Summary

Острый мышь мозга нарезки для расследования спонтанной деятельности гиппокампа сети

Published: August 28, 2020
doi:

Summary

Этот протокол описывает подготовку горизонтальных ломтиков гиппокампа-энториналальной коры (HEC) от мышей, проявляли спонтанную резковолную рябь. Фрагменты инкубируются в упрощенном интерфейсе удерживающей камеры, а записи выполняются в условиях погружения с быстротекущей искусственной спинномозговой жидкостью для содействия оксигенации тканей и спонтанному появлению сетевой активности.

Abstract

Острая нарезка мозга грызунов предлагает методический экспериментальный подход, чтобы получить представление об организации и функции нейронных цепей с одноклеточным разрешением с использованием электрофизиологии, микроскопии и фармакологии. Тем не менее, одним из основных соображений при разработке экспериментов in vitro является степень, в которой различные препараты ломтика повторить натуралистические модели нейронной активности, как наблюдается in vivo. В нетронутом мозге гиппокампа сеть генерирует высоко синхронизированную активность популяции, отражающую поведенческое состояние животного, о чем свидетельствуют острые волновые волновые рябь комплексов (SWRs), которые происходят во время бодрствования потребления состояний или не-REM сна. SWRs и другие формы сетевой деятельности могут возникать спонтанно в изолированных ломтиках гиппокампа при соответствующих условиях. Для того, чтобы применить мощный набор инструментов ломтик мозга для исследования активности гиппокампа сети, необходимо использовать подход, который оптимизирует здоровье тканей и сохранение функциональной связи в сети гиппокампа. Мыши транскардиально пронизаны холодной сахарозой на основе искусственной спинномозговой жидкости. Горизонтальные ломтики, содержащие гиппокамп, разрезаются толщиной 450 мкм для сохранения синаптической связи. Фрагменты восстанавливаются в камере в стиле интерфейса и передаются в погруженную камеру для записи. Камера записи предназначена для двойного поверхностного суперфузии искусственной спинномозговой жидкости с высокой скоростью потока для улучшения оксигенации ломтика. Этот протокол дает здоровую ткань, подходящую для исследования сложной и спонтанной сетевой активности in vitro.

Introduction

Электрофизиологические измерения из живых ломтиков гиппокампа in vitro является мощным экспериментальным подходом с многочисленными преимуществами. Экспериментатор может использовать микроскоп, микроманипуляторы и систему записи для непосредственной визуализации и сбора измерений от отдельных нейронов в ткани. Ткань ломтики также очень доступны для фотостимуляции или доставки препарата для оптогенетических, химиогенетических или фармакологических экспериментов.

Гиппокампная сеть генерирует высокосинхронизациозную активность популяции in vivo,видимую как колебания в внеклеточном локальном полевомпотенциале 1,2,3,4,5. Методы среза мозга были использованы, чтобы получить представление о клеточных и цепных механизмов, лежащих в основе этих колебаний нейрональной сети. Основопокоительная работа Майера и др. показала, что острые волнообразные комплексы (SWRs) могут возникать спонтанно в ломтиках брюшногогиппокампа 6,7. Последующие исследования от нескольких исследователей постепенно разъяснили многие аспекты SWRs, в том числе роль нейромодуляторов в регулировании сетевого состояниягиппокампа 8,9,10 исинаптических механизмов, которые управляют в пробирке реактивации нейрональных ансамблей ранее активны во время поведения in vivo11. Эксперименты с ломтиками мозга также предоставили представление о колебаниях гамма-диапазона (30-100 Гц), отчетливом состоянии сети гиппокампа, которое, как полагают, поддерживает кодированиепамяти и напоминает 12,13. Наконец, признавая центральную роль гиппокампа и связанных с ним структур в патофизиологии эпилепсиивисочной доли 14,15, исследователи использовали гиппокампа ломтик препаратов для исследования поколения и распространения эпилептиформной активности. Картер и др. продемонстрировали, что комбинированные ломтики гиппокампа-энторинной коры, приготовленные из хронически эпилептических животных, могут спонтанно генерировать эпилептические выделения в пробирке16. Впоследствии, Карлокай и др. исследовали механизмы, лежащие в основе эпилептиформных разрядов в ломтиках гиппокампа с помощью модифицированной искусственной спинномозговой жидкости (ACSF) с измененными концентрациями ионов (снижение Mg2 или повышенныйK ) или добавленных препаратов (4AP илигабазин) 17.

