Summary

In vivo metodo di imaging per distinguere infiammazione acuta e cronica

Published: August 16, 2013
doi:

Summary

Descriviamo un metodo di imaging non invasivo per distinguere le fasi infiammatorie. Consegna sistemica di luminol rivela le aree di infiammazione acuta che dipendono dalle attività MPO nei neutrofili. Al contrario, l'iniezione di lucigenina permette la visualizzazione di infiammazione cronica dipende attività Phox in macrofagi.

Abstract

L'infiammazione è un aspetto fondamentale di molte malattie umane. In questo rapporto il video, dimostriamo tecniche di imaging bioluminescenza non invasive che contraddistinguono l'infiammazione acuta e cronica in modelli murini. Con danni ai tessuti o invasione patogeno, neutrofili sono la prima linea di difesa, giocando un ruolo importante nel mediare la risposta infiammatoria acuta. Come la reazione infiammatoria progredisce, monociti circolanti gradualmente migrano nel sito di lesione e differenziarsi in macrofagi maturi, che mediano l'infiammazione cronica e promuovere la riparazione tissutale rimuovendo detriti tissutali e producendo citochine anti-infiammatorie. Iniezione intraperitoneale di luminol (5-ammino-2 ,3-diidro-1 ,4-phthalazinedione, sale di sodio) consente il rilevamento di infiammazione acuta largamente mediata da tessuto-infiltranti neutrofili. Luminol reagisce specificamente con il superossido generato all'interno delle fagosomi di neutrofili dal risultato bioluminescenza da una mieloperossidasi (MPO) reazione mediata. Lucigenina (bis-N-metilacridinio nitrati) reagisce anche con superossido per generare bioluminescenza. Tuttavia, lucigenina bioluminescenza è indipendente MPO e si basa esclusivamente su fagociti NADPH ossidasi (Phox) nei macrofagi durante l'infiammazione cronica. Insieme, luminol e lucigenina consentono la visualizzazione non invasiva e la valutazione longitudinale di diverse popolazioni fagocita tutto fasi infiammatorie acute e croniche. Dato il ruolo importante di infiammazione in una varietà di malattie umane, crediamo che questo metodo di imaging non invasivo può aiutare ad indagare i ruoli differenziali di neutrofili e macrofagi in una varietà di condizioni patologiche.

Introduction

Infiammazione è una risposta biologica altamente regolato coinvolti in una varietà di malattie umane, comprese infezione microbica 1, guarigione delle ferite 2, 3 diabete, cancro 4, 5 cardiovascolari, neurodegenerative 6, 7 e malattie autoimmuni. Infiammazione dei tessuti richiede un buon coordinamento delle varie cellule immunitarie al fine di ottenere l'autorizzazione patogeno, la riparazione dei tessuti, e risoluzione malattia. Neutrofili e macrofagi sono importanti mediatori immunitari di infiammazione dei tessuti. Nella fase acuta di infiammazione, i neutrofili sono i primi soccorritori a diversi stimoli nocivi e danni ai tessuti 8. I neutrofili stravaso rapidamente dalla circolazione al sito della lesione, dove le cellule inattivano i microbi invasori rilasciando granuli anti-microbiche e fagocitosi. Durante la fagocitosi, neutrofili fagocitare i microbi invasori in fagosomi, entro il quale le cellule producono alti livelli di superoxide (O 2 · -). Superossido phagosomal è la fonte primaria di molte specie reattive dell'ossigeno (ROS a valle). Per esempio, può essere dismutated superossido in perossido di idrogeno (H 2 O 2) mediante dismutazione spontanea o da superossido dismutasi (SOD) 9, 10. In neutrofili, la mieloperossidasi (MPO) converte ulteriormente il perossido di idrogeno in acido ipocloroso antimicrobica (HOCl) 11. Mentre le risposte infiammatorie continuano, monociti circolanti gradualmente migrano nel sito di lesione e di differenziarsi in macrofagi maturi 2, la cui funzione fagocitaria contribuire a rimuovere gli agenti patogeni inattivati ​​e detriti cellulari. Inoltre, come un regolatore chiave nella fase successiva di infiammazione, macrofagi promuove la riparazione tissutale producendo citochine antinfiammatorie 12 e generando extracellulare ROS a un livello inferiore 9. Il ROS generato in questa fase successiva regolano il rimodellamento tissutale, formazione di nuovi vasi, e reepitheliazazione 13.

