Özet

Липидная двухслойная система с поддержкой нанобара для изучения белков, чувствительных к кривизне мембраны in vitro

Published: November 30, 2022
doi:

Özet

Здесь разработана липидная бислойная система с поддержкой нанобара, чтобы обеспечить синтетическую мембрану с определенной кривизной, которая позволяет характеризовать белки с способностью зондировать кривизну in vitro.

Abstract

Кривизна мембраны играет важную роль в различных важных процессах клеток, таких как миграция клеток, деление клеток и перемещение пузырьков. Он не только пассивно генерируется клеточной активностью, но и активно регулирует белковые взаимодействия и участвует во многих внутриклеточных передачах сигналов. Таким образом, большое значение имеет изучение роли кривизны мембран в регулировании распределения и динамики белков и липидов. В последнее время было разработано множество методик для изучения взаимосвязи между изогнутой мембраной и белком in vitro. По сравнению с традиционными методами, недавно разработанный липидный бислой с поддержкой нанобара (SLB) обеспечивает как высокую пропускную способность, так и лучшую точность в генерации кривизны мембраны путем формирования непрерывного липидного бислоя на узорчатых массивах нанобаров с заранее определенной кривизной мембраны и локальным плоским контролем. Как липидная текучесть, так и чувствительность белка к изогнутым мембранам могут быть количественно охарактеризованы с помощью флуоресцентной микроскопии. Здесь представлена подробная процедура формирования SLB на изготовленных стеклянных поверхностях, содержащих нанобарные массивы, и характеристика чувствительных к кривизне белков на таких SLB. Кроме того, рассматриваются протоколы повторного использования наночипов и обработки изображений. Помимо нанобара-SLB, этот протокол легко применим ко всем типам наноструктурированных стеклянных чипов для исследований с измерением кривизны.

Introduction

Кривизна мембраны является критическим физическим параметром клетки, который происходит в различных клеточных процессах, таких как морфогенез, деление клеток и миграция клеток1. В настоящее время широко признано, что кривизна мембраны выходит за рамки простого результата клеточных событий; вместо этого он стал эффективным регулятором белковых взаимодействий и внутриклеточной сигнализации. Например, было обнаружено, что несколько белков, участвующих в клатрин-опосредованном эндоцитозе, предпочтительно связываются с изогнутой мембраной, что приводит к образованию горячей точки для эндоцитоза2. Существует много различных причин деформации мембраны, таких как притяжение мембраны цитоскелетными силами, наличие асимметрии липидов с различными по размеру головными группами, существование трансмембранных белков с конической формой, накопление мембранообразующих белков, таких как белки BAR-домена (названные в честь белков Bin, amphiphysin и Rvs), и вставка домена амфипатических спиралей в мембрану1 . Интересно, что эти белки и липиды не только деформируют мембрану, но также могут ощущать искривление мембраны и проявлять предпочтительное накопление1. Поэтому крайне важно изучить, изменяют ли мембраны с различными кривизнами распределение и динамику белков и липидов, прикрепленных к ним, и потенциальное воздействие на связанные внутриклеточные процессы.

