An Implantable System For Chronic In Vivo Electromyography

David Zealear; Yike Li; Shan Huang

doi:10.3791/60345

JoVE Journal > Neuroscience

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Neuroscience

מערכת ולוהשתלות לכרוני בVivo האלקטרומגרפיה

Published: April 21, 2020

doi:

10.3791/60345

David Zealear¹, Yike Li¹, Shan Huang¹

¹Department of Otolaryngology,Vanderbilt University Medical Center

Summary

המוצג כאן הוא פרוטוקול עבור ייצור של מערכת הוהשתלות עבור בהקלטה vivo כרונולוגי של פוטנציאל אלקטרומגנט מעורר וספונטני. המערכת חלה על חקירת שימור של שרירי הגרון לאחר פגיעת העצבים.

Abstract

אלקטרומגרפיה (EMG) מודד את תגובת השריר לגירוי חשמלי או פעילות ספונטנית של יחידות מנוע וממלא תפקיד חשוב בהערכת הפונקציה הנוירו-מולקולרית. הקלטה כרונית של פעילות EMG המשקף סטטוס השריר של שריר לאחר פגיעה בעצב הוגבלה, בשל האופי הפולשני של טכניקות הקלטה EMG מסורתיות. בהקשר זה, מערכת ההשתלות מיועדת לטווח ארוך, בהקלטה vivo EMG ובגירוי עצבי. הוא יושם ונבדק במחקר על שימור של שרירי הגרון. מערכת זו מורכבת 1) שני האזיקים עצביים דו קוטבית ומוביל לעירור כל אחת משתי העצבים: העצב החוזר ונשנה של הגרון (RLN) והענף הפנימי של העצב העליון לגרון (SLN); 2) שני אלקטרודות הקלטה EMG ומוביל עבור כל אחד משני שרירי הגרון: השריר האחורי (PCA) שריר והתריס-מורכב השרירים לרוחב (TA-LCA) שרירים; ו-3) ממשק העור מקשר את כל המסופים המובילים להקלטה ומגבר הקלטה חיצוני באמצעות כבל חיבור. החוט מוביל הם טפלון מצופה, רב חוט, סוג 316 נירוסטה. הם מתפתל ויכולים למתוח במהלך תנועת הגוף של החיה הערה כדי למנוע הגירה שבירה ואלקטרודה. המערכת הזאת מושתל. במהלך ניתוח ביוב לאחר מכן, הקלטות EMG בסיסית מתבצעות לפני RLN הוא ההמרה בניתוח השני כדי לחקור את השריר שריר. במהלך המחקר, הפעלות פיזיולוגיות מרובות מתבצעות בעלי חיים מורדם כדי להשיג פעילות EMG מעורר וספונטני המשקף את מצב הרנרבציה של שרירי הגרון. המערכת קומפקטית, ללא זיהום במהלך המחקר, ועמיד מאוד. מערכת ההשתלות הזאת יכולה לספק פלטפורמה אמינה למחקרים שבהם נדרשת הקלטה ארוכת טווח או גירוי עצבי בבעל חיים מורדם או מרגש באופן חופשי.

Introduction

הקלטת EMG היא טכניקה שימושית עבור מדידת פעילות חשמלית המיוצר על ידי שריר השלד כאשר מופעל על ידי גירוי חשמלי של העצב שלה או ירי ספונטני של יחידות המנוע שלה. מעקב אחר אותות EMG ניתן להשתמש להערכת שידור עצבי וביומכניקה שריר¹. הקלטת emg גם ממלאת תפקיד חשוב באפיון האיכות והיקף הפעולה של השריר בעקבות פגיעה בעצב²^,³^,⁴^,⁵. עם זאת, לא ניתן להשיג הקלטות EMG מרובות במהלך המשך הזמן כולו באמצעות גישה פולשנית. לכן, התקנים מוהשתלות עוצבו ופותחו לגירוי חוזר ונשנה כרוני במערכות נוירו-מולקולרית⁶^,⁷^,⁸^,⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹²^,¹³. מטרת הנייר היא לתאר פרוטוקול לייצור והשרשה של מערכת יציבה להשגת נתוני EMG כרונולוגי אמינים מהגרון.

מערכת זו מיושמת כאן לחקר השריר הגרון השרירים. סקירה קצרה של הגרון מסופקת לאוריינטציה (איור 1). תיאום מדויק בין המרכיבים הסנסוריים והמוטוריים חיוני לתנועה שרירית נכונה במהלך נשימה, השאיפה והגנה על דרכי הנשימה. שריר ה-PCA, הממוקם בגרון האחורי, הוא החוטף היחיד של קיפול הקול. שריר זה מופעל באופן ספונטני במהלך השראה כדי להגדיל את האזור סדקי לאינהלציה. מתחם ה-TA-LCA הוא האדדוקטור העיקרי של קיפול הקול. הפעלה של מתחם שריר זה יחד עם וני אחר (כלומר, השריר האינטרקיאיד) מדיה את הקיפול עבור רטט והפקת סאונד ולסגור את הקיפול להגנה על דרכי הנשימה במהלך הבליעה.

