Summary

L'impianto e la registrazione di Wireless Elettroretinogramma e potenziale visivo evocato ratto conscio

Published: June 29, 2016
doi:

Summary

Mostriamo le procedure di impianto e di registrazione chirurgiche per misurare i segnali elettrofisiologici visivi dall'occhio (elettroretinogramma) e il cervello (visivo potenziale evocato) nei ratti coscienti, che è più simile alla condizione umana in cui le registrazioni sono effettuate senza anestesia confonde.

Abstract

L'elettroretinogramma pieno campo (ERG) e potenziali evocati visivi (PEV) sono strumenti utili per valutare retina e l'integrità via visiva sia in ambito clinico e di laboratorio. Attualmente, le misure ERG e PEV preclinici sono eseguiti con l'anestesia per garantire posizionamento degli elettrodi stabili. Tuttavia, la presenza di anestesia ha dimostrato di contaminare le normali risposte fisiologiche. Per superare questi confonde anestesia, sviluppiamo una nuova piattaforma per saggiare ERG e PEV nei ratti coscienti. Gli elettrodi sono impiantati chirurgicamente sotto-conjunctivally sull'occhio per saggiare la ERG e epidurale sopra la corteccia visiva per misurare il VEP. Una gamma di ampiezza e di sensibilità / parametri di temporizzazione sono analizzati sia per la ERG e PEV ad aumentare le energie luminose. I segnali ERG e PEV sono dimostrato di essere stabile e ripetibile per almeno 4 settimane impiantazione post-chirurgico. Questa capacità di registrare i segnali ERG e PEV senza anestesia confonde nelle s precliniciEtting dovrebbe fornire la traduzione superiore ai dati clinici.

Introduction

L'ERG e VEP sono minimamente invasiva de strumenti vivo per valutare l'integrità delle vie della retina e visivi, rispettivamente, sia in laboratorio e clinica. Il tutto campo ERG produce una forma d'onda caratteristica che può essere suddiviso in diverse componenti, con ogni elemento che rappresentano diverse classi di cellule del 1,2 percorso della retina. Il classico pieno campo ERG forma d'onda consiste di una pendenza iniziale negativo (a onda), che ha dimostrato di rappresentare fotorecettori attività post esposizione alla luce 2-4. L'a-onda è seguita da una sostanziale forma d'onda positiva (b-wave), che riflette l'attività elettrica di retina centrale, prevalentemente le cellule ON-bipolari 5-7. Inoltre, si può variare l'energia luminosa e inter-stimolo-intervallo per isolare cono dalle risposte asta 8.

Il flash VEP rappresenta potenziali elettrici del tronco della corteccia cerebrale e visiva in risposta alla stimolazione della retina luce9,10. Questa forma d'onda può essere suddiviso in componenti precoce e tardiva, con la componente precoce che riflette l'attività dei neuroni della via retino-genicolo-striata 11-13 e alla fine del componente che rappresenta l'elaborazione corticale esibito in varie lamine V1 nei ratti 11,13. Pertanto la misurazione simultanea del ERG e PEV ritorna valutazione globale delle strutture coinvolte nel percorso visivo.

Attualmente, al fine di registrare elettrofisiologia negli animali, anestesia viene impiegato per consentire il posizionamento stabile di elettrodi. Ci sono stati tentativi di misurare ERG e PEV nei ratti coscienti 14-16 ma questi studi impiegata una configurazione cablata, che può essere ingombrante e può portare a stress degli animali, limitando il movimento degli animali e il comportamento naturale 17. Con i recenti progressi nella tecnologia wireless, tra cui una maggiore miniaturizzazione e la durata della batteria, è ora possibile implementare un approccio telemetria per ERG und registrazione VEP, diminuendo lo stress associato con le registrazioni cablate e migliorare la redditività a lungo termine. Implantologia stabili completamente interiorizzato di sonde di telemetria hanno dimostrato di essere efficace per il monitoraggio cronico della temperatura, la pressione del sangue 18, l'attività 19 così come elettroencefalografia 20. Tali progressi nella tecnologia sarà anche aiutare con ripetibilità e stabilità delle registrazioni coscienti, aumentando l'utilità della piattaforma per gli studi cronici.

Protocol

Etica dichiarazione: Gli esperimenti sugli animali sono stati condotti in conformità con il Codice australiano per la cura e l'uso di animali a scopi scientifici (2013). approvazione etica animale è stato ottenuto dal Comitato Etico degli animali, Università di Melbourne. I materiali sono qui per esperimenti di laboratorio solo, e non destinati ad uso medico o veterinario. 1. Gli elettrodi Preparazione Nota: Un trasmettitore a tre canali è usato per l'impianto chirurgico che co…

Representative Results

La risposta fotorecettore viene analizzato montando una gaussiana ritardata al bordo anteriore del tratto discendente iniziale della risposta ERG gli ultimi 2 energie luminose (1,20, 1,52 log CSM -2) per ciascun animale, in base al modello di agnello e Pugh 22, formulato da Hood e Birch 23. Questa formula restituisce una ampiezza ed un parametro di sensibilità, (Figura 1C e 1D, rispettivamente). Una funzione iperbolica f…

