Summary

感染症のマウスモデルでの A 型インフルエンザ ウイルス研究

Published: September 07, 2017
doi:

Summary

インフルエンザ A ウイルス (IAVs) は、重要な人間の呼吸器病原体です。IAVs の病原性を理解して新しいワクチン接種のアプローチの臨床テストを実行するには、人間の生理を模倣した動物モデルが必要です。ここでは、IAV 病因、体液性応答および感染症のマウスモデルを用いたワクチンの有効性を評価する手法について述べる。

Abstract

インフルエンザ ウイルスは引き起こす以上 500,000 の死世界1と単独で直接医療と入院費と仕事欠勤2を考慮した米国の 120 億ドルの年間コストに関連付けられています。動物モデルはウイルスの病原性、宿主-病原体相互作用、免疫反応を評価する A 型インフルエンザ ウイルス (経年) 研究で重要な現在および/または新規ワクチンの効果は抗ウイルス薬だけでなく、アプローチします。彼らの免疫システムは進化的人間に似ているので、マウスが有利な小さな動物モデル、彼らが遺伝的に同一科目として商用ベンダーから利用できる、複数の系統を評価するために悪用される可能性があります。感染症の遺伝的な根拠、比較的安価で操作が容易です。IAV 感染気道を介して人間を要約するには、マウスはバイオ セーフティの適切な抑制の下で伝染性の IAVs 鼻腔内接種前に麻酔最初。感染後 IAVs の病因は毎日 (体重) の罹患率と死亡率 (生存率) 率を監視することによって決定されます。さらに、ウイルスの病因は上 (鼻粘膜) または下 (肺) 感染マウスの気道でウイルスの複製を評価することによっても評価できます。IAV 感染体液性反応を非侵襲的な出血、二次抗体の検出によって急速に評価できる合計の存在を検出または中和抗体アッセイ向け。ここでは、方法について述べる、一般的なマウスの鼻腔内感染するために使用 (i.n) IAV とし、病因、液性免疫応答と保護の有効性を評価。

Introduction

IAVs は、オルトミクソ ウイルス科の家族3に分類されるエンベロープ ウイルスです。負の極性3と 8 の単一座礁させた RNA の分子が含まれます。ヒトでは、IAVs は、新規ウイルスは人間の人口4で導入されたときに、季節性のエピデミックおよび重要な結果の時折パンデミックを引き起こします。また、季節 IAVs は、生産の世界的な高い経済損失毎年2,5人間高と急速に送信されます。IAV 症状咳、鼻づまり、発熱、倦怠感、頭痛、食欲不振、筋肉痛、しかし、ウイルス免疫不全患者6のより深刻な病気を引き起こすことができます。実際には、世界保健機関 (WHO) は、季節性インフルエンザのウイルスは、毎年1300,000-500,000 死亡、世界を引き起こすことを計算します。現在のインフルエンザ予防とヒトの治療食品医薬品局 (FDA) によって承認された医薬品の唯一の 2 つのクラスがある: ノイラミニダーゼ (NA) 阻害剤 (例えばオセルタミビル) と (は例えば、M2 イオン チャネルのブロッカーアマンタジン);ただし、薬剤耐性ウイルスの亜種の出現は、関心の高まりです。予防接種は、したがって、IAVs 感染症から人間を守る最良の医療の選択肢になります。までに、インフルエンザの 3 つのタイプ人間の使用のために FDA によって認可されるワクチンが利用可能な: 組換えウイルス赤血球凝集素 (HA) 蛋白ワクチン、不活化インフルエンザ ワクチン (IIV) とライブ弱毒インフルエンザ ワクチン (LAIV)5,7. 3 つのワクチンは、ウイルスの HA 蛋白質、IAVs に対する中和抗体の主要なターゲットに対する適応免疫応答を誘導するために設計されています。

IAV 感染研究生体内で検証済みのマウス ・ モデル

要因を検討し、とりわけ、IAV 病態8,9,10,11, ウイルス病12および/またはウイルス伝送13 に貢献する動物モデルを使用されています。 ,14,9,10,15を薬新しいワクチンや抗ウイルス剤の有効性をテスト。マウス (ハツカネズミ) は、いくつかの理由 IAV 研究の最も広く使用された動物モデル: 1) 免疫系は進化的に似たような人間の存在を2) 低コストなど動物の購入、住宅再生;簡単に操作および格納; 3) 小型サイズ均一な反応と結果を取得する 4) 最小ホスト変動5) マウス生物学、ゲノム シーケンスを含む大規模な知識6) 多くの利用可能な分子生物学や免疫学の試薬;7) 使用可能なノックアウト (KO) マウス ウイルス感染の特定のホスト蛋白質の貢献を研究するには8) 感染症の遺伝的な根拠を評価するために利用できる複数のマウス系統。