Исследователи разработали многочисленные подходы гиппокампа ломтик, которые отличаются в ключевых отношениях: (1) области гиппокампа, содержащиеся в ломтик (спинной, промежуточный, или брюшной); (2) наличие или отсутствие экстрагиппокампальных тканей, таких как энторинальная кора; (3) ориентация, используемая для разреза срезов (корональный, sagittal, горизонтальный или косой); и (4) условия, при которых ткань поддерживается после нарезки (полностью погружена в ACSF или проводится на стыке ACSF и увлажненной, богатой карбогеном воздуха).

Выбор подхода к использованию нарезки должен определяться экспериментальной целью. Например, поперечные или корональные ломтики спинного гиппокампа, поддерживаемые в затопленных условиях, были использованы очень эффективно для исследования внутригиппокампальной схемы исинаптической пластичности 18,19,20. Тем не менее, такие препараты не спонтанно генерировать сетевые колебания так же легко, как ломтики из брюшногогиппокампа 21,22,23. Хотя состояние постоянной активности SWR может быть вызвано тетаной стимуляции поперечных ломтиков из спинного и брюшногогиппокампа 24, спонтанные SWRs более легко наблюдается в брюшнойломтиками 7,25.

Врожденное физиологическое и анатомическое различие между спинным и желудочковым гиппокампом подтверждается исследованиями, проведенными как in vivo, так и in vitro26. Записи у крыс показали сильно когерентные ритмы темы по всей спинной и промежуточный гиппокамп, но плохая согласованность между брюшной области и остальной частигиппокампа 27. SWRs in vivo легко размножаются между спинным и промежуточным гиппокампом, в то время как SWRs, которые происходят в брюшном гиппокампе, частоостаются местными 28. Асциальные проекции, происходящие из пирамидальных нейронов CA3, которые находятся в спинном и промежуточном гиппокампе, проецируют большие расстояния вдоль продольной оси гиппокампа. Прогнозы CA3, происходящие из вентальных регионов, остаются относительно локальными, и, таким образом, менее вероятно, будут разорваныв процессе нарезки 29,30. Таким образом, вентальные ломтики могут лучше сохранить повторяющуюся сеть, необходимую для создания синхронности популяций. Склонность желудочков к генерации спонтанной сетевой активности в пробирке может также отражать более высокую внутреннюю возбудимость пирамидальных нейронов или более слабое ГАМК ингибирование в брюшном гиппокампе по сравнению с более спиннымиобластями 31. Действительно, вентрал гиппокампа ломтики более восприимчивы к эпилептиформнойактивности 32,33. Так, во многихисследованиях спонтанных физиологических 8,9,11,24 или патологических16,34,35,36 сетевых колебаний традиционно использовался горизонтальный нарезной подход, иногда с небольшим углом в передне-затылочной направлении, что дает ломтики тканей параллельно поперечной плоскости брюшного гиппокампа.