Fagociti NADPH ossidasi (Phox) è la principale fonte di produzione di superossido in entrambi i neutrofili e macrofagi 9. Phox è un complesso multi-subunità cui assemblaggio è strettamente regolata 9. Il oloenzima contiene diverse subunità regolatorie citosoliche (p67 phox, p47 phox, p40 phox e RAC) e una legata alla membrana eterodimero citocromo b 558 (costituiti da subunità CYBA e CYBB). Citocromo b 558 è il nucleo di reazione entro il quale la subunità CYBB (noto anche come p91 phox e NOX2) esegue la reazione primaria catena redox 9. È interessante notare, i suoi siti di assemblaggio sono differenti tra neutrofili e macrofagi. In neutrofili riposo, citocromo b 558 è presente soprattutto nella membrana dei granuli intracellulari di stoccaggio 14. Durante la fagocitosi, neutrofili assemblano il holoenzymes phagosomes a 9, dove sono presenti anche alti livelli di attività MPO. Il neutrofili Phox consuma rapidamente l'ossigeno ed esercita il suo potere microbicida per la produzione di ROS, un fenomeno chiamato il burst respiratorio 11. In contrasto, i macrofagi hanno un livello di espressione MPO e citocromo b 558 si trova soprattutto nella membrana plasmatica 15, 16. Così neutrofili producono alti livelli di superossido per attività anti-microbica, mentre i macrofagi producono meno superossido per funzioni di regolamentazione 15.

Dal momento che l'infiammazione è un processo complicato in vivo, metodi di imaging non invasive specifiche per le diverse fasi di infiammazione sarebbero consentono la valutazione quantitativa e longitudinale modelli di malattia. Utilizzando studi meccanicistici, abbiamo precedentemente dimostrato l'utilizzo di due agenti chemiluminescenti, luminol (5-ammino-2 ,3-diidro-1 ,4-phthalazinedione) e lucigenina (bis-N-metilacridinio nitrato), Per l'imaging non invasivo (cronica) fasi acute e tardive di infiammazione, rispettivamente 17. Luminol permette la visualizzazione dei neutrofili attività MPO nella fase acuta dell'infiammazione 18-20, mentre lucigenina bioluminescenza può essere utilizzato per valutare l'attività dei macrofagi in associazione con fase tardiva o infiammazione cronica 17. In questo manoscritto, abbiamo utilizzato due modelli sperimentali di infiammazione (sc PMA e sc LPS) per dimostrare queste tecniche di imaging.

Protocol

Nota: Tutti gli studi sugli animali sono stati eseguiti secondo protocolli istituzionali approvate e linee guida per la cura degli animali. 1. Reagenti e soluzioni Soluzione PMA per sc inoculazione: Preparare una soluzione stock di phorbol 12-miristato 13-acetato (PMA) a 5 mg / ml in DMSO. Conservare la soluzione di riserva a -20 ° C. Prima di inoculazione, scongelare la soluzione di riserva e portare a 1 mg / ml di PMA in PBS. LPS soluzione per sc inoc…

Representative Results

Abbiamo eseguito l'imaging bioluminescenza longitudinale per valutare l'infiammazione acuta e cronica in modelli sperimentali di infiammazione. Forbolo 12-miristato 13-acetato (PMA) è una proteina potente chinasi C (PKC) agonista che attiva Phox per la produzione di anione superossido e innesca risposte infiammatorie acute intense 21. SC iniezione di 50 mg di PMA in NCR topi nudi ha causato una rapida irritazione e infiammazione acuta in siti di iniezione 18, 22, 23. Abbiamo eseguito l&#39…