בנוסף, סיבי תא העצב המוטוריים innervate שני חוטפי והשרירים האדדוקטור ב-RLN. השרירים והחוטף ניתן להבחין בהתבסס על הרכב יחידת¹⁴^{מנוע 14,}¹⁵. השריר PCA המוצגים עלה ירי במהלך hypercapnic ו/או ארוי תנאים¹⁶ בשל נוכחותם של inspiratory יחידות מנוע. לעומת זאת, הסגר glottic הרפלקס (RGC) יחידות מוטוריות, אשר סוגרים את glottic ניגודיים באמצעות הפעלה של קולטני חושים בתוך רירית הגרון, נמצא במתחם השריר TA-LCA. הענף הפנימי של עצב הלוע העליון (SLN) נושא את סיבי החישה של קולטני החושים בגרון¹⁷. למרות שהקול הוא בעיקר פונקציה וני, שני חוטפי ו וני יחידות מנוע מעורבים התנהגות זו התפתחה במיוחד הגרון.

איור 1: אנטומיה של הגרון. מוצגים גם המרכיבים של מערכת ההשתלות הזאת. SLN = עצב הלוע העליון; RLN = העצב הגרון חוזרות ונשנות; PCA = שריר השריר האחורי; TA-LCA = ביוקיאיד-קומפלקס השריר הצדדי השריטני; DBS = גירוי מוחי עמוק. הדמות הזו שוחזר. באישור מוילי²⁷ אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

הפציעה של rln יכול לגרום שיתוק ווקאלית קיפול (vfp), אשר פשרות הן חטיפת פונקציות האדדוטינג בשל השריר הגרון השרירים¹⁴^,¹⁸^,¹⁹. לאחר מכן, התחדשות של סיבי העצב RLN ולאחר שימור של השרירים מתרחשת בדרך כלל. עם זאת, הליך משנה הוא תהליך אקראי והתוצאה היא התחברות לא מתאימה לשריר ברוב המקרים. זה נקרא synkinesis, שבו הפעלה ספונטנית של חוטף ו וני האנטוניסטים הוא פגום ומייצרת התנועה לא יעילה או אפילו פרדוקסלי של קפלי הקול¹⁴^,¹⁹^,²⁰^,²¹. עם synkinesis, הפונקציה הקריטית שאבדה היא חטיפה בקיפול הקול, וכתוצאה מכך אוורור לקוי. למרות שישנם ניסיונות שוטפים לטיפול synkinesis הלוע על ידי אחד 1) חסימת הסגר glottic עם בוטוקס²²^,²³ או 2) חשמלית מגרה את הפתיחה glottic עם קוצב לב מוהשתלות²⁴^,²⁵, אין התערבות קלינית כי אמין מונע synkinesis²⁶. עם זאת, יש ראיות כי מיזוג חשמלי של שריר PCA במהלך הפסקה בתדר נמוך מקדם חיבור העצבי המתאים השרירים ממזער synkinesis מלקרות. הלימודים מתנהלים כיום כדי להבהיר את המנגנונים הבסיסיים².

מוקד המאמר הוא לתאר מערכת פשוטה וזולה להשתלות לגירוי עצבי כרוני והקלטת EMG. מערכת זו יכולה לשמש כדי לחקור את ההשפעות של מיזוג חשמלי בתדר נמוך של שריר PCA על הספציפיות של הרפסיבציה הבאים. אותות EMG המתקבלים על ידי מערכת זו יכול לשקף את האיכות והכמות של השריר הגרון שריר לאורך זמן.

