Influenza-A-Virus-Studien in einem Mausmodell der Infektion
Summary
Influenza A-Viren (IAVs) sind wichtige Humanpathogene Atemwege. Die Pathogenität von IAVs verstehen und neuartigen Impfstoff präklinischen Erprobung durchführen, sind Tiermodelle imitiert menschliche Physiologie erforderlich. Hier beschreiben wir Techniken zur Bewertung IAV Pathogenese, humorale Reaktionen und Wirksamkeit des Impfstoffes mit einem Maus-Modell der Infektion.
Abstract
Influenza-Viren verursachen mehr als 500.000 Todesfälle weltweit1 und eine jährliche Gebühr von 12 Milliarden US-Dollar in den Vereinigten Staaten allein in Anbetracht direkte medizinische und Krankenhausaufenthalt Kosten und Arbeit Absentismus2zugeordnet sind. Tiermodelle sind entscheidend für Influenza A Virus (IAV) Studien zur Bewertung virale Pathogenese, Wirt-Pathogen Interaktionen, Immunreaktionen und nähert sich die Wirksamkeit der laufenden bzw. neuartige Impfstoff sowie antivirale Medikamente. Mäuse sind vorteilhaft kleine Tiermodell, weil ihr Immunsystem evolutionär ähnelt, findet man bei Menschen, es gibt Sie von kommerziellen Anbietern als genetisch identische Themen, gibt es mehrere Stämme, die ausgenutzt werden können, um zu bewerten die genetische Grundlage von Infektionen, und sie sind relativ preiswert und leicht zu manipulieren. Um die IAV-Infektion beim Menschen über die Atemwege zu rekapitulieren, werden Mäuse zuerst vor der intranasale Inokulation mit infektiösen IAVs unter richtigen Biosafety Containment betäubt. Nach Infektion wird die Pathogenese der IAVs bestimmt, indem Sie täglich die Morbidität (Körper-Gewicht-Verlust) und Sterblichkeit (überleben). Darüber hinaus kann virale Pathogenese auch ausgewertet werden, durch die Replikation des Virus in die obere (Nasenschleimhaut) oder der unteren Atemwege (Lunge), von infizierten Mäusen Bewertung. Humorale Reaktionen bei der IAV-Infektion durch nicht-invasive Blutungen und sekundäre Antikörpernachweis schnell auswertbar Assays abzielen, das Vorhandensein von insgesamt oder neutralisierenden Antikörpern. Hier beschreiben wir die gängige Methoden, Mäuse intranasal zu infizieren (i.n) mit IAV und Pathogenese, humorale Immunantwort und Schutz Wirksamkeit zu bewerten.
Introduction
IAVs sind behüllte Viren in der Orthomyxoviridae Familie3eingestuft. Sie enthalten acht einsträngige RNA-Moleküle mit negativer Polarität3. Beim Menschen verursachen IAVs saisonal Epidemien und gelegentliche Pandemien wichtige Konsequenz, wenn neuartige Viren in der menschlichen Bevölkerung4eingeführt werden. Darüber hinaus werden saisonale IAVs hoch und schnell von Mensch zu Mensch produziert eine erhöhte wirtschaftliche Verluste weltweit jedes Jahr2,5übertragen. IAV Symptome sind Husten, verstopfte Nase, Fieber, Unwohlsein, Kopfschmerzen, Magersucht und Muskelschmerzen, aber das Virus kann auch eine schwere Krankheit bei immungeschwächten Patienten6produzieren. In der Tat, rechnet die World Health Organisation (WHO) vor, dass saisonale Influenza-Viren 300.000-500.000 Todesfälle weltweit pro Jahr1 verursachen. Es gibt nur zwei Arten von Medikamenten, die derzeit von der Food and Drug Administration (FDA) für Influenza-Prophylaxe und Therapie beim Menschen zugelassen: Neuraminidasehemmer (NA) (z.B. Oseltamivir) und Blocker des Ionenkanals M2 (z.B. Amantadin); die Entstehung von resistenten Viren-Varianten ist jedoch eine zunehmende Besorgnis. Impfung, bleibt daher die beste medizinische Möglichkeit, Menschen gegen IAVs Infektionen zu schützen. Bisher wurden drei Arten von Influenza Impfstoffe zugelassen von der FDA für den menschlichen Gebrauch zur Verfügung: rekombinante virale Hämagglutinin (HA) Protein Impfstoffe, inaktivierten Influenza-Impfstoffe (IIV) und live-gedämpft Influenza-Impfstoffe (LAIV)5, 7. die drei Impfstoffe sind entworfen, um gegen das virale HA-Protein, das große Ziel von neutralisierenden Antikörpern gegen IAVs adaptive Immunantwort zu induzieren.