Discussion

In questo rapporto, si dimostra un metodo bioluminescenza per l'imaging non invasivo di infiammazione negli animali viventi. Uso di due substrati luminescenti, luminol e lucigenina, il metodo può distinguere diverse fasi di infiammazione. Bioluminescenza luminol è associato neutrofili nella fase acuta dell'infiammazione, mentre lucigenina bioluminescenza è mediata dai macrofagi nella fase cronica. Relativamente piccolo (PM = 177.16 g / mol) e senza carica elettricamente, luminol può facilmente penetrare sia …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato supportato dal Nancy Lurie Marks Foundation. Ringraziamo il Dott. Nancy E. Kohl per la lettura critica del manoscritto. Ringraziamo Kin K. Wong per il suo aiuto nella preparazione di questo video report.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA) Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO P8139  
Lipopolysaccharide from Salmonella enterica serotype enteritidis Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO L2012  
Luminol (5-amino-2,3-dihydro-1,4-phthalazinedione, sodium salt) Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO A4685  
Lucigenin (bis-N-methylacridinium nitrate) Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO M8010  
IVIS Spectrum imaging system with Living Imaging 4.2 software package Caliper LS/Perkin Elmer, Hopkinton, MA    

Referenzen

  1. Premack, B. A., Schall, T. J. Chemokine receptors: gateways to inflammation and infection. Nat. Med. 2, 1174-1178 (1996).
  2. Singer, A. J., Clark, R. A. Cutaneous wound healing. N. Engl. J. Med. 341, 738-746 (1999).
  3. Wellen, K. E., Hotamisligil, G. S. Inflammation, stress, and diabetes. J. Clin. Invest. 115, 1111-1119 (2005).
  4. Weitzman, S. A., Gordon, L. I. Inflammation and cancer: role of phagocyte-generated oxidants in carcinogenesis. Blood. 76, 655-663 (1990).
  5. Ridker, P. M., Cushman, M., et al. Inflammation, aspirin, and the risk of cardiovascular disease in apparently healthy men. N. Engl. J. Med. 336, 973-979 (1997).
  6. Wyss-Coray, T., Mucke, L. Inflammation in neurodegenerative disease–a double-edged sword. Neuron. 35, 419-432 (2002).
  7. Hamilton, J. A. Colony-stimulating factors in inflammation and autoimmunity. Nat. Rev. Immunol. 8, 533-544 (2008).
  8. Harlan, J. M. Leukocyte-endothelial interactions. Blood. 65, 513-525 (1985).
  9. Bedard, K., Krause, K. H. The NOX family of ROS-generating NADPH oxidases: physiology and pathophysiology. Physiol. Rev. 87, 245-313 (2007).
  10. Rest, R. F., Spitznagel, J. K. Subcellular distribution of superoxide dismutases in human neutrophils. Influence of myeloperoxidase on the measurement of superoxide dismutase activity. Biochem. J. 166, 145-153 (1977).
  11. Hampton, M. B., Kettle, A. J., et al. Inside the neutrophil phagosome: oxidants, myeloperoxidase, and bacterial killing. Blood. 92, 3007-3017 (1998).
  12. Serhan, C. N., Savill, J. Resolution of inflammation: the beginning programs the end. Nat. Immunol. 6, 1191-1197 (2005).
  13. Jiang, F., Zhang, Y., et al. NADPH oxidase-mediated redox signaling: roles in cellular stress response, stress tolerance, and tissue repair. Pharmacol. Rev. 63, 218-242 (2011).
  14. Calafat, J., Kuijpers, T. W., et al. Evidence for small intracellular vesicles in human blood phagocytes containing cytochrome b558 and the adhesion molecule CD11b/CD18. Blood. 81, 3122-3129 (1993).