Protocol

מחקר זה אושר על ידי הטיפול בעלי חיים מוסדיים והוועדה להשתמש (IACUC) של אוניברסיטת ואנדרבילט והוא נערך בהתאם למדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה (המכון הלאומי לבריאות, בת, מרילנד). מערכת זו כוללת חמישה רכיבים מותכלים וכבל חיצוני אחד. 1. שני דו קוטבית מגירוי RLN האלקטרודה אזיקים, כל אחד עם זוג חוטי העופרת המתפתל פינים מסוף השימוש טפלון מצופה, רב חוט, סוג 316 חוט נירוסטה (עם קוטר מבודד של 0.0078 “או 0.198 מ”מ) עבור כל חוט עופרת השרוול. גזור 70 ס מ אורך של חוט והסליל אותו לתוך מעיין 12 ס מ באמצעות מכשיר לימון או להשיג הפניות מתפתל טרומיים. במידת הצורך, למתוח את הקפיץ כדי להגדיל את אורכו עבור כל אתר שתל. השאירו את קצות ההפניות מתפתל ישר על 3 מ”מ ו 10 מ”מ באורכים ולבודד אותם. הלחמה סיכה מצופה זהב נקבה הפין על קצה 3 מ”מ של עופרת מפותל. כדי להכין את החפתים העצביים, לחתוך קטע 5 מ”מ של צינור סיליקון (OD = 0.156”, ID = 0.094 “; או OD = 3.96 מ”מ, ID = 2.39 mm) מגליל של אבובים. כדי להוסיף הפניה לתוך הצינור, להשתמש 25 גרם מחט תת-עורית לחדור דרך הקיר אבובים 1.5 מ”מ מהקצה ומחוץ למרכז קרוב לקיר הפנימי. מילוי מאחור של 10 מ”מ קצה העופרת לקצה המחט. משיכת המחט כדי להפקיד את החלק הבודד לתוך הצינור. התכופף לאחור את קצה החוט החשוף מחוץ לצינור וסובב על הקצה בנקודת הכניסה לתוך הצינור.הערה: השתמש במיקרוסקופ הפעלה כדי לבצע שלבים אלה. הגשוש יכול להיות ממוקם בתוך הצינור כדי לעקם את התיל על הקיר הפנימי. המטרה היא למקם את החלק החשוף של התיל כך גירויים יכולים להיות מועברים לעצב מבלי לסכן נזק מכני לעצב. הכנס את ההפניה השנייה 1.5 מ”מ מהקצה הנגדי של הצינור באמצעות אותו ההליך. יישר את נקודת הכניסה של ההפניה הראשונה. נקב את הקיר במחט כך שהחלק החשוף של התיל מופקד בסמוך לקיר הפנימי המנוגד לקצה הראשון.הערה: התבוננות בצינור, שני אלקטרודות הגירוי צריך ליצור צורת V 45 °, אשר יהיה סביב העצב פעם אחת במקום ולהבטיח משלוח הנוכחי דרך העצב מ אנודת כדי קתודה. לעשות חתך בצורת S בקיר הצינור מול נקודות האלקטרודה של הכניסה באמצעות זוג מספריים מעוקל.הערה: השפתיים הספירלה של השרוול ניתן לפתוח כדי למקם את העצב בתוך בין אלקטרודות במהלך הניתוח. הכנס אורך של 6-0 מונופינט, תפר לא נספג לתוך הקיר השרוול בכל קצה באמצעות מחט מיקרוכירורגית מעוקל לסוף בסופו של דבר השרוול סביב העצב. להחיל כיתה רפואית סוג-ג’ל סיליקון לבודד מחדש את כל התיל חשופים מחוץ לשרוול. 2. שני דו-קוטבית SLN גירוי אלקטרודה האזיקים, כל אחד עם זוג חוטי העופרת המתפתל פינים מסוף להרכיב את SLN הגירוי השרוול האלקטרודה באותו אופן כמו RLN הגירוי השרוול האלקטרודה. עם זאת, להשתמש בקוטר קטן (OD = 0.125 “, ID = 0.062”; או OD = 3.18 מ”מ, ID = 1.57 mm), כי העצב הוא קטן יותר בקוטר. 3. שני שרירים PCA הקלטה אלקטרודות, כל אחד עם חוט עופרת מפותל ו Pin מסוף להרכיב עופרת מתפתל על האלקטרודות שריר PCA כפי שנעשה בשלב 1.1. הלחמה סיכה נקבה על עופרת כפי שנעשה בשלב 1.2. הכנס את הקצה 10 מ”מ של השריר PCA להוביל לתוך הקצה של גירוי מוחי עמוק (DBS) האלקטרודה באמצעות אסטרטגיה זהה עבור החדרת מחט מוביל לתוך השרוול (שלב 1.4). לכופף את סוף ההפניה כדי ליצור וו ולגזור אותו כדי לספק סכום של 5 מ”מ אורך הקלטה.