Подключение к сети неизбежно влияет на процедуру нарезки, так как многие ячейки в срезе будут разорваны. Угол и толщина ломтика и ткани, сохраненные в препарате, следует учитывать для оптимизации подключения в схемах, представляющих интерес. Во многих исследованиях использовались горизонтальные комбинированные ломтики гиппокампа-энторинальной коры (HEC) для изучения взаимодействий между двумя структурами в контексте физиологических или патологических колебаний сети. Рот и др. выполнили двойные записи с под поля CA1 гиппокампа и слоя V медиальной энторинальной коры, чтобы продемонстрировать распространение активности SWR через срезHEC 37. Многие исследования эпилептиформной активности использовали препарат heC ломтикисследовать,как эпилептиформные разряды распространяются через кортикогиппокампальнойсети 16,35,36,38. Важно отметить, что сохранение нетронутой коркикогиппокампальной петли не является необходимым условием для спонтанных SWRs, эпилептиформных разрядов или гамма-колебаний; сетевые колебания могут быть сгенерированы в поперечных ломтиках спинного или брюшного гиппокампа без прикрепленных парагиппокампальныхтканей 21,22,23, 25,39,40,41. Более важным фактором для спонтанного поколения сетевых колебаний в гиппокампе ломтиками может быть толщина каждого ломтика, так как более толстый ломтик (400-550 мкм) сохранит больше подключения в повторяющейся сети CA2/CA321,22,25.

Хотя угловые горизонтальные ломтики HEC (вырезать с примерно 12 “угол в переднем затылочной направлении) были использованы для изучения функциональной связи кортикогиппокампальнойпетли 11,16,34,35,42, такие угловые препараты не требуются для спонтаннойсетевой активности 43,44,45. Тем не менее, использование угловой нарезки плоскости позволяет следователю выборочно сделать ломтики, которые лучше всего сохранить поперечно ориентированных ламеллы либо брюшной или промежуточный гиппокамп, в зависимости от того, вниз или вверх угол применяется (Рисунок 1). Этот подход концептуально похож на тот, который используется Papatheodoropoulos и др., 2002, который расчленил каждый гиппокамп бесплатно, а затем использовать ткани измельчитель для создания поперечных ломтиков вдоль всей спинно-вентральнойоси 21. В свете вышеупомянутых функциональных различий между брюшной и спинной-промежуточный гиппокамп, исследователи должны рассмотреть анатомическое происхождение ломтиков при разработке экспериментов или интерпретации результатов. Использование агар рампы во время процедуры нарезки является простым способом преимущественно производить ломтики либо из промежуточных или брюшной гиппокампа.

Гиппокампальные ломтики можно поддерживать либо в погруженной камере (с тканью, полностью погруженной в ACSF), либо в камере в стиле интерфейса (например, в камере Осло или Хааса, с ломтиками, покрытыми только тонкой пленкой струящихся средств массовой информации). Обслуживание интерфейса повышает оксигенацию тканей, что способствует выживанию нейронов и обеспечивает устойчивый высокий уровень межнейронной активности. Традиционно условия подводной записи используют более медленный уровень потока ACSF, который не обеспечивает адекватной оксигенации тканей для стабильного выражения колебаний сетевого уровня. В погруженных ломтиках гиппокампа карбахол-индуцированных гамма-колебанийнаблюдаются только переходно 46,47, в то время как они могут быть стабилико поддерживается винтерфейсе записи камер 10,48,49. Таким образом, многие исследования сложной спонтанной активности in vitro опирались на интерфейс записывающих камер для исследования резковолновыхволновых волновых комплексов 6,7,8,9,10,25,37,гамма-колебаний 10,13и эпилептиформнойактивности 16,38,45,47.

