Enkele sensillum opname (SSR) wordt gebruikt voor het vastleggen van de antwoorden van odorant receptor neuronen, die is een effectieve methode voor het screenen van actieve liganden op specifieke odorant receptoren. SSR is in functionele onderzoeken van odorant receptoren in palp sensilla gebruikt. De structuur van de basiconica van de sensilla gelegen op de koepel van de ook verschilt enigszins van de structuur van die op de antennes. Dus, bij het uitvoeren van een SSR ontlokte door reukstoffen, sommige specifieke advies nuttig kan zijn voor het verkrijgen van optimale resultaten. In deze paper wordt een gedetailleerde en zeer effectieve protocol voor een SSR van insecten palp sensilla basiconica geïntroduceerd.

Introduction

Dieren zijn een aantal aanwezig organen die exogene chemische signalen zin geëvolueerd. Bij insecten zijn de belangrijkste aanwezig organen de antennes en de ook. Op deze organen, zijn verschillende soorten aanwezig haren, genaamd chemosensorische sensilla, geïnnerveerd door aanwezig neuronen (CSNs) binnen de haren. CSNs in chemosensorische sensilla herkennen specifieke chemische signalen via signaaltransductie van chemische prikkels aan elektrische potentiaal die vervolgens worden overgedragen aan de centrale zenuwstelsel1,2,3 .

CSNs express verschillende aanwezig receptoren [bijvoorbeeldodorant receptoren (ORs)], ionotropic receptoren (IRs), en de smaak receptoren (GRs) op hun membranen, die coderen van exogene chemische signalen die is gekoppeld aan verschillende soorten chemosensation 4,5,6. De karakterisering van CSNs is de sleutel tot het ontrafelen van cellulaire en moleculaire mechanismen van insecten chemoreceptie. Nu één sensillum opname (SSR) is een veel gebruikte techniek voor de karakterisering van insect CSNs in de antennal sensilla van vele insecten, waaronder vliegt7, vlinders en8, kevers, bladluizen10,9, sprinkhanen11, en mieren12. Echter weinig studies hebben toegepast een SSR op insecten ook13,14,15,16,17, omdat de bijzondere structuur van hun sensilla maken een elektrofysiologische opname moeilijk18.

Zwermen sprinkhanen (Orthoptera) veroorzaken vaak ernstige gewas schade en economisch verlies19. De ook worden verondersteld een belangrijke rol spelen in de voedsel-selectie van treksprinkhanen20,21,22,23,24. Twee soorten aanwezig sensilla worden onderzocht door een Scannende Elektronen Microscoop (SEM). Meestal, worden 350 sensilla chaetica en 7-8 sensilla basiconica waargenomen op elke koepel van de Sint-jansbrood ook18. Sensilla chaetica zijn smaak sensilla die zin niet-vluchtig chemische signalen, terwijl sensilla basiconica hebben een olfactorische functie, sensing vluchtige chemische signalen.

Op Sint-jansbrood ook, de diameter van de haar voeten van de sensilla basiconica (ca. 12 µm), zijn veel groter dan die van sensilla chaetica (ca. 8 µm)18,25. De cuticular muur van de basiconica van de sensilla op de ook is veel dikker dan die van antennal sensilla18. Daarnaast heeft de koepel van de palp vloeibare inhoud binnen een flexibele schubbenlaag. Deze eigenschappen betekenen dat een penetratie met een micro-elektrode en een overname van goede elektrofysiologische signalen moeilijker dan voor antennal sensilla is. In deze paper wordt een gedetailleerde en zeer effectieve SSR protocol voor locust palp sensilla basiconica gepresenteerd met een video.