体内IAV 勉強する現在利用可能ないくつかのマウスの系統があります。感染症, 線量, ウイルス株は、すべてのルートと同様、年齢、免疫状態、セックス、遺伝的背景とマウスひずみ IAV 感染マウスの結果に影響します。彼らは元系統16,17,18,より IAV 病気にかかりやすいので、IAV 研究で使用される最も一般的なマウス系統は BALB/C および、もっと最近、DBA.2 マウス C57BL/619,20します。 重要なことは、免疫反応も異なることがありますマウスひずみ18,19,20によって。したがって、マウスの IAV 緊張が行われる実験に最適なオプションを選択するすべての入手可能な情報を回復する非常に重要です。

マウスは、IAV と研究生体内で感染症の動物モデルは、実験的なデザインで考慮する必要があるいくつかの制限がある.例えば、マウスを用いた生体内での研究の主な制限は、IAVs をマウスの間で送信しないことです。したがって、伝送の研究より受け入れられる動物モデル (例えばフェレット、モルモット) が使用される16,17,21。さらに、マウスで経年の症状と人間のいくつかの違いがあります。人間と違って、マウスを開発しない IAV 感染時に発熱逆に、彼らは低体温症16,17を提示します。マウス、IAV レプリケーションは上気道ではなく下気道 (肺) に集中しています。したがって、IAV のマウスに対する病原性は人間に見られるように常に相関しません。完全に、メリットが限られている不利な点を上回る、のでマウスはインフルエンザ ウイルスの病原性、免疫原性およびワクチンと抗ウイルス剤の研究で予防効果を評価するために使用する最初の動物モデルを表します。さらに、それは IAV IAV 感染の小さな動物モデルで以前証拠なし大動物モデルを使用して、研究を実施する倫理的に許容できません。本稿で述べるマウスの鼻腔内感染する方法 (i.n と) IAV、重大度とウイルス感染の進行状況を監視する方法および液性免疫応答と保護の有効性を評価するために必要な実験を実施する方法。

Protocol

ここで説明したすべての動物のプロトコル制度動物ケアおよび使用委員会 (IACUC) ロチェスター大学医学部・歯学部、大学の制度的バイオ セーフティ委員会 (IBC) によって承認され、遵守ケアと国立研究評議会 22 の実験動物の使用のためのガイドの推奨事項。設備とビバリウムと実験動物医学医学部・歯学部のプログラムの AAALAC インターナショナルによって認定されている州法、連邦法、国?…

Representative Results

マウスにおけるウイルスの病因の評価 IAV の病因罹患率とその感染による死亡率に関連しています。これらの 2 つのパラメーターをマウスで簡単に評価できる: IAV 罹患率は感染マウスの体重減少と関連し、生存率は死亡率 (図 1) を示します。体重、IAV 感染マウスの生存率は通常感染8<s…

Discussion

IAV マウス モデル広く IAV 病態、免疫原性と保護の有効性のvivo の研究のため。マウスのサイズが小さいため簡単に操作して、フェレット、モルモットなど他の動物モデルと比較して保存します。また、動物がコストの面で使いやすさ、ハウジングおよび再生に使用できる多数の動物が必要となる予防接種前臨床テストで。とりわけ、マウスが使用されているので複数の研究分野は、い?…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

LM S 研究室でインフルエンザ ウイルスに関する研究が部分的に、ニューヨーク インフルエンザ センターの卓越性 (NYICE)、インフルエンザ研究と監視 (CEIRS) のための卓越性の NIAID センターのメンバーによって資金を供給します。ウェンディ ・ ベイツは、原稿の修正に彼女のサポートを感謝いたします。