  15. Johansson, A., Jesaitis, A. J., et al. Different subcellular localization of cytochrome b and the dormant NADPH-oxidase in neutrophils and macrophages: effect on the production of reactive oxygen species during phagocytosis. Cell. Immunol. 161, 61-71 (1995).
  16. Kumar, A. P., Piedrafita, F. J., et al. Peroxisome proliferator-activated receptor gamma ligands regulate myeloperoxidase expression in macrophages by an estrogen-dependent mechanism involving the -463GA promoter polymorphism. J. Biol. Chem. 279, 8300-8315 (2004).
  17. Tseng, J. C., Kung, A. L. In vivo imaging of inflammatory phagocytes. Chem Biol. 19, 1199-1209 (2012).
  18. Gross, S., Gammon, S. T., et al. Bioluminescence imaging of myeloperoxidase activity in vivo. Nat. Med. 15, 455-461 (2009).
  19. Kielland, A., Blom, T., et al. In vivo imaging of reactive oxygen and nitrogen species in inflammation using the luminescent probe L-012. Free Radic. Biol. Med. 47, 760-766 (2009).
  20. Zhou, J., Tsai, Y. T., et al. Noninvasive assessment of localized inflammatory responses. Free Radic. Biol. Med. 52, 218-226 (2012).
  21. Karlsson, A., Nixon, J. B., et al. Phorbol myristate acetate induces neutrophil NADPH-oxidase activity by two separate signal transduction pathways: dependent or independent of phosphatidylinositol 3-kinase. J. Leukoc. Biol. 67, 396-404 (2000).
  22. Taylor, R. G., McCall, C. E., et al. Histopathologic features of phorbol myristate acetate-induced lung injury. Lab Invest. 52, 61-70 (1985).
  23. Fukaya, S., Matsui, Y., et al. Overexpression of TNF-alpha-converting enzyme in fibroblasts augments dermal fibrosis after inflammation. Lab Invest. 93, 72-80 (2013).
  24. Lu, Y. C., Yeh, W. C., et al. LPS/TLR4 signal transduction pathway. Cytokine. 42, 145-151 (2008).
  25. Aitken, R. J., Buckingham, D. W., et al. Reactive oxygen species and human spermatozoa: analysis of the cellular mechanisms involved in luminol- and lucigenin-dependent chemiluminescence. J. Cell. Physiol. 151, 466-477 (1992).
  26. Allen, R. C., Loose, L. D. Phagocytic activation of a luminol-dependent chemiluminescence in rabbit alveolar and peritoneal macrophages. Biochem. Biophys. Res. Commun. 69, 245-252 (1976).
  27. Caldefie-Chezet, F., Walrand, S., et al. Is the neutrophil reactive oxygen species production measured by luminol and lucigenin chemiluminescence intra or extracellular? Comparison with DCFH-DA flow cytometry and cytochrome c reduction. Clin. Chim. Acta. 319, 9-17 (2002).
  28. Dahlgren, C., Aniansson, H., et al. Pattern of formylmethionyl-leucyl-phenylalanine-induced luminol- and lucigenin-dependent chemiluminescence in human neutrophils. Infect. Immun. 47, 326-328 (1985).
  29. Dahlgren, C., Karlsson, A. Respiratory burst in human neutrophils. J. Immunol. Methods. 232, 3-14 (1999).
  30. Aerts, C., Wallaert, B., et al. Release of superoxide anion by alveolar macrophages in pulmonary sarcoidosis. Ann. N.Y. Acad. Sci. 465, 193-200 (1986).
  31. Zhang, N., Francis, K. P., et al. Enhanced detection of myeloperoxidase activity in deep tissues through luminescent excitation of near-infrared nanoparticles. Nat Med. , (2013).

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Tseng, J., Kung, A. L. In vivo Imaging Method to Distinguish Acute and Chronic Inflammation. J. Vis. Exp. (78), e50690, doi:10.3791/50690 (2013).

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