В камере записи в подводном стиле цель микроскопа погружения может быть использована для визуализации отдельных клеток и выборочной целевой здоровых клеток для записи. Подводный препарат также позволяет осуществлять тонкий контроль над клеточной средой, так как погружение способствует быстрому рассеиванию наркотиков или других соединений в ткани. Таким образом, модифицированная методология, при которой стабильные колебания сети поддерживаются в условиях погружения, представляет собой мощный экспериментальный подход. Этот подход является примером работы H’jos et al., в которой ломтики гиппокампа восстанавливаются в упрощенной камере холдинга в стиле интерфейса в течение нескольких часов перед передачей в модифицированную погруженную камеру записи с высокой скоростью потока ACSF (6 мл/мин) для повышения подачи кислородав ткани 12,48,49. В этих условиях в погруженной камере записи можно поддерживать высокий уровень межнейронической активности и стабильные спонтанные сетевые колебания. Этот модифицированный подход позволяет следователям выполнять визуально управляемые записи зажима цельноклеточного патча и характеризовать вклад морфологически идентифицированных типов клеток в гамма-колебания, вызванные карбахолом12. SWRs также может произойти спонтанно в погруженных ломтиков гиппокампа с быстрой скоростью потока ACSF11,48,49. Майер и др. продемонстрировали, что гиппокамп ломтики, которые восстановились в интерфейсной камере перед передачей в погруженную камеру записи надежно выставлены спонтанные SWRs, в то время как ломтики, которые восстановлены погружены в стакан перед передачей в погруженную камеру записи показали меньшие вызванные реакции поля, более низкие уровни спонтанных синаптических течений, и только очень редко выставлены спонтанные SWRs43. Schlingloff et al. использовали эту улучшенную методологию, чтобы продемонстрировать роль парвалбумин-экспрессинговых клеток корзины в генерации спонтанных SWRs44.

Следующий протокол представляет собой метод нарезки, с помощью которого спонтанно активные нейроны в горизонтальных ломтиках гиппокампа могут быть восстановлены в условиях интерфейса и впоследствии поддерживаться в погруженной камере записи, пригодной для фармакологических или оптогенетических манипуляций и визуально управляемых записей.

Protocol

Все методы, описанные здесь, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и использованию в Колумбийском университете (AC-AAAU9451). 1. Подготовка решений Подготовка раствора для резки сахарозы для нарезки, как описано в таблице 1.П?…

Representative Results

Здесь представлены репрезентативные записи из срезов HEC, подготовленные, как описано в этом протоколе. После восстановления в камере холдинга интерфейса(рисунок 1C),ломтики переносятся индивидуально в погруженную камеру записи(рисунок 2B). Камера записи ?…

Discussion

Есть несколько шагов в этом протоколе нарезки, направленных на содействие здоровью тканей и способствовать появлению спонтанной натуралистической сетевой активности: мышь транскардиально пронизана охлажденным раствором для резки сахарозы; ломтики горизонтально-энторинной коры (HEC) …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Автор хотел бы поблагодарить Стива Сигелбаума за поддержку. Финансирование осуществляется 5R01NS106983-02, а также 1 F31 NS113466-01.

