Summary

Monitorización de la evolución mecánica del tejido durante el cierre del tubo neural de un embrión de pollo

Published: November 10, 2023
doi:

Summary

Este protocolo se desarrolló para monitorizar longitudinalmente las propiedades mecánicas del tejido de la placa neural durante la neurulación del embrión de pollo. Se basa en la integración de un microscopio Brillouin y un sistema de incubación en el escenario, lo que permite obtener imágenes mecánicas en vivo del tejido de la placa neural en embriones de pollo cultivados ex ovo .

Abstract

El cierre del tubo neural (NTC) es un proceso crítico durante el desarrollo embrionario. El fallo en este proceso puede dar lugar a defectos del tubo neural, causando malformaciones congénitas o incluso la mortalidad. La NTC involucra una serie de mecanismos a nivel genético, molecular y mecánico. Si bien la regulación mecánica se ha convertido en un tema cada vez más atractivo en los últimos años, sigue siendo en gran medida inexplorado debido a la falta de tecnología adecuada para realizar pruebas mecánicas de tejido embrionario 3D in situ. En respuesta, hemos desarrollado un protocolo para cuantificar las propiedades mecánicas del tejido embrionario de pollo de una manera no invasiva y sin contacto. Esto se logra mediante la integración de un microscopio confocal de Brillouin con un sistema de incubación en el escenario. Para sondear la mecánica de los tejidos, se recolecta un embrión precultivado y se transfiere a una incubadora en el escenario para el cultivo ex ovo . Simultáneamente, las imágenes mecánicas del tejido de la placa neural son adquiridas por el microscopio de Brillouin en diferentes momentos durante el desarrollo. Este protocolo incluye descripciones detalladas de la preparación de las muestras, la implementación de experimentos de microscopía de Brillouin y el posprocesamiento y análisis de datos. Siguiendo este protocolo, los investigadores pueden estudiar longitudinalmente la evolución mecánica del tejido embrionario durante el desarrollo.

Introduction

Los defectos del tubo neural (DTN) son defectos congénitos graves del sistema nervioso central causados por fallos en el cierre del tubo neural (NTC) duranteel desarrollo embrionario. La etiología de las enfermedades tropicales desatendidas es compleja. Los estudios han demostrado que el NTC implica una secuencia de procesos morfogenéticos, que incluyen la extensión convergente, la flexión de la placa neural (por ejemplo, la constricción apical), la elevación del pliegue neural y, finalmente, la adhesión del pliegue neural. Estos procesos están regulados por múltiples mecanismos moleculares y genéticos 2,3, y cualquier mal funcionamiento en estos procesos puede dar lugar a defectos del tubo neural 4,5,6. Dado que cada vez hay más pruebas que sugieren que las señales mecánicas también desempeñan un papel crucial durante la NTC 3,7,8,9,10,11, y se han encontrado relaciones entre los genes y las señales mecánicas 12,13,14, se hace imperativo investigar la biomecánica tisular durante la neurulación.

Se han desarrollado varias técnicas para medir las propiedades mecánicas de los tejidos embrionarios, entre las que se encuentran la ablación con láser (LA)15, la disección y relajación de tejidos (TDR)16,17, la aspiración con micropipetas (MA)18, la nanoindentación basada en microscopía de fuerza atómica (AFM)19, los microindentadores (MI) y las microplacas (MP)20, la microrreología (RM) con pinzas ópticas/magnéticas 21,22,23y sensores basados en gotas24. Los métodos existentes pueden medir propiedades mecánicas con resoluciones espaciales que van desde escalas subcelulares hasta tisulares. Sin embargo, la mayoría de estos métodos son invasivos porque requieren contacto con la muestra (p. ej., MA, AFM, MI y MP), inyección de material externo (p. ej., RM y sensores basados en gotas) o disección de tejidos (p. ej., LA y TDR). Como resultado, es un desafío para los métodos existentes monitorear la evolución mecánica del tejido de la placa neural in situ25. Recientemente, la elastografía de coherencia óptica reverberante se ha mostrado prometedora para el mapeo mecánico sin contacto con alta resolución espacial26.