Многие методы были разработаны для анализа взаимодействия между изогнутой мембраной и белками как в живых клетках, так и в системах in vitro. Система живых клеток обеспечивает реальную клеточную среду с богатым липидным разнообразием и динамической регуляцией передачи сигналов белка 2,3,4,5,6,7. Однако такую сложную систему трудно изучать из-за неопределенностей и флуктуаций во внутриклеточной среде. Следовательно, анализы in vitro с использованием искусственной мембраны, состоящей из известных видов липидов и очищенных белков, стали мощными системами восстановления для характеристики отношений между белками и изогнутыми мембранами. Традиционно липосомы различного диаметра генерируются экструзией для обнаружения чувствительных к кривизне белков либо с помощью анализа совместного осаждения с использованием центробежной силы, либо анализа совместной флотации с градиентом плотности, чтобы избежать агрегации белка 8,9. Однако кривизна экструдированных липосом ограничена доступным размером пор мембранного фильтра, используемого в экструдере10. Было доказано, что анализ искривления одной липосомы (SLiC) преодолевает это ограничение, в котором липосомы с различным диаметром мечутся флуоресценцией и иммобилизуются на поверхность, так что кривизна может быть отмечена флуоресцентной интенсивностью11. Однако сильная изменчивость липидного состава наблюдалась в небольших везикулах, что влияет на точность измерения кривизны12. Эксперименты по вытягиванию троса обеспечивают более точное измерение кривизны на переходном тросе, вытягиваемом из гигантских одноламеллярных везикул (GUV) с использованием оптического пинцета, где кривизна может хорошо контролироваться напряжением мембраны, генерируемым13,14. Этот метод подходит для изучения белков, чувствительных к положительной или отрицательной кривизне, но ограничен пропускной способностью трубчатой генерации10. Анализ поддерживаемых мембранных трубок (SMrT) обеспечивает одновременную генерацию нескольких мембранных трубок, которые выдавливаются из одного и того же липидного резервуара микрофлюидными потоками. Тем не менее, кривизна мембраны изменяется внутренне вдоль нанотрубки, что ставит под угрозу точность измерения кривизны на основе интенсивности флуоресценции15,16. Для сравнения, использование небольших одноламеллярных везикул (внедорожников, диаметром <100 нм17) для формирования поддерживаемого липидного бислоя (SLB) на поверхностях, содержащих разработанные топографии, генерировало одну двухслойную мембрану с кривизнами, предопределенными нанопроизводством или наноматериалами с высокой точностью 18,19,20.

Здесь мы представляем протокол формирования SLB на изготовленных поверхностях наночипов с нанобарными массивами и то, как его можно использовать для исследования чувствительности к кривизне белков in vitro. Как показано на рисунке 1, существует шесть основных компонентов анализа: А) Очистка и сборка чипа с микрофлюидной камерой; Б) Подготовка внедорожников с определенным липидным составом; В) Образование SLB на наночипе и связывание с кривизной чувствительных белков; D) Визуализация и характеристика чувствительных к SLB и кривизне белков при флуоресцентной микроскопии; Д) Очистка чипа для повторного использования; F) Обработка изображений для количественного анализа способности восприятия кривизны белка. Подробный протокол описан шаг за шагом ниже.

Protocol

1. Очистка наночипа Поместите наночип в стакан объемом 10 мл с узорчатой стороной вверх.ПРИМЕЧАНИЕ: Этот кварцевый наночип был изготовлен с помощью электронно-лучевой литографии, как описано выше21. Геометрия и расположение наноструктуры на чипе могут б…

Representative Results

Конструкция Nanobar рекомендуется для зондирования белков с положительным измерением кривизны, которая содержит полукруг на каждом конце с кривизной, определяемой шириной нанобара, и один плоский / нулевой контроль кривизны локально в центре (рисунок 2A, B). Успешн?…

Discussion

Система nanobar-SLB, описанная здесь, предлагает уникальное сочетание преимуществ в нескольких существующих анализах in vitro. Он эффективно выявляет предпочтительное связывание белков с сильно изогнутыми мембранами в качестве анализа липосомной флоатации или седиментации, но требует г…

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим Наньянский нанофабрикационный центр (N2FC) и Центр прорывных фотонных технологий (CDPT) в Наньянском технологическом университете (NTU) за поддержку изготовления наноструктур и визуализации SEM, Платформу производства белка (PPP) в Школе биологических наук NTU для очистки белка и Школу химической и биомедицинской инженерии NTU за конфокальный микроскоп. Эта работа финансируется Министерством образования Сингапура (MOE) (W. Zhao, RG112/20, RG95/21 и MOE-T2EP30220-0009), Институтом цифровой молекулярной аналитики и науки (IDMxS), поддерживаемым финансированием MOE по схеме Исследовательских центров передового опыта (W. Zhao), Фондом Human Frontier Science Program (W. Zhao, RGY0088/2021), Грантом NTU Start-up Grant (W. Zhao), Школа химической и биомедицинской инженерии NTU для исследовательской стипендии (X. Miao) и China Scholarship Council для исследовательской стипендии (J. Wu).