Materials

3D printer Lulzbot LulzBot TAZ 6
Acute brain slice incubation holder NIH 3D Print Exchange 3DPX-001623 Designed by ChiaMing Lee, available at https://3dprint.nih.gov/discover/3dpx-001623
Adenosine 5′-triphosphate magnesium salt Sigma Aldrich A9187-500MG
Ag-Cl ground pellets Warner 64-1309, (E205)
agar Becton, Dickinson 214530-500g
ascorbic acid Alfa Aesar 36237
beaker (250 mL) Kimax 14000-250
beaker (400 mL) Kimax 14000-400
biocytin Sigma Aldrich B4261
blender Oster BRLY07-B00-NP0
Bonn scissors, small becton, Dickinson 14184-09
borosilicate glass capillaries with filament (O.D. 1.5 mm, I.D. 0.86 mm, length 10 cm) Sutter Instruments BF150-86-10HP Fire polished capillaries are preferable.
calcium chloride solution (1 M) G-Biosciences R040
camera Olympus OLY-150
compressed carbogen gas (95% oxygen / 5% carbon dioxide) Airgas X02OX95C2003102
compressed oxygen Airgas OX 200
constant voltage isolated stimulator Digitimer Ltd. DS2A-Mk.II
coverslips (22×50 mm) VWR 16004-314
cyanoacrylate adhesive Krazy Glue KG925 Ideally use the brush-on form for precision
data acquisition software Axograph N/A Any equivalent software (e.g. pClamp) would work.
Dell Precision T1500 Tower Workstation Desktop Dell N/A Catalog number will depend on specific computer – any computer will work as long as it can run electrophysiology acquisition software.
Digidata 1440A Molecular Devices 1-2950-0367
digital timer VWR 62344-641 4-channel Traceable timer
disposable absorbant pads VWR 56616-018
dissector scissors Fine Science Tools 14082-09
double-edge razor blades Personna BP9020
dual automatic temperature controller Warner Instrument Corporation TC-344B
dual-surface or laminar-flow optimized recording chamber N/A N/A The chamber presented in this protocol is custom made. A commercial equivalent would be the RC-27L from Warner Instruments.
equipment rack Automate Scientific FR-EQ70" A rack is not strictly necessary but useful for organizing electrophysiology
Ethylene glycol-bis(2-aminoethyiether)- N,N,N',N'-teetraacetic acid (EGTA) Sigma Aldrich 324626-25GM
filter paper Whatman 1004 070
fine scale Mettler Toledo XS204DR
Flaming/Brown micropipette puller Sutter Instruments P-97
glass petri dish (100 x 15 mm) Corning 3160-101
glucose Fisher Scientific D16-1
Guanosine 5′-triphosphate sodium salt hydrate Sigma Aldrich G8877-250MG
ice buckets Sigma Aldrich BAM168072002-1EA
isoflurane vaporizer General Anesthetic Services Tec 3
lab tape Fisher Scientific 15-901-10R
lens paper Fisher Scientific 11-996
light source Olympus TH4-100
magnesium chloride solution (1 M) Quality Biological 351-033-721EA
magnetic stir bars Fisher Scientific 14-513-56 Catalog number will be dependent on the size of the stir bar.
micromanipulator Luigs & Neumann SM-5
micromanipulator (manual) Scientifica LBM-2000-00
microscope Olympus BX51WI
microspatula Fine Science Tools 10089-11
monitor Dell 2007FPb
MultiClamp 700B Microelectrode Amplifier Molecular Devices MULTICLAMP 700B The MultiClamp 700B should include headstages, pipette holders, and a model cell.
N-(2-Hydroxyethyl)piperazine-N′-(2-ethanesulfonic acid), (HEPES) Sigma Aldrich H3375-25G
needle (20 gauge, 1.5 in length) Becton, Dickinson 305176
nylon filament YLI Wonder Invisible Thread 212-15-004 size 0.004. This cat. # is from Amazon.com
nylon mesh Warner Instruments Corporation 64-0198
perstaltic pump Harvard Apparatus 70-2027
Phosphocreatine di(tris) salt Sigma Aldrich P1937-1G
pipette holders Molecular Devices 1-HL-U
platinum wire World Precision PT0203
polylactic acid (PLA) filament Ultimaker RAL 9010
potassium chloride Sigma Aldrich P3911-500G
potassium gluconate Sigma Aldrich 1550001-200MG
potassium hydroxide Sigma Aldrich 60377-1KG
razor blades VWR 55411-050
roller clamp World Precision Instruments 14041
scale Mettler Toledo PM2000
scalpel handle Fine Science Tools 10004-13
slice harp Warner SHD-26GH/2
sodium bicarbonate Fisher Chemical S233-500
sodium chloride Sigma Aldrich S9888-1KG
sodium phosphate monobasic anhydrous Fisher Chemical S369-500
sodium pyruvate Fisher Chemical BP356-100
spatula VWR 82027-520
spatula/spoon, large VWR 470149-442
sterile scalpel blades Feather 72044-10
stirrer / hot plate Corning 6795-220
stopcock valves, 1-way World Precision Instruments 14054
stopcock valves, 3-way World Precision Instruments 14036
sucrose Acros Organics AC177142500
support for swivel clamps Fisher Scientific 14-679Q
surgical scissors, sharp/blunt Fine Science Tools 14001-12
syringe (1 mL) Becton, Dickinson 309659
syringe (60 mL with Luer-Lok tip) Becton, Dickinson 309653
three-pronged clamp Fisher Scientific 05-769-8Q
tissue forceps, large Fine Science Tools 11021-15
tissue forceps, small Fine Science Tools 11023-10
transfer pipettes Fisher Scientific 13-711-7M
tubing Tygon E-3603 ID 1/16 inch, OD 3/16 inch
tubing Tygon R-3603 ID 1/8 inch, OD 1/4 inch
vacuum grease Dow Corning 14-635-5D
vibrating blade microtome Leica VT 1200S
vibration-dampening table with faraday cage Micro-G / TMC-ametek 2536-516-4-30PE
volumetric flask (1 L) Kimax KIM-28014-1000
volumetric flask (2 L) PYREX 65640-2000
warm water bath VWR 1209
 