הערה: ביישום זה, השריר PCA ומסופי העצבים הreinnervating שלה חשופים למיזוג חשמלי. גירויים מופקים על ידי גנרטור הדופק ולוהשתלות (IPG) ונמסר שריר הגרון דרך אלקטרודה DBS (איור 1, שיבוץ). מערכת זו מותאמת גירוי מוחי טיפולי (למשל, מחלת פרקינסון). האלקטרודה DBS תצורף לכיס תת-שרירי ומעוגנת במקומו. אם הטכנולוגיה עבור מיזוג חשמלי של השריר אינו נדרש, האלקטרודה PCA EMG יכול להיות מוכנס ישירות לתוך השריר מעוגן על ידי הוו שלה. 4. שני TA-LCA קומפלקס שרירים EMG אלקטרודות הקלטה, כל אחד עם חוט עופרת מפותל וסיכת מסוף להרכיב עופרת מתפתל על האלקטרודות שריר TA-LCA כפי שנעשה בשלב 1.1. הלחמה סיכה נקבה על עופרת כפי שנעשה בשלב 1.2. בלו a 5 מ”מ x 10 מ”מ פיסת מלבנית של השתל פוליאסטר סרוג. לעשות חור במרכז הרשת עם 20 גרם מחט תת-עורית. להציג את הקצה 10 מ”מ של העופרת לתוך החור עם תוספת 3 מ”מ של סליל בולטות מעבר לחור. להצמיד את ההובלה לרשת באמצעות 6-0 מונופינט, תפר לא נספג.הערה: פיסת רשת זו ישמש לעגן את האלקטרודות להוביל את הסחוס בבלוטת התריס על מתחם השריר. לכופף את סוף ההפניה כדי ליצור וו ולגזור אותו כדי לספק סכום של 5 מ”מ אורך הקלטה. 5. משקע העור לחיבור ממשק בין אלקטרודות וציוד חיצוני לנצל שורה אחת הנקבה פס סיכה מחבר כדי להפוך את כלי הקיבול. חותכים שתי חתיכות (כל 17.5 מ”מ אורך) מהרצועה, כל אחד המכיל שמונה חורים פינים. ראשית, הקשוחים המשטחים החיצוניים של כל פיסת עם נייר זכוכית, ולאחר מכן להדביק אותם יחד עם פנול בתוך מכסה לעשות מחבר כפול שורה. מניחים את המחבר בתוך 60 – 80 ° c בתוך מכסה המנוע עבור 30 דקות כדי לאפשר התקשות דבק.הערה: תבנית הרכבה זו של שורה כפולה תספק נוחות בהקצאה של מחורר עבור אלקטרודות צד ימין לעומת שמאל. חותכים פיסת 25.6 mm אורך מהרצועה כדי להפוך את הלוח של המחבר (החלק שיהיה בולטות מחוץ לאתר השתל עבור העור עיגון). חותכים a 5.4 mm x 17.4 מלבני חור באמצע הלוח עם אזמל. הנח את מחבר השורה הכפולה בתוך החור המלבני של הלוח הלבן עד שהוא יהיה מרוקן עם המשטח של הלוח ללא בליטה. אם המחבר אינו מתאים לתוך החור המלבני של הלוח, החור יכול להיות מוגדל במקצת עם קובץ. מאחר שחורי המחברים אינם סימטריים, הכנס את קצה המחבר עם החורים בקוטר הגדול יותר לתוך הלוח.הערה: כתוצאה מכך, סיכת נקבה המוכנסת לקצה הנגדי של המחבר עם חור הקוטר הקטן יותר, תינעל ותינעל במקומה. השתמש ב-פנול כדי להדביק את המחבר ואת הלוחית. מניחים את ההרכבה בתוך 60 – 80 ° צ’ מים בתוך מכסה המנוע עבור 30 דקות כדי לאפשר התקשות דבק. מקדחה חור 1.3 מ”מ בכל פינה של הלוח הפנים ועל כל צד של הלוח הפנים באמצע הקצוות של שישה חורים כולל.הערה: החורים האלה ישמשו לתפר את מיכל העור האחרון באתר השתל. חותכים בצינור 15 מ”מ אורך של השתל פוליאסטר סרוג כדי להקיף את ההרכבה מתחת לצלחת, מה שהופך את ההרכבה ביולוגי תואם. כדי לתקן את הצינור להרכבה, השתמש במחט תת-עורית כדי לשרשר חוטי נירוסטה דרך הקיר בשלוש עמדות מרווח באופן שווה (כל 3.8 מ”מ בנפרד) לאורך אורכו. מקם חריצים במרווחים שווים בכל פינה של המחבר כדי לעגן את החוטים כנגד משטח ההרכבה. לסובב את הקצוות של כל חוט עם זוג צבת כדי להפוך את הצינור להרכבה כדי ליצור חצאית. הפוך סימון קבוע על טלאי פוליאסטר בקצה אחד של כלי הקיבול.הערה: השתמש בסימון זה כדי לזהות את הקצה הrostral של כלי הקיבול במהלך ניתוח השתל. Rostral כדי caudal כיוון, את משימה האלקטרודה הבאה עבור כל אחת משתי השורות (צד שמאל בצד ימין) צריך להיות כדלקמן: PCA EMG, TA-LCA EMG, חור ריק, חור ריק, RLN anode