Materials

Anhydrous Ethanol Sigma-Aldrich 100983
Aluminum foil Diamond RN0879999FU
Amber Vial Sigma-Aldrich 27115-U
Brain PS: L-α-phosphatidylserine (Brain, Porcine) (sodium salt) Avanti Polar Lipids, Inc. 840032
10 mL Beaker Schott-Duran SCOT211060804
50 mL Beaker Schott-Duran SCOT211061706
1000 mL Beaker Schott-Duran SCOT211065408 The second container 
Chloroform Sigma-Aldrich V800117
Cotton buds Watsons
18:1 DGS-NTA(Ni): 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-[(N-(5-amino-1-carboxypentyl)iminodiacetic acid)succinyl] (nickel salt) Avanti Polar Lipids, Inc. 790404
Egg PC: L-α-phosphatidylcholine (Egg, Chicken) Avanti Polar Lipids, Inc. 840051
F-BAR Protein Production Plaftorm, School of Biological Sciences, Nanyang Technological University, Singapore Proteins and peptide
F-BAR+IDR Protein Production Plaftorm, School of Biological Sciences, Nanyang Technological University, Singapore Proteins and peptide
GFP Protein Production Plaftorm, School of Biological Sciences, Nanyang Technological University, Singapore Proteins and peptide
GFP-His Protein Production Plaftorm, School of Biological Sciences, Nanyang Technological University, Singapore Proteins and peptide
GraphPad Prism GraphPad V9.0.0
Hydrogen Peroxide, 30% (Certified ACS) Thermo Scientific H325-500
IDR from human FBP17 Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd.
ImageJ National Institutes of Health 1.50d
Laser Scanning Confocal Microscopy Zeiss  LSM 800 with Airyscan 100x (N.A.1.4) oil objective.
Methanol Fisher scientific 10010240
Mini-extuder  Avanti Polar Lipids, Inc. 610000-1EA
1.5 mL Microtubes Greiner 616201
MATLAB Mathworks R2018b
Nuclepore Hydrophilic Membrane,0.1 μm Whatman 800309
Phosphate Bufferen Saline (PBS) Life Technologies Holdings Pte Ltd. 70013
Polydimethylsiloxane (PDMS) Base Dow Corning Corporation SYLGARD 184
Polydimethylsiloxane (PDMS) Crosslinker Dow Corning Corporation SYLGARD 184
Plasma Cleaner HARRICK PLASMA PDC-002-HP
Quartz Nanochip Donghai County Alfa Quartz Products CO., LTD
Sodium Hydroxide  Sigma-Aldrich 795429
Sulfuric acid Sigma-Aldrich 258105
Texas Red DHPE: Texas Red 1,2-Dihexadecanoyl-sn-Glycero-3-Phosphoethanolamine, Triethylammonium Salt Life Technologies Holdings Pte Ltd. T1395MP
Tweezer Gooi PDC-002-HP
Ultrasonic Cleaners Elma D-78224
Voterx Scientific Industries G560E
Vacuum Desiccator NUCERITE 5312
Water Bath Julabo TW8