Referenzen

  1. Buzsáki, G., Lai-Wo, S., Vanderwolf, C. H. Cellular bases of hippocampal EEG in the behaving rat. Brain Research Reviews. 6, 139-171 (1983).
  2. Buzsáki, G. Hippocampal sharp waves: Their origin and significance. Brain Research. 398, 242-253 (1986).
  3. Buzsáki, G., Horváth, Z., Urioste, R., Hetke, J., Wise, K. High-frequency network oscillation in the hippocampus. Science. 256, 1025-1027 (1992).
  4. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents — EEG, ECoG, LFP and spikes. Nature Reviews Neuroscience. 13, 407-420 (2012).
  5. Buzsáki, G. Hippocampal sharp wave-ripple: A cognitive biomarker for episodic memory and planning. Hippocampus. 25, 1073 (2015).
  6. Maier, N., et al. Reduction of high-frequency network oscillations (ripples) and pathological network discharges in hippocampal slices from connexin 36-deficient mice. Journal of Physiology. 541, 521-528 (2002).
  7. Maier, N., Nimmrich, V., Draguhn, A. Cellular and network mechanisms underlying spontaneous sharp wave-ripple complexes in mouse hippocampal slices. Journal of Physiology. 550, 873-887 (2003).
  8. ul Haq, R., et al. Adrenergic modulation of sharp wave-ripple activity in rat hippocampal slices. Hippocampus. 22, 516-533 (2012).
  9. ul Haq, R., et al. Serotonin dependent masking of hippocampal sharp wave ripples. Neuropharmacology. 101, 188-203 (2016).
  10. Maier, P., Kaiser, M. E., Grinevich, V., Draguhn, A., Both, M. Differential effects of oxytocin on mouse hippocampal oscillations in vitro. European Journal of Neuroscience. 44, 2885-2898 (2016).
  11. Mizunuma, M., et al. Unbalanced excitability underlies offline reactivation of behaviorally activated neurons. Nature Neuroscience. 17, 503-505 (2014).
  12. Hájos, N., et al. Spike timing of distinct types of GABAergic interneuron during hippocampal gamma oscillations in vitro. Journal of Neuroscience. 24, 9127-9137 (2004).
  13. Geschwill, P., et al. Synchronicity of excitatory inputs drives hippocampal networks to distinct oscillatory patterns. Hippocampus. , (2020).
  14. Rutecki, P. A., Grossmann, R. G., Armstrong, D., Irish-Loewen, S. Electrophysiological connections between the hippocampus and entorhinal cortex in patients with complex partial seizures. Journal of Neurosurgery. 70, 667-675 (1989).
  15. Lothman, E. W., Bertram, E. H., Stringer, J. L. Functional anatomy of hippocampal seizures. Progress in Neurobiology. 37, 1-82 (1991).
  16. Carter, D. S., Deshpande, L. S., Rafiq, A., Sombati, S., Delorenzo, R. J. Characterization of spontaneous recurrent epileptiform discharges in hippocampal – cortical slices prepared from chronic epileptic animals. Seizure: European Journal of Epilepsy. 20, 218-224 (2011).
  17. Karlócai, M. R., et al. Physiological sharp wave-ripples and interictal events in vitro: What’s the difference. Brain. 137, 463-485 (2014).
  18. Leroy, F., et al. Input-timing-dependent plasticity in the hippocampal CA2 region and its potential role in social memory. Neuron. 95, 1089-1102 (2017).
  19. Sun, Q., et al. Proximodistal heterogeneity of hippocampal CA3 pyramidal neuron intrinsic properties, connectivity, and reactivation during memory recall. Neuron. 95, 656-672 (2017).
  20. Masurkar, A. V., et al. Medial and lateral entorhinal cortex differentially excite deep versus superficial CA1 pyramidal neurons. Cell Reports. 18, 1-13 (2017).