Eine validierte Mausmodell IAV Infektion in Vivo zu studieren
Tiermodelle wurden verwendet, um, unter anderem IAV Pathogenese8,9,10,11, virale Faktoren zu untersuchen, die zu Krankheit12 und/oder viralen Übertragung13 beitragen ,14, und testen Sie die Wirksamkeit der neuen Impfstoffe oder antivirale Medikamente9,10,15. Mäuse (Mus Musculus) sind die am häufigsten verwendeten Tiermodell für IAV Forschung aus mehreren Gründen: 1) das Immunsystem ist evolutionär ähnlich präsentieren, beim Menschen; (2) low-cost, einschließlich Tier Kauf, Gehäuse und Reproduktion; (3) kleine Größe zu bearbeiten und zu speichern; (4) minimal Host Variabilität, homogene Antworten und Ergebnisse zu erhalten; (5) eine große Kenntnis der Mäuse Biologie, einschließlich Genomsequenz; (6) viele verfügbare Molekularbiologie bzw. Immunologie Reagenzien; (7) zur Verfügung Knock-out Mäuse (KO), den Beitrag eines bestimmten Host-Proteins auf virale Infektion zu studieren; und 8) mehrere Maus-Stämmen, die ausgenutzt werden können, um die genetischen Grundlagen von Infektionen zu bewerten.
Es gibt verschiedene Mausstämme derzeit für IAV in Vivozu studieren. Alter, Immunstatus, Geschlecht, genetische Hintergrund und Maus Belastung sowie Routen der Infektion, Dosis und Virenstämme Einfluss auf den Ausgang der IAV-Infektion bei Mäusen. Die am häufigsten verwendeten Mausstämme IAV Forschung verwendeten sind C57BL/6, BALB/C und, in jüngerer DBA.2 Mäuse, da sie anfälliger für IAV Krankheit als die beiden ehemaligen Stämme16,17,18, sind 19 , 20. wichtiger ist, die Immunantwort auch können abweichen, je nach der Maus Belastung18,19,20. Daher ist es sehr wichtig, um alle verfügbaren Informationen über die Maus und die IAV Sorte wählen Sie die beste Option für das Experiment durchgeführt werden zu erholen.
Obwohl die Maus eine gute Tiermodell Infektionsrisiko für in Vivo Studien mit IAV ist, haben sie mehrere Einschränkungen, die in der experimentellen Gestaltung berücksichtigt werden müssen. Zum Beispiel ist eine große Einschränkung der Verwendung von Mäusen für in Vivo Studien, dass IAVs nicht unter Mäuse übertragen. So, für die Übertragung Studien, akzeptiert Tiermodelle (z.B.Frettchen oder Meerschweinchen) sind gebrauchte16,17,21. Darüber hinaus gibt es einige Unterschiede zwischen den Manifestationen der IAV bei Mäusen und Menschen. Im Gegensatz zum Menschen entwickeln Mäuse nicht Fieber bei IAV Infektion; im Gegensatz dazu präsentieren sie mit Hypothermie16,17. Bei Mäusen konzentriert sich IAV Replikation in den unteren Atemwegen (Lunge) anstatt der oberen Atemwege. So korreliert Virulenz der IAV in Mäusen nicht immer in Menschen gesehen. Insgesamt, weil die Vorteile der begrenzten Nachteile überwiegen, stellt Maus erste Tiermodell verwendet, um virale Pathogenese der Grippe, Immunogenität und Schutzwirkung im Impfstoff und antivirale Studien bewerten. Darüber hinaus wäre es nicht vertretbar, Studien mit IAV mit großen Tiermodellen ohne vorherigen Nachweis in einer kleinen Tiermodell der IAV-Infektion. In dieser Handschrift die, wir beschreiben, wie Mäuse intranasal infiziert (i.n.) mit IAV, wie der Schweregrad und Fortschritten der viralen Infektion und zur Durchführung der Experimente erforderlich, um die humorale Immunantwort und Schutz Wirksamkeit bewertet.
Protocol
Representative Results
Discussion
Die Maus-Modell der IAV ist für in Vivo Studien der IAV Pathogenese, Immunogenität und Schutz Wirksamkeit verbreitet. Die geringe Größe von Mäusen macht sie leicht zu bearbeiten und speichern im Vergleich zu anderen Tiermodellen wie Frettchen oder Meerschweinchen. Darüber hinaus erlauben die Leichtigkeit in Bezug auf Tier Kosten, Gehäuse und Reproduktion ihre Verwendung in präklinischen Impfung-Tests in denen großen Anzahl von Tieren erforderlich sind. Vor allem, da Mäuse verwendet wurden mehrere Forsc…
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Forschung auf Influenza-Virus im LM-S Labor wird teilweise von The New York Influenza Center of Excellence (GEMON), ein Mitglied des NIAID Centers of Excellence für Influenza-Forschung und Überwachung (CEIRS) finanziert. Wir danken für ihre Unterstützung bei der Korrektur des Manuskripts Wendy Bates.