La microscopía confocal de Brillouin es una modalidad óptica emergente que permite la cuantificación sin contacto de la biomecánica tisular con resolución subcelular 27,28,29,30. La microscopía de Brillouin se basa en el principio de dispersión espontánea de la luz de Brillouin, que es la interacción entre la luz láser incidente y la onda acústica inducida por las fluctuaciones térmicas dentro del material. En consecuencia, la luz dispersa experimenta un cambio de frecuencia, conocido como desplazamiento de Brillouin ωR, siguiendo la ecuación31:

Equation 1 (1)

Aquí, Equation 2 es el índice de refracción del material, λ es la longitud de onda de la luz incidente, M’ es el módulo longitudinal, ρ es la densidad de masa y θ es el ángulo entre la luz incidente y la luz dispersa. Para el mismo tipo de materiales biológicos, la relación entre el índice de refracción y la densidad Equation 3 es aproximadamente constante 28,32,33,34,35,36. Por lo tanto, el desplazamiento de Brillouin se puede utilizar directamente para estimar los cambios mecánicos relativos en los procesos fisiológicos. La factibilidad de la microscopía de Brillouin ha sido validada en diversas muestras biológicas 29,37,38. Recientemente, se demostró la obtención de imágenes mecánicas de lapso de tiempo de un embrión de pollito vivo mediante la combinación de un microscopio Brillouin con un sistema de incubación en el escenario39. Este protocolo proporciona descripciones detalladas de la preparación de la muestra, la implementación del experimento y el posprocesamiento y análisis de los datos. Esperamos que este esfuerzo facilite la adopción generalizada de la tecnología Brillouin sin contacto para estudiar la regulación biomecánica en el desarrollo embrionario y los defectos congénitos.

Protocol

El protocolo ha sido aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Estatal de Wayne. 1. Preparación experimental Use una solución de etanol al 70% para limpiar y esterilizar las tijeras y pinzas. Además, prepare pipetas desechables y una jeringa. Prepare un medio de lavado añadiendo 3,595 g de NaCl a 495 ml de agua desionizada. A continuación, añadir 5 ml de penicilina-estreptomicina (5 U/mL) al medio. Llene una …

Representative Results

La figura 6 muestra el esquema del microscopio Brillouin. El sistema emplea un láser de 660 nm como fuente de luz. Se coloca un aislador justo después del cabezal láser para rechazar cualquier luz reflejada, y se utiliza un filtro de densidad neutra (ND) para ajustar la potencia del láser. Un par de lentes, L1 y L2, con distancias focales de f1 = 16 mm y f2 = 100 mm, respectivamente, se utilizan para expandir el rayo láser. Se emplea una placa de media onda (HWP) y un polarizador lineal…

Discussion

El desarrollo temprano del embrión puede verse fácilmente afectado por alteraciones externas. Por lo tanto, se requiere la máxima precaución durante la extracción y transferencia de muestras. Un problema potencial es el desprendimiento del embrión del papel de filtro, lo que puede conducir a la contracción de la membrana vitelina y dar lugar a un artefacto inclinado de la placa neural en las imágenes de Brillouin. Además, este encogimiento puede detener el desarrollo del embrión. Se debe prestar atención a var…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo cuenta con el apoyo del Instituto Nacional de Salud Infantil y Desarrollo Humano Eunice Kennedy Shriver, Institutos Nacionales de Salud (K25HD097288, R21HD112663).

Materials

100 mm Petri dish  Fisherbrand FB0875713
2D motorized stage  Prior Scientific H117E2
35 mm Petri dish World Precision Instruments FD35-100
Brillouin Microscope with on-stage incubator N/A N/A This is a custom-built Brillouin Microscope system based on Ref. 30
Chicken eggs University of Connecticut N/A
CMOS camera Thorlabs CS2100M-USB
EMCCD camera Andor iXon
Ethanol Decon Laboratories, Inc. #2701
Filter paper Whatman 1004-070
Incubator for in ovo culture GQF Manufacturing Company Inc.  GQF 1502 
Ring Thorlabs SM1RR
Microscope body Olympus IX73
NaCl Sigma-Aldrich S9888
On-stage incubator Oko labs OKO-H301-PRIOR-H117
Parafilm Bemis PM-996
Penicillin-Streptomycin Gibco 15070-063
Pipettes Fisherbrand 13-711-6M
Scissors Artman instruments N/A 3pc Micro Scissors 5
Syringe BD 305482
Tissue paper Kimwipes N/A
Tube Corning 430052
Tweezers DR Instruments N/A Microdissection Forceps Set 