Materials

Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) epithelial cells ATCC CCL-34
Six- to eight-week-old female C57BL/6 mice National Cancer Institute (NCI) 01XBE
Turckey red blod cells Biolink Inc Store at 4°C
Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM) Corning Cellgro 15-013-CV Store at 4°C
Fetal Bovine Serum (FBS) Seradigm 1500-050 Store at -20°C
Penicillin/Streptomycin/L-Glutamine (PSG) 100X Corning 30-009-CI Store at -20°C
Penicillin/Streptomycin (PS) 100X Corning 30-00-CI Store at -20°C
Bovin Albumin solution (BA) Sigma-Aldrich A7409 Store at 4°C
Bovin Serum Albumin (BSA) Sigma-Aldrich A9647 Store at 4°C
Tosylsulfonyl phenylalanyl chloromethyl ketone (TPCK)-treated trypsin Sigma-Aldrich T8802 Store at -20°C
Neutral Buffered Formalin 10% EMD 65346-85 Store at RT
Triton X-100 J.T.Baker X198-07 Store at RT
Monoclonal Antibody anti-NP Influenza A Virus HB-65 ATTC H16-L10-4R5 Store at -20°C
Polyclonal rabbit anti-mouse immunoglobulins/FITC Dako F0261 Store at 4°C
ECL Anti-mouse IgG, Horseradish Peroxidase linked whole antibody GE Healthcare LNA931V/AG Store at 4°C
TMB substrate set BioLegend 421101 Store at 4°C
Vmax Kinetic plate reader Molecular Devices
Dounce Tissue Grinders Thomas Scientific 7722-7
Receptor destroying enzyme, RDE (II) Denka Seiken Co. 370013 Store at -20°C
Crystal Violet Fisher Scienctific C581-100 Store at RT
96-well Cell Culture Plate Greiner Bio-one 655-180
Cell Culture dishes 100mm Greiner Bio-one 664-160
Nunc MicroWell 96-Well Microplates Thermo Fisher Scienctific 269620
Nunc 96-Well Polystyrene Conical Bottom MicroWell Plates Thermo Fisher Scienctific 249570
Puralub Vet Ointment Dechra 9N-76855
Fluorescent microscope Olympus Olympus IX81