  21. Papatheodoropoulos, C., Kostopoulos, G. Spontaneous, low frequency (∼2-3 Hz) field activity generated in rat ventral hippocampal slices perfused with normal medium. Brain Research Bulletin. 57, 187-193 (2002).
  22. Papatheodoropoulos, C., Kostopoulos, G. Spontaneous GABAA-dependent synchronous periodic activity in adult rat ventral hippocampal slices. Neuroscience Letters. 319, 17-20 (2002).
  23. Kubota, D., Colgin, L. L., Casale, M., Brucher, F. A., Lynch, G. Endogenous waves in hippocampal slices. Journal of Neurophysiology. 89, 81-89 (2003).
  24. Behrens, C. J., Van Den Boom, L. P., De Hoz, L., Friedman, A., Heinemann, U. Induction of sharp wave – complexes in vitro and reorganization of hippocampal networks. Nature Neuroscience. 8, 1560-1567 (2005).
  25. Kouvaros, S., Papatheodoropoulos, C. Prominent differences in sharp waves, ripples and complex spike bursts between the dorsal and the ventral rat hippocampus. Neurowissenschaften. 352, 131-143 (2017).
  26. Strange, B. A., Witter, M. P., Lein, E. S., Moser, E. I. Functional organization of the hippocampal longitudinal axis. Nature Reviews Neuroscience. 15, 655-669 (2014).
  27. Patel, J., Fujisawa, S., Berényi, A., Royer, S., Buzsáki, G. Traveling Theta Waves along the Entire Septotemporal Axis of the Hippocampus. Neuron. 75, 410-417 (2012).
  28. Patel, J., Schomburg, E. W., Berényi, A., Fujisawa, S., Buzsáki, G. Local generation and propagation of ripples along the septotemporal axis of the hippocampus. Journal of Neuroscience. 33, 17029-17041 (2013).
  29. Fricke, R., Cowan, W. M. An autoradiographic study of the commissural and ipsilateral hippocampo-dentate projections in the adult rat. Journal of Comparative Neurology. 181, 253-269 (1978).
  30. Ishizuka, N. O. R., Weber, J., Amaral, D. G. Organization of intrahippocampal projections originating from CA3 pyramidal cells in the rat. The Journal of Comparative Neurology. 623, 580-623 (1990).
  31. Papatheodoropoulos, C. Electrophysiological evidence for long-axis intrinsic diversification of the hippocampus. Frontiers in Bioscience – Landmark. 23, 109-145 (2018).
  32. Gilbert, M., Racine, R. J., Smith, G. K. Epileptiform burst responses in ventral vs dorsal hippocampal slices. Brain Research. 361, 389-391 (1985).
  33. Papatheodoropoulos, C., Moschovos, C., Kostopoulos, G. Greater contribution of N-methyl-D-aspartic acid receptors in ventral compared to dorsal hippocampal slices in the expression and long-term maintenance of epileptiform activity. Neurowissenschaften. 135, 765-779 (2005).
  34. Jones, R. S. G., Heinemann, U. Synaptic and intrinsic responses of medial entorhinal cortical cells in normal and magnesium-free medium in vitro. Journal of Neurophysiology. 59, (1988).
  35. Rafiq, A., Delorenzo, R. J., Coulter, D. A. Generation and propagation of epileptiform discharges in a combined entorhinal cortex / hippocampal slice. Journal of Neurophysiology. 70, 1962-1974 (1993).
  36. Stoop, R., Pralong, E. Functional connections and epileptic spread between hippocampus, entorhinal cortex and amygdala in a modified horizontal slice preparation of the rat brain. European Journal of Neuroscience. 12, 3651-3663 (2000).