References

  1. Greene, N. D. E., Copp, A. J. Neural tube defects. Annual Review of Neuroscience. 37 (1), 221-242 (2014).
  2. Suzuki, M., Morita, H., Ueno, N. Molecular mechanisms of cell shape changes that contribute to vertebrate neural tube closure. Development, Growth & Differentiation. 54 (3), 266-276 (2012).
  3. Nikolopoulou, E., Galea, G. L., Rolo, A., Greene, N. D. E., Copp, A. J. Neural tube closure: Cellular, molecular and biomechanical mechanisms. Development. 144 (4), 552-566 (2017).
  4. Juriloff, D. M., Harris, M. J. Mouse models for neural tube closure defects. Human Molecular Genetics. 9 (6), 993-1000 (2000).
  5. Copp, A. J., Greene, N. D. E. Genetics and development of neural tube defects. The Journal of Pathology: A Journal of the Pathological Society of Great Britain and Ireland. 220 (2), 217-230 (2010).
  6. Wang, M., De Marco, P., Capra, V., Kibar, Z. Update on the role of the non-canonical wnt/planar cell polarity pathway in neural tube defects. Cells. 8 (10), 1198 (2019).
  7. Galea, G. L., et al. Biomechanical coupling facilitates spinal neural tube closure in mouse embryos. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (26), E5177-E5186 (2017).
  8. Moon, L. D., Xiong, F. Mechanics of neural tube morphogenesis. Seminars in Cell & Developmental Biology. 130, 56-69 (2022).
  9. Christodoulou, N., Skourides, P. A. Distinct spatiotemporal contribution of morphogenetic events and mechanical tissue coupling during xenopus neural tube closure. Development. 149 (13), (2022).
  10. De Goederen, V., Vetter, R., Mcdole, K., Iber, D. Hinge point emergence in mammalian spinal neurulation. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (20), 2117075119 (2022).
  11. Christodoulou, N., Skourides, P. A. Somitic mesoderm morphogenesis is necessary for neural tube closure during xenopus development. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 1091629 (2023).
  12. Nikolopoulou, E., et al. Spinal neural tube closure depends on regulation of surface ectoderm identity and biomechanics by grhl2. Nature Communications. 10 (1), 2487 (2019).
  13. Nychyk, O., et al. Vangl2-environment interaction causes severe neural tube defects, without abnormal neuroepithelial convergent extension. Disease Models & Mechanisms. 15 (1), 049194 (2022).
  14. Li, B., Brusman, L., Dahlka, J., Niswander, L. A. Tmem132a ensures mouse caudal neural tube closure and regulates integrin-based mesodermal migration. Development. 149 (17), (2022).
  15. Zulueta-Coarasa, T., Fernandez-Gonzalez, R. Laser ablation to investigate cell and tissue mechanics in vivo. Integrative Mechanobiology: Micro-and Nano Techniques in Cell Mechanobiology. , 128-147 (2015).
  16. Wiebe, C., Brodland, G. W. Tensile properties of embryonic epithelia measured using a novel instrument. Journal of Biomechanics. 38 (10), 2087-2094 (2005).
  17. Luu, O., David, R., Ninomiya, H., Winklbauer, R. Large-scale mechanical properties of xenopus embryonic epithelium. Proceedings of the National Academy of Sciences. 108 (10), 4000-4005 (2011).
  18. Maître, J. L., Niwayama, R., Turlier, H., Nédélec, F., Hiiragi, T. Pulsatile cell-autonomous contractility drives compaction in the mouse embryo. Nature Cell Biology. 17 (7), 849-855 (2015).
  19. Krieg, M., et al. Tensile forces govern germ-layer organization in zebrafish. Nature Cell Biology. 10 (4), 429-436 (2008).
  20. Zamir, E. A., Srinivasan, V., Perucchio, R., Taber, L. A. Mechanical asymmetry in the embryonic chick heart during looping. Annals of Biomedical Engineering. 31, 1327-1336 (2003).
  21. Bambardekar, K., Clément, R., Blanc, O., Chardès, C., Lenne, P. F. Direct laser manipulation reveals the mechanics of cell contacts in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (5), 1416-1421 (2015).
  22. Savin, T., et al. On the growth and form of the gut. Nature. 476 (7358), 57-62 (2011).
  23. Almonacid, M., et al. Active diffusion positions the nucleus in mouse oocytes. Nature Cell Biology. 17 (4), 470-479 (2015).
  24. Campàs, O., et al. Quantifying cell-generated mechanical forces within living embryonic tissues. Nature Methods. 11 (2), 183-189 (2014).