Materials
| Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) epithelial cells | ATCC | CCL-34 | |
| Six- to eight-week-old female C57BL/6 mice | National Cancer Institute (NCI) | 01XBE | |
| Turckey red blod cells | Biolink Inc | Store at 4°C | |
| Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM) | Corning Cellgro | 15-013-CV | Store at 4°C |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Seradigm | 1500-050 | Store at -20°C |
| Penicillin/Streptomycin/L-Glutamine (PSG) 100X | Corning | 30-009-CI | Store at -20°C |
| Penicillin/Streptomycin (PS) 100X | Corning | 30-00-CI | Store at -20°C |
| Bovin Albumin solution (BA) | Sigma-Aldrich | A7409 | Store at 4°C |
| Bovin Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A9647 | Store at 4°C |
| Tosylsulfonyl phenylalanyl chloromethyl ketone (TPCK)-treated trypsin | Sigma-Aldrich | T8802 | Store at -20°C |
| Neutral Buffered Formalin 10% | EMD | 65346-85 | Store at RT |
| Triton X-100 | J.T.Baker | X198-07 | Store at RT |
| Monoclonal Antibody anti-NP Influenza A Virus HB-65 | ATTC | H16-L10-4R5 | Store at -20°C |
| Polyclonal rabbit anti-mouse immunoglobulins/FITC | Dako | F0261 | Store at 4°C |
| ECL Anti-mouse IgG, Horseradish Peroxidase linked whole antibody | GE Healthcare | LNA931V/AG | Store at 4°C |
| TMB substrate set | BioLegend | 421101 | Store at 4°C |
| Vmax Kinetic plate reader | Molecular Devices | ||
| Dounce Tissue Grinders | Thomas Scientific | 7722-7 | |
| Receptor destroying enzyme, RDE (II) | Denka Seiken Co. | 370013 | Store at -20°C |
| Crystal Violet | Fisher Scienctific | C581-100 | Store at RT |
| 96-well Cell Culture Plate | Greiner Bio-one | 655-180 | |
| Cell Culture dishes 100mm | Greiner Bio-one | 664-160 | |
| Nunc MicroWell 96-Well Microplates | Thermo Fisher Scienctific | 269620 | |
| Nunc 96-Well Polystyrene Conical Bottom MicroWell Plates | Thermo Fisher Scienctific | 249570 | |
| Puralub Vet Ointment | Dechra | 9N-76855 | |
| Fluorescent microscope | Olympus | Olympus IX81 |
Referencias
- Girard, M. P., Cherian, T., Pervikov, Y., Kieny, M. P. A review of vaccine research and development: human acute respiratory infections. Vaccine. 23 (50), 5708-5724 (2005).
- Arnold, S., Monto, M. D. Epidemiology and Virology of Influenza Illness. Am J Manag Care. 6, 255-264 (2000).
- Palese, P., Shaw, M. L., Knipe, D. M., Howley, P. M., Griffin, D. E., Lamb, R. A., Martin, M. A. Orthomyxoviridae: The Viruses and Their Replication. Fields Virology. , (2007).
- Li, K. S., et al. Genesis of a highly pathogenic and potentially pandemic H5N1 influenza virus in eastern Asia. Nature. 430 (6996), 209-213 (2004).
- Nogales, A., Martinez-Sobrido, L. Reverse Genetics Approaches for the Development of Influenza Vaccines. Int J Mol Sci. 18 (20), (2017).
- Kunisaki, K. M., Janoff, E. N. Influenza in immunosuppressed populations: a review of infection frequency, morbidity, mortality, and vaccine responses. Lancet Infect Dis. 9 (8), 493-504 (2009).
- Belshe, R. B. Live attenuated versus inactivated influenza vaccine in infants and young children. N Engl J Med. 356 (7), 685-696 (2007).
- Cox, A., Baker, S. F., Nogales, A., Martinez-Sobrido, L., Dewhurst, S. Development of a mouse-adapted live attenuated influenza virus that permits in vivo analysis of enhancements to the safety of live attenuated influenza virus vaccine. J Virol. 89 (6), 3421-3426 (2015).
- Nogales, A., et al. Influenza A Virus Attenuation by Codon Deoptimization of the NS Gene for Vaccine Development. J Virol. 88 (18), 10525-10540 (2014).
- Nogales, A., DeDiego, M. L., Topham, D. J., Martinez-Sobrido, L. Rearrangement of Influenza Virus Spliced Segments for the Development of Live-Attenuated Vaccines. J Virol. 90 (14), 6291-6302 (2016).