Referencias

  1. Girard, M. P., Cherian, T., Pervikov, Y., Kieny, M. P. A review of vaccine research and development: human acute respiratory infections. Vaccine. 23 (50), 5708-5724 (2005).
  2. Arnold, S., Monto, M. D. Epidemiology and Virology of Influenza Illness. Am J Manag Care. 6, 255-264 (2000).
  3. Palese, P., Shaw, M. L., Knipe, D. M., Howley, P. M., Griffin, D. E., Lamb, R. A., Martin, M. A. Orthomyxoviridae: The Viruses and Their Replication. Fields Virology. , (2007).
  4. Li, K. S., et al. Genesis of a highly pathogenic and potentially pandemic H5N1 influenza virus in eastern Asia. Nature. 430 (6996), 209-213 (2004).
  5. Nogales, A., Martinez-Sobrido, L. Reverse Genetics Approaches for the Development of Influenza Vaccines. Int J Mol Sci. 18 (20), (2017).
  6. Kunisaki, K. M., Janoff, E. N. Influenza in immunosuppressed populations: a review of infection frequency, morbidity, mortality, and vaccine responses. Lancet Infect Dis. 9 (8), 493-504 (2009).
  7. Belshe, R. B. Live attenuated versus inactivated influenza vaccine in infants and young children. N Engl J Med. 356 (7), 685-696 (2007).
  8. Cox, A., Baker, S. F., Nogales, A., Martinez-Sobrido, L., Dewhurst, S. Development of a mouse-adapted live attenuated influenza virus that permits in vivo analysis of enhancements to the safety of live attenuated influenza virus vaccine. J Virol. 89 (6), 3421-3426 (2015).
  9. Nogales, A., et al. Influenza A Virus Attenuation by Codon Deoptimization of the NS Gene for Vaccine Development. J Virol. 88 (18), 10525-10540 (2014).
  10. Nogales, A., DeDiego, M. L., Topham, D. J., Martinez-Sobrido, L. Rearrangement of Influenza Virus Spliced Segments for the Development of Live-Attenuated Vaccines. J Virol. 90 (14), 6291-6302 (2016).
  11. Nogales, A., Huang, K., Chauché, C., DeDiego, M. L., Murcia, P. R., Parrish, C. R., Martínez-Sobrido, L. Canine influenza viruses with modified NS1 proteins for the development of live-attenuated vaccines. Virology. 500 (2017), 1-10 (2016).
  12. Garcia-Sastre, A., et al. Influenza A virus lacking the NS1 gene replicates in interferon-deficient systems. Virology. 252 (2), 324-330 (1998).
  13. Lowen, A. C. Blocking interhost transmission of influenza virus by vaccination in the guinea pig model. J Virol. 83 (7), 2803-2818 (2009).
  14. Mubareka, S. Transmission of influenza virus via aerosols and fomites in the guinea pig model. J Infect Dis. 199 (6), 858-865 (2009).
  15. Nogales, A., Baker, S. F., Martinez-Sobrido, L. Replication-competent influenza A viruses expressing a red fluorescent protein. Virology. 476C, 206-216 (2014).
  16. Margine, I., Krammer, F. Animal Models for Influenza Viruses: Implications for Universal Vaccine Development. Pathogens. 3 (4), 845-874 (2014).
  17. Bouvier, N., Lowen, A. C. Animal Models for Influenza Virus Pathogenesis and Transmission. Viruses. 2 (8), 1530-1563 (2010).
  18. Pica, N., Iyer, A., Ramos, I., Bouvier, N. M., Fernandez-Sesma, A., García-Sastre, A., Lowen, A. C., Palese, P., Steel, J. The DBA.2 mouse is susceptible to disease following infection with a broad, but limited, range of influenza A and B viruses. J Virol. 85 (23), 12825-12829 (2011).
  19. Watanabe, H., Numata, K., Ito, T., Takagi, K., Matsukawa, A. Innate immune response in Th1- and Th2-dominant mouse strains. Shock. 22 (5), 460-466 (2004).
  20. Srivastava, B., Blazejewska, P., Hessmann, M., Bruder, D., Geffers, R., Mauel, S., Gruber, A. D., Schughart, K. Host genetic background strongly influences the response to influenza a virus infections. PLoS One. 4 (3), e4857 (2009).
  21. Lowen, A. C., Bouvier, N. M., Steel, J. Transmission in the Guinea Pig Model. Curr Top Microbiol Immunol. 385, 157-183 (2014).
  22. Schickli, J. H. Plasmid-only rescue of influenza A virus vaccine candidates. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 356 (1416), 1965-1973 (2001).
  23. Martinez-Sobrido, L., Garcia-Sastre, A. Generation of recombinant influenza virus from plasmid DNA. J Vis Exp. (42), (2010).
  24. National Research Council (U.S.) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals., Institute for Laboratory Animal Research (U.S.). . Guide for the care and use of laboratory animals. , (2011).
  25. Reed, L. J., Muench, H. A simple method of estimating fifty percent endpoints. The American Journal of Hygiene. 27 (3), 493-497 (1938).
  26. Golde, W. T., Gollobin, P., Rodriguez, L. L. A rapid, simple, and humane method for submandibular bleeding of mice using a lancet. Lab Animal. 34 (9), 39-43 (2005).
  27. Nogales, A. A temperature sensitive live-attenuated canine influenza virus H3N8 vaccine. J Virol. , (2016).
  28. Eisfeld, A. J., Neumann, G., Kawaoka, Y. Influenza A virus isolation, culture and identification. Nat Protoc. 9 (11), 2663-2681 (2014).
  29. Guo, H., Baker, S. F., Martinez-Sobrido, L., Topham, D. J. Induction of CD8 T cell heterologous protection by a single dose of single-cycle infectious influenza virus. J Virol. 88, 12006-12016 (2014).
  30. He, W., Mullarkey, C. E., Miller, M. S. Measuring the neutralization potency of influenza A virus hemagglutinin stalk/stem-binding antibodies in polyclonal preparations by microneutralization assay. Methods. , (2015).
  31. Gulati, U. Antibody epitopes on the neuraminidase of a recent H3N2 influenza virus (A/Memphis/31/98). J Virol. 76 (23), 12274-12280 (2002).
  32. Beare, A. S., Webster, R. G. Replication of avian influenza viruses in humans. Arch Virol. 119, 37-42 (1991).
  33. Rowe, T. Detection of antibody to avian influenza A (H5N1) virus in human serum by using a combination of serologic assays. J Clin Microbiol. 37 (4), 937-943 (1999).
  34. Stephenson, I., Wood, J. M., Nicholson, K. G., Zambon, M. C. Sialic acid receptor specificity on erythrocytes affects detection of antibody to avian influenza haemagglutinin. J Med Virol. 70 (3), 391-398 (2003).

Play Video

Citar este artículo
Rodriguez, L., Nogales, A., Martínez-Sobrido, L. Influenza A Virus Studies in a Mouse Model of Infection. J. Vis. Exp. (127), e55898, doi:10.3791/55898 (2017).

View Video