Referanslar

  1. McMahon, H. T., Gallop, J. L. Membrane curvature and mechanisms of dynamic cell membrane remodelling. Nature. 438 (7068), 590-596 (2005).
  2. Zhao, W. et al. Nanoscale manipulation of membrane curvature for probing endocytosis in live cells. Nature Nanotechnology. 12 (8), 750-756 (2017).
  3. Galic, M. et al. External push and internal pull forces recruit curvature-sensing N-BAR domain proteins to the plasma membrane. Nature Cell Biology. 14 (8), 874-881 (2012).
  4. Rosholm, K. R. et al. Membrane curvature regulates ligand-specific membrane sorting of GPCRs in living cells. Nature Chemical Biology. 13 (7), 724-729 (2017).
  5. Lou, H. Y. et al. Membrane curvature underlies actin reorganization in response to nanoscale surface topography. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (46), 23143-23151 (2019).
  6. Cail, R. C., Shirazinejad, C. R., Drubin, D. G. Induced nanoscale membrane curvature bypasses the essential endocytic function of clathrin. Journal of Cell Biology. 221 (7), e202109013 (2022).
  7. Mu, H. et al. Patterning of oncogenic ras clustering in live cells using vertically aligned nanostructure arrays. Nano Letter. 22 (3), 1007-1016 (2022).
  8. Peter, B. J. et al. BAR domains as sensors of membrane curvature: the amphiphysin BAR structure. Science. 303 (5657), 495-499 (2004).
  9. Bigay, J., Casella, J. F., Drin, G., Mesmin, B., Antonny, B. ArfGAP1 responds to membrane curvature through the folding of a lipid packing sensor motif. The EMBO Journal. 24 (13), 2244-2253 (2005).
  10. Ebrahimkutty, M. P., Galic, M. Receptor-free signaling at curved cellular membranes. Bioessays. 41 (10), e1900068 (2019).
  11. Bhatia, V. K. et al. Amphipathic motifs in BAR domains are essential for membrane curvature sensing. The EMBO Journal. 28 (21), 3303-3314 (2009).
  12. Larsen, J., Hatzakis, N. S., Stamou, D. Observation of inhomogeneity in the lipid composition of individual nanoscale liposomes. Journal of the American Chemical Society. 133 (28), 10685-10687 (2011).
  13. Prevost, C. et al. IRSp53 senses negative membrane curvature and phase separates along membrane tubules. Nature Communications. 6, 8529 (2015).
  14. Simunovic, M. et al. How curvature-generating proteins build scaffolds on membrane nanotubes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 113 (40), 11226-11231 (2016).
  15. Holkar, S. S., Kamerkar, S. C., Pucadyil, T. J. Spatial control of epsin-induced clathrin assembly by membrane curvature. Journal of Biological Chemistry. 290 (23), 14267-14276 (2015).
  16. Dar, S., Kamerkar, S. C., Pucadyil, T. J. Use of the supported membrane tube assay system for real-time analysis of membrane fission reactions. Nature Protocols. 12 (2), 390-400 (2017).
  17. Nair, P. M., Salaita, K., Petit, R. S., Groves, J. T. Using patterned supported lipid membranes to investigate the role of receptor organization in intercellular signaling. Nature Protocols. 6 (4), 523-539 (2011).
  18. Lee, I. H., Kai, H., Carlson, L. A., Groves, J. T., Hurley, J. H. Negative membrane curvature catalyzes nucleation of endosomal sorting complex required for transport (ESCRT)-III assembly. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (52), 15892-15897 (2015).
  19. Beber, A. et al. Membrane reshaping by micrometric curvature sensitive septin filaments. Nature Communications. 10 (1), 420 (2019).
  20. Bridges, A. A., Jentzsch, M. S., Oakes, P. W., Occhipinti, P., Gladfelter, A. S. Micron-scale plasma membrane curvature is recognized by the septin cytoskeleton. Journal of Cell Biology. 213 (1), 23-32 (2016).
  21. Li, X. et al. A nanostructure platform for live-cell manipulation of membrane curvature. Nature Protocols. 14 (6), 1772-1802 (2019).
  22. Su, M. et al. Comparative study of curvature sensing mediated by F-BAR and an intrinsically disordered region of FBP17. iScience. 23 (11), 101712 (2020).
  23. Mayer, L. D., Hope, M. J., Cullis, P. R. Vesicles of variable sizes produced by a rapid extrusion procedure. Biochimica et Biophysica Acta. 858 (1), 161-168 (1986).
  24. Santoro, F. et al. Revealing the cell-material interface with nanometer resolution by focused ion beam/scanning electron microscopy. ACS Nano. 11 (8), 8320-8328 (2017).
  25. Platt, V. et al. Influence of multivalent nitrilotriacetic acid lipid-ligand affinity on the circulation half-life in mice of a liposome-attached His6-protein. Bioconjugate Chemistry. 21 (5), 892-902 (2010).