  37. Roth, F. C., Beyer, K. M., Both, M., Draguhn, A., Egorov, A. V. Downstream effects of hippocampal sharp wave ripple oscillations on medial entorhinal cortex layer V neurons in vitro. Hippocampus. 26, 1493-1508 (2016).
  38. Bertsche, A., Bruehl, C., Pietz, J., Draguhn, A. Region- and pattern-specific effects of glutamate uptake blockers on epileptiform activity in rat brain slices. Epilepsy Research. 88, 118-126 (2010).
  39. Wu, C., Shen, H., Luk, W. P., Zhang, L. A fundamental oscillatory state of isolated rodent hippocampus. Journal of Physiology. 540, 509-527 (2002).
  40. Colgin, L. L., Jia, Y., Sabatier, J. M., Lynch, G. Blockade of NMDA receptors enhances spontaneous sharp waves in rat hippocampal slices. Neuroscience Letters. 385, 46-51 (2005).
  41. Ellender, T. J., Nissen, W., Colgin, L. L., Mann, E. O., Paulsen, O. Priming of hippocampal population bursts by individual perisomatic-targeting interneurons. The Journal of Neuroscience. 30, 5979-5991 (2010).
  42. Xiong, G., Metheny, H., Johnson, B. N., Cohen, A. S. A. Comparison of different slicing planes in preservation of major hippocampal pathway fibers in the mouse. Frontiers in Neuroanatomy. 11, 1-17 (2017).
  43. Maier, N., Morris, G., Johenning, F. W., Schmitz, D. An approach for reliably investigating hippocampal sharp wave-ripples in vitro. PLoS One. 4, 6925 (2009).
  44. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. Journal of Neuroscience. 34, 11385-11398 (2014).
  45. McCloskey, D. P., Scharfman, H. E. Progressive, potassium-sensitive epileptiform activity in hippocampal area CA3 of pilocarpine-treated rats with recurrent seizures. Epilepsy Research. 97, 92-102 (2011).
  46. McMahon, L. L., Williams, J. H., Kauer, J. A. Functionally distinct groups of interneurons identified during rhythmic carbachol oscillations in hippocampus in vitro. Journal of Neuroscience. 18, 5640-5651 (1998).
  47. Pöschel, B., Heinemann, U., Draguhn, A. High frequency oscillations in the dentate gyrus of rat hippocampal slices induced by tetanic stimulation. Brain Research. 959, 320-327 (2003).
  48. Hájos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. European Journal of Neuroscience. 29, 319-327 (2009).
  49. Hájos, N., Mody, I. Establishing a physiological environment for visualized in vitro brain slice recordings by increasing oxygen supply and modifying aCSF content. Journal of Neuroscience Methods. 183, 107-113 (2009).
  50. Dengler, C. G., Yue, C., Takano, H., Coulter, D. A. Massively augmented hippocampal dentate granule cell activation accompanies epilepsy development. Nature Publishing Group. , 1-17 (2017).
  51. Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N -methyl-D-glucamine protective recovery method. Journal of Visualized Experiments. 132, 1-13 (2018).
  52. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Medical and Biological Engineering and Computing. 47, 131-141 (2009).
  53. Shi, W. X., Bunney, B. S. A small volume chamber for electrical recording from submerged brain slices and a pulse-free medium supply system using a peristalic pump. Journal of Neuroscience Methods. 35, 235-240 (1990).

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Whitebirch, A. C. Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity. J. Vis. Exp. (162), e61704, doi:10.3791/61704 (2020).

View Video