Protocol

1. voorbereiding van instrumenten en Insect Voorbereiding van wolfraam elektroden en stimuli oplossingen Los van een nieuwe draad van de wolfraam (diameter van 0,125 mm, lengte 75 mm) in een micromanipulator en het verscherpen in een 10% (m/v) natrium nitriet (NaNO2) oplossing in een injectiespuit op 10 V geboden door een voeding voor ongeveer 1 minuut onder een stereomicroscoop (40 X vergroting). Dompel de aangescherpte wolfraam draad herhaaldelijk in de 10% Na…

Representative Results

Twee sensilla-subtypen (pb1 en pb2) op de locust maxillaire palp worden geïdentificeerd op basis van verschillende reactie dynamiek aan chemische odorant (10% 1-nonanol en 10% nonanoic zuur). De neuronen in pb1 produceren aanzienlijk meer spikes aan 1-nonanol dan nonanoic zuur terwijl de neuronen in pb2 zijn aanzienlijk dat minder geactiveerd door 1-nonanol in vergelijking met nonanoic zuur (Figuur 4). Hexanal en E-2-Hexenal kan roepen een sprinkhaan palp re…

Discussion

Insecten vertrouwen op ook te detecteren geuren van voedsel, en hun ook worden verondersteld een belangrijke rol spelen in soortvorming13,27. De ook zijn eenvoudige olfactorische organen en krijgen steeds meer aandacht als een aantrekkelijk model voor het onderzoek van de neuromolecular onderliggende chemosensation28 netwerken.

Insect labellar en palp SSRs zijn met succes uitgevoerd op de Drosophila melanoga…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk wordt ondersteund door een subsidie van de National Natural Science Foundation of China (No.31472037). Elke vermelding van handelsnamen of commerciële producten in dit artikel wordt uitsluitend met het oog op het verstrekken van specifieke informatie en houdt geen aanbeveling.

Materials

Tungsten wire ADVENT W559504 Used for making the electrode and fixing the palp
NaNO2 Sigma-aldrich 563218-25G Used for sharpening the tungsten wire
AC Power Supply Syntech A2-70 Providing the voltage in sharpening the tungsten wire
Stereoscope Motic SMZ-163 Used for observing the sharpening of tungsten wire
Microscope Olympus W-51 Used for observing the sensilla on locust maxillary palp
Intelligent Data Acquisition Controller Syntech IDAC-4 Real-time on screen display of all signals before and during recording
Stimulus controller Syntech CS-55 Used for controlling the stimulus application
Electronic micromanipulator C.M.D.T CFT-8301D Used for minor movement of the recording electrode
Micromanipulator Narishige MN-151 Used for minor movement of the reference electrode
Speaker EDIFIER R101T06 Connected with IDAC-4 and providing sound for the signal
Magnetic base PDOK PD-101 Used to hold the electrode, and stimulus delivery tube
Vibration Isolation Table TianHe HAP-100-1208 Used for isolating the vibration from the equipment
Glass slide CITOGLAS ZBP-407 Used for making the base for the MPH
Blu-tack Bostik Blu-tack-45g Fixing the tungsten wire
Pasteur tube YARE WITEG Placing the filter paper containing stimuli solutions