  26. Williams, D., Vicogne, J., Zaitseva, I., McLaughlin, S., Pessin, J. E. Evidence that electrostatic interactions between vesicle-associated membrane protein 2 and acidic phospholipids may modulate the fusion of transport vesicles with the plasma membrane. Molecular Biology of the Cell. 20 (23), 4910-4919 (2009).
  27. El Alaoui, F. et al. Structural organization and dynamics of FCHo2 docking on membranes. Elife. 11, e73156 (2022).
  28. Seu, K. J. et al. Effect of surface treatment on diffusion and domain formation in supported lipid bilayers. Biophysical Journal. 92 (7), 2445-2450 (2007).
  29. Hung, Y. F. et al. Amino terminal region of dengue virus NS4A cytosolic domain binds to highly curved liposomes. Viruses. 7 (7), 4119-4130 (2015).
  30. Hatzakis, N. S. et al. How curved membranes recruit amphipathic helices and protein anchoring motifs. Nature Chemical Biology. 5 (11), 835-841 (2009).
  31. Johnson, J. M., Ha, T., Chu, S., Boxer, S. G. Early steps of supported bilayer formation probed by single vesicle fluorescence assays. Biophysical Journal. 83 (6), 3371-3379 (2002).
  32. Jing, Y., Trefna, H., Persson, M., Kasemo, B., Svedhem, S. Formation of supported lipid bilayers on silica: relation to lipid phase transition temperature and liposome size. Soft Matter. 10 (1), 187-195 (2014).
  33. Cole, R. W., Jinadasa, T., Brown, C. M. Measuring and interpreting point spread functions to determine confocal microscope resolution and ensure quality control. Nature Protocols. 6 (12), 1929-1941 (2011).
  34. Itoh, T. et al. Dynamin and the actin cytoskeleton cooperatively regulate plasma membrane invagination by BAR and F-BAR proteins. Developmental Cell. 9 (6), 791-804 (2005).
  35. Florentsen, C. D. et al. Annexin A4 trimers are recruited by high membrane curvatures in giant plasma membrane vesicles. Soft Matter. 17 (2), 308-318 (2021).
  36. Sarkar, Y., Majumder, R., Das, S., Ray, A., Parui, P. P. Detection of curvature-radius-dependent interfacial pH/polarity for amphiphilic self-assemblies: positive versus negative curvature. Langmuir. 34 (21), 6271-6284 (2018).
  37. Raiborg, C., Stenmark, H. The ESCRT machinery in endosomal sorting of ubiquitylated membrane proteins. Nature. 458 (7237), 445-452 (2009).
  38. Alqabandi, M. et al. The ESCRT-III isoforms CHMP2A and CHMP2B display different effects on membranes upon polymerization. BMC Biology. 19 (1), 66 (2021).
  39. Leitenberger, S. M., Reister-Gottfried, E., Seifert, U. Curvature coupling dependence of membrane protein diffusion coefficients. Langmuir. 24 (4), 1254-1261 (2008).
  40. Bozelli, J. C., Jr. et al. Membrane curvature allosterically regulates the phosphatidylinositol cycle, controlling its rate and acyl-chain composition of its lipid intermediates. Journal of Biological Chemistry. 293 (46), 17780-17791 (2018).
  41. Parthasarathy, R., Yu, C. H., Groves, J. T. Curvature-modulated phase separation in lipid bilayer membranes. Langmuir. 22 (11), 5095-5099 (2006).
  42. Yuan, F. et al. Membrane bending by protein phase separation. Proceedings of the National Academy of Sciences. 118 (11), e2017435118 (2021).
  43. London, E. Membrane structure-function insights from asymmetric lipid vesicles. Accounts of Chemical Research. 52 (8), 2382-2391 (2019).
  44. Rossetti, F. F., Textor, M., Reviakine, I. Asymmetric distribution of phosphatidyl serine in supported phospholipid bilayers on titanium dioxide. Langmuir. 22 (8), 3467-3473 (2006).
  45. Richter, R. P., Maury, N., Brisson, A. R. On the effect of the solid support on the interleaflet distribution of lipids in supported lipid bilayers. Langmuir. 21 (1), 299-304 (2005).
  46. Wacklin, H. P., Thomas, R. K. Spontaneous formation of asymmetric lipid bilayers by adsorption of vesicles. Langmuir. 23 (14), 7644-7651 (2007).
  47. Lin, W. C., Blanchette, C. D., Ratto, T. V., Longo, M. L. Lipid asymmetry in DLPC/DSPC-supported lipid bilayers: a combined AFM and fluorescence microscopy study. Biophysical Journal. 90 (1), 228-237 (2006).

Play Video

Bu Makaleden Alıntı Yapın
Miao, X., Wu, J., Zhao, W. A Nanobar-Supported Lipid Bilayer System for the Study of Membrane Curvature Sensing Proteins in vitro. J. Vis. Exp. (189), e64340, doi:10.3791/64340 (2022).

View Video