Discussion

A causa della natura mini-invasiva di elettrofisiologia visiva, ERG e PEV registrazioni in pazienti umani sono condotte in condizioni coscienti e richiedono solo l'uso di anestetici topici per il posizionamento degli elettrodi. Al contrario, elettrofisiologia visiva nei modelli animali è convenzionalmente condotto in anestesia generale per consentire il posizionamento degli elettrodi stabile, eliminando gli occhi del corpo e movimenti volontari. Tuttavia, anestetici generali comunemente utilizzati alterano le rispo…

Divulgaciones

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

JC would like to acknowledge the David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne for financial support in writing this manuscript. Funding for this project was provided by an ARC Linkage grant 100200129 (BVB, AJV, CTON).

Materials

Bioamplifier ADInstruments ML 135 Amplifies ERG and VEP signals
Carboxymethylcellulose sodium 1.0% Allergan CAS 0009000-11-7 Maintain corneal hydration during surgery
Carprofen 0.5% Pfizer Animal Health Group CAS 53716-49-7 Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment
Chlorhexadine 0.5% Orion Laboratories 27411, 80085 Disinfection of surgical instrument
Cyanoacrylate gel activator RS components 473-439 Quickly dries cyanoacrylate gel
Cyanocrylate gel  RS components 473-423 Fix stainless screws to skull
Dental burr Storz Instruments, Bausch and Lomb E0824A Miniature drill head of ~0.7mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws
Drill Bosch Dremel 300 series Automatic drill for trepanning
Enrofloxin Troy Laboratories Prophylactic antibiotic post surgey
Ganzfeld integrating sphere Photometric Solutions International Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size
Gauze swabs Multigate Medical Products Pty Ltd 57-100B Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery
Isoflurane 99.9% Abbott Australasia Pty Ltd CAS 26675-46-7 Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery
Kenacomb ointment Aspen Pharma Pty Ltd To reduce skin irritation and itching after surgery
Luxeon LEDs Phillips Lighting Co. For light stimulation, twenty 5 watt and one 1 watt LEDs, controlled by Scope software
Needle (macrosurgery) World Precision Instruments 501959 for suturing abdominal and head surgery, used with 3-0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15mm
Needle holder (macrosurgery) World Precision Instruments 500224 To hold needle during abdominal and head surgery
Needle holder (microsurgery) World Precision Instruments 555419NT To hold needle during ocular surgery
Optiva catheter Smiths Medical International LTD 16 or 21 G Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva
Povidone iodine 10% Sanofi-Aventis CAS 25655-41-8 Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 mL
Powerlab data acquisition system ADInstruments ML 785 Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter
Proxymetacaine 0.5% Alcon Laboratories  CAS 5875-06-9 Topical ocular analgesia
Restrainer cutom made Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. 
Scapel blade R.G. Medical Supplies SNSM0206 For surgical incision
Scissors (macrosurgery) World Precision Instruments 501225 for cutting tissue on the abodmen and forhead
Scissors (microsurgery) World Precision Instruments 501232 To dissect the conjunctiva for electrode attachment
Scope Software ADInstruments version 3.7.6 Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data
Shaver Oster Golden A5 Shave fur from surgical areas
Stainless streel screws  MicroFasteners L001.003CS304 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length 
Stereotaxic frame David Kopf Model 900 A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull
Surgical drape Vital Medical Supplies GM29-612EE Ensure sterile enviornment during surgery
Suture (macrosurgery) Ninbo medical needles 3-0 for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60cm
Suture needle (microsurgery) Ninbo medical needles 8-0 or 9-0 for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1×5, 30cm
Telemetry data converter  DataSciences International R08 allows telemetry signal to interface with data collection software
Telemetry Data Exchange Matrix DataSciences International Gathers data from transmitters, pair with receiver
Telemetry data receiver DataSciences International RPC-1 Receives telemetry data from transmitter
Telemetry transmitter DataSciences International F50-EEE 3 channel telemetry transmitter
Tropicamide 0.5% Alcon Laboratories  Iris dilation
Tweezers (macrosurgery) World Precision Instruments 500092 Manipulate tissues during abdominal and head surgery
Tweezers (microsurgery) World Precision Instruments 500342 Manipulate tissues during ocular surgery

Referencias

  1. Frishman, L. J. . Origins of the Electroretinogram. , (2006).
  2. Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
  3. Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
  4. Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
  5. Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
  6. Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
  7. Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  10. Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
  11. Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
  12. Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
  13. Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
  14. Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
  15. Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
  16. Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
  17. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  18. Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
  19. Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
  20. Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
  21. He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
  22. Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
  23. Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
  24. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172 (2013).
  25. Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
  26. Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
  27. Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
  28. Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W., Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. Xylazine-induced pulmonary edema in rats. Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).
  29. Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).

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Charng, J., He, Z., Bui, B., Vingrys, A., Ivarsson, M., Fish, R., Gurrell, R., Nguyen, C. Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats. J. Vis. Exp. (112), e54160, doi:10.3791/54160 (2016).

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