- Nogales, A., Huang, K., Chauché, C., DeDiego, M. L., Murcia, P. R., Parrish, C. R., Martínez-Sobrido, L. Canine influenza viruses with modified NS1 proteins for the development of live-attenuated vaccines. Virology. 500 (2017), 1-10 (2016).
- Garcia-Sastre, A., et al. Influenza A virus lacking the NS1 gene replicates in interferon-deficient systems. Virology. 252 (2), 324-330 (1998).
- Lowen, A. C. Blocking interhost transmission of influenza virus by vaccination in the guinea pig model. J Virol. 83 (7), 2803-2818 (2009).
- Mubareka, S. Transmission of influenza virus via aerosols and fomites in the guinea pig model. J Infect Dis. 199 (6), 858-865 (2009).
- Nogales, A., Baker, S. F., Martinez-Sobrido, L. Replication-competent influenza A viruses expressing a red fluorescent protein. Virology. 476C, 206-216 (2014).
- Margine, I., Krammer, F. Animal Models for Influenza Viruses: Implications for Universal Vaccine Development. Pathogens. 3 (4), 845-874 (2014).
- Bouvier, N., Lowen, A. C. Animal Models for Influenza Virus Pathogenesis and Transmission. Viruses. 2 (8), 1530-1563 (2010).
- Pica, N., Iyer, A., Ramos, I., Bouvier, N. M., Fernandez-Sesma, A., García-Sastre, A., Lowen, A. C., Palese, P., Steel, J. The DBA.2 mouse is susceptible to disease following infection with a broad, but limited, range of influenza A and B viruses. J Virol. 85 (23), 12825-12829 (2011).
- Watanabe, H., Numata, K., Ito, T., Takagi, K., Matsukawa, A. Innate immune response in Th1- and Th2-dominant mouse strains. Shock. 22 (5), 460-466 (2004).
- Srivastava, B., Blazejewska, P., Hessmann, M., Bruder, D., Geffers, R., Mauel, S., Gruber, A. D., Schughart, K. Host genetic background strongly influences the response to influenza a virus infections. PLoS One. 4 (3), e4857 (2009).
- Lowen, A. C., Bouvier, N. M., Steel, J. Transmission in the Guinea Pig Model. Curr Top Microbiol Immunol. 385, 157-183 (2014).
- Schickli, J. H. Plasmid-only rescue of influenza A virus vaccine candidates. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 356 (1416), 1965-1973 (2001).
- Martinez-Sobrido, L., Garcia-Sastre, A. Generation of recombinant influenza virus from plasmid DNA. J Vis Exp. (42), (2010).
- National Research Council (U.S.) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals., Institute for Laboratory Animal Research (U.S.). . Guide for the care and use of laboratory animals. , (2011).
- Reed, L. J., Muench, H. A simple method of estimating fifty percent endpoints. The American Journal of Hygiene. 27 (3), 493-497 (1938).
- Golde, W. T., Gollobin, P., Rodriguez, L. L. A rapid, simple, and humane method for submandibular bleeding of mice using a lancet. Lab Animal. 34 (9), 39-43 (2005).
- Nogales, A. A temperature sensitive live-attenuated canine influenza virus H3N8 vaccine. J Virol. , (2016).
- Eisfeld, A. J., Neumann, G., Kawaoka, Y. Influenza A virus isolation, culture and identification. Nat Protoc. 9 (11), 2663-2681 (2014).
- Guo, H., Baker, S. F., Martinez-Sobrido, L., Topham, D. J. Induction of CD8 T cell heterologous protection by a single dose of single-cycle infectious influenza virus. J Virol. 88, 12006-12016 (2014).
- He, W., Mullarkey, C. E., Miller, M. S. Measuring the neutralization potency of influenza A virus hemagglutinin stalk/stem-binding antibodies in polyclonal preparations by microneutralization assay. Methods. , (2015).
- Gulati, U. Antibody epitopes on the neuraminidase of a recent H3N2 influenza virus (A/Memphis/31/98). J Virol. 76 (23), 12274-12280 (2002).
- Beare, A. S., Webster, R. G. Replication of avian influenza viruses in humans. Arch Virol. 119, 37-42 (1991).
- Rowe, T. Detection of antibody to avian influenza A (H5N1) virus in human serum by using a combination of serologic assays. J Clin Microbiol. 37 (4), 937-943 (1999).
- Stephenson, I., Wood, J. M., Nicholson, K. G., Zambon, M. C. Sialic acid receptor specificity on erythrocytes affects detection of antibody to avian influenza haemagglutinin. J Med Virol. 70 (3), 391-398 (2003).