  25. Campàs, O. A toolbox to explore the mechanics of living embryonic tissues. Seminars in Cell & Developmental Biology. 55, 119-130 (2016).
  26. Christian, Z. D., et al. High-resolution 3D biomechanical mapping of embryos with reverberant optical coherence elastography (Rev-OCE). Proceedings of SPIE. , 123670 (2023).
  27. Scarcelli, G., Yun, S. H. J. N. P. Confocal brillouin microscopy for three-dimensional mechanical imaging. Nature Photonics. 1 (1), 39-43 (2008).
  28. Scarcelli, G., et al. Noncontact three-dimensional mapping of intracellular hydromechanical properties by brillouin microscopy. Nature Methods. 12 (12), 1132-1134 (2015).
  29. Prevedel, R., Diz-Muñoz, A., Ruocco, G., Antonacci, G. Brillouin microscopy: An emerging tool for mechanobiology. Nature Methods. 16 (10), 969-977 (2019).
  30. Zhang, J., Scarcelli, G. Mapping mechanical properties of biological materials via an add-on brillouin module to confocal microscopes. Nature Protocols. 16 (2), 1251-1275 (2021).
  31. Boyd, R. W. . Nonlinear optics. , (2020).
  32. Scarcelli, G., Kim, P., Yun, S. H. In vivo measurement of age-related stiffening in the crystalline lens by brillouin optical microscopy. Biophysical Journal. 101 (6), 1539-1545 (2011).
  33. Scarcelli, G., Pineda, R., Yun, S. H. Brillouin optical microscopy for corneal biomechanics. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (1), 185-190 (2012).
  34. Antonacci, G., Braakman, S. Biomechanics of subcellular structures by non-invasive brillouin microscopy. Scientific Reports. 6 (1), 37217 (2016).
  35. Zhang, J., et al. Tissue biomechanics during cranial neural tube closure measured by brillouin microscopy and optical coherence tomography. Birth Defects Research. 111 (14), 991-998 (2019).
  36. Zhang, J., et al. Nuclear mechanics within intact cells is regulated by cytoskeletal network and internal nanostructures. Small. 16 (18), 1907688 (2020).
  37. Elsayad, K., Polakova, S., Gregan, J. Probing mechanical properties in biology using brillouin microscopy. Trends in Cell Biology. 29 (8), 608-611 (2019).
  38. Poon, C., Chou, J., Cortie, M., Kabakova, I. Brillouin imaging for studies of micromechanics in biology and biomedicine: From current state-of-the-art to future clinical translation. Journal of Physics: Photonics. 3 (1), 012002 (2020).
  39. Handler, C., Scarcelli, G., Zhang, J. Time-lapse mechanical imaging of neural tube closure in live embryo using brillouin microscopy. Scientific Reports. 13 (1), 263 (2023).
  40. Chapman, S. C., Collignon, J., Schoenwolf, G. C., Lumsden, A. Improved method for chick whole-embryo culture using a filter paper carrier. Developmental dynamics: an official publication of the American Association of Anatomists. 220 (3), 284-289 (2001).
  41. Schmitz, M., Nelemans, B. K. A., Smit, T. H. A submerged filter paper sandwich for long-term ex ovo time-lapse imaging of early chick embryos. Journal of Visualized Experiments. (118), e54636 (2016).
  42. Nys, Y., Guyot, N., Nys, Y., Bain, M., VanImmerseel, F. . Improving the safety and quality of eggs and egg products, vol 1: Egg chemistry, production and consumption. , 83-132 (2011).
  43. Berghaus, K. V., Yun, S. H., Scarcelli, G. High speed sub-ghz spectrometer for brillouin scattering analysis. Journal of Visualized Experiments. (106), e53468 (2015).
  44. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).
  45. Schlüßler, R., et al. Mechanical mapping of spinal cord growth and repair in living zebrafish larvae by brillouin imaging. Biophysical Journal. 115 (5), 911-923 (2018).
  46. Williams, R. M., Sauka-Spengler, T. Ex ovo electroporation of early chicken embryos. STAR Protocols. 2 (2), 100424 (2021).
  47. Chapman, S. C., Collignon, J., Schoenwolf, G. C., Lumsden, A. Improved method for chick whole-embryo culture using a filter paper carrier. Developmental Dynamics. 220 (3), 284-289 (2001).
  48. Edrei, E., Scarcelli, G. Adaptive optics in spectroscopy and densely labeled-fluorescence applications. Optics Express. 26 (26), 33865-33877 (2018).

Play Video

Cite This Article
Shi, C., Handler, C., Florn, H., Zhang, J. Monitoring the Mechanical Evolution of Tissue During Neural Tube Closure of Chick Embryo. J. Vis. Exp. (201), e66117, doi:10.3791/66117 (2023).

View Video