Referencias

  1. Carey, A. F., Carlson, J. R. Insect olfaction from model systems to disease control. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (32), 12987-12995 (2011).
  2. Leal, W. S. Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes. Annual Review of Entomology. 58, 373-391 (2013).
  3. Zhang, J., Walker, W. B., Wang, G. Pheromone reception in moths: from molecules to behaviors. Progress in Molecular Biology and Translational Science. 130, 109-128 (2015).
  4. Vosshall, L. B., Amrein, H., Morozov, P. S., Rzhetsky, A., Axel, R. A spatial map of olfactory receptor expression in the Drosophila antenna. Cell. 96 (5), 725-736 (1999).
  5. Benton, R., Vannice, K. S., Gomez-Diaz, C., Vosshall, L. B. Variant ionotropic glutamate receptors as chemosensory receptors in Drosophila. Cell. 136 (1), 149-162 (2009).
  6. Vosshall, L. B., Stocker, R. F. Molecular architecture of smell and taste in Drosophila. Annual Review of Neuroscience. 30, 505-533 (2007).
  7. de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. Odor coding in the Drosophila antenna. Neuron. 30, 537-552 (2001).
  8. Roelofs, W., et al. Sex pheromone production and perception in European corn borer moths is determined by both autosomal and sex-linked genes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 84 (21), 7585-7589 (1987).
  9. Larsson, M. C., Leal, W. S., Hansson, B. S. Olfactory receptor neurons detecting plant odours and male volatiles in Anomala cuprea beetles (Coleoptera: Scarabaeidae). Journal of Insect Physiology. 47 (9), 1065-1076 (2001).
  10. Zhang, R., et al. Molecular basis of alarm pheromone detection in aphids. Current Biology. 27 (1), 55-61 (2017).
  11. Cui, X., Wu, C., Zhang, L. Electrophysiological response patterns of 16 olfactory neurons from the trichoid sensilla to odorant from fecal volatiles in the locust, Locusta migratoria manilensis. Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 77 (2), 45-57 (2011).
  12. Sharma, K. R., et al. Cuticular hydrocarbon pheromones for social behavior and their coding in the ant antenna. Cell Reports. 12 (8), 1261-1271 (2015).
  13. de Bruyne, M., Clyne, P. J., Carlson, J. R. Odor coding in a model olfactory organ: the Drosophila maxillary palp. Journal of Neuroscience. 19 (11), 4520-4532 (1999).
  14. Syed, Z., Leal, W. S. Maxillary palps are broad spectrum odorant detectors in Culex quinquefasciatus. Chemical Senses. 32 (8), 727-738 (2007).
  15. Lu, T., et al. Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae. Current Biology. 17 (18), 1533-1544 (2007).
  16. Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. Journal of Visualized Experiments. 36, e1725 (2010).
  17. Grant, A. J., Wigton, B. E., Aghajanian, J. G., O’Connell, R. J. Electrophysiological responses of receptor neurons in mosquito maxillary palp sensilla to carbon dioxide. Journal of Comparative Physiology A. 177 (4), 389-396 (1995).
  18. Blaney, W. The ultrastructure of an olfactory sensillum on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.). Cell and Tissue Research. 184 (3), 397-409 (1977).
  19. Hassanali, A., Njagi, P. G. N., Bashir, M. O. Chemical ecology of locusts and related acridids. Annual Review of Entomology. 50, 223-245 (2005).
  20. Chapman, R. F. Contact chemoreception in feeding by phytophagous insects. Annual Review of Entomology. 48, 455-484 (2003).
  21. Chapman, R. F., Sword, G. The importance of palpation in food selection by a polyphagous grasshopper (Orthoptera: Acrididae). Journal of Insect Behavior. 6, 79-91 (1993).
  22. Winstanley, C., Blaney, W. Chemosensory mechanisms of locusts in relation to feeding. Entomologia Experimentalis et Applicata. 24, 750-758 (1978).
  23. Blaney, W., Duckett, A. The significance of palpation by the maxillary palps of Locusta migratoria (L.): an electrophysiological and behavioural study. Journal of Experimental Biology. 63, 701-712 (1975).
  24. Blaney, W. Electrophysiological responses of the terminal sensilla on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.) to some electrolytes and non-electrolytes. Journal of Experimental Biology. 60, 275-293 (1974).
  25. Jin, X., Zhang, S., Zhang, L. Expression of odorant-binding and chemosensory proteins and spatial map of chemosensilla on labial palps of Locusta migratoria (Orthoptera: Acrididae). Anthropod Structure & Development. 35 (1), 47-56 (2006).
  26. Zhang, L., Li, H., Zhang, L. Two olfactory pathways to detect aldehydes on locust mouthpart. International Journal of Biological Sciences. 13 (6), 759-771 (2017).
  27. Dweck, H. K. M., et al. Olfactory channels associated with the Drosophila maxillary palp mediate short- and long-range attraction. eLife. 5, e14925 (2016).
  28. Bohbot, J. D., Sparks, J. T., Dickens, J. C. The maxillary palp of Aedes aegypti, a model of multisensory Integration. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 48, 29-39 (2014).
  29. Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. Journal of Visualized Experiments. 84, e51355 (2014).
  30. Ng, R., Lin, H. H., Wang, J. W., Su, C. Y. Electrophysiological recording from Drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility. Journal of Visualized Experiments. 125, e56147 (2017).
  31. Syed, Z., Leal, W. S. Electrophysiological measurements from a moth olfactory system. Journal of Visualized Experiments. 49, e2489 (2011).
  32. Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. Multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (Schistocerca Americana) olfactory circuits. Journal of Visualized Experiments. 71, e50139 (2013).
  33. Liu, F., Liu, N. Using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals. Journal of Visualized Experiments. 107, e53337 (2016).

Play Video

Citar este artículo
Li, H., You, Y., Zhang, L. Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica. J. Vis. Exp. (136), e57863, doi:10.3791/57863 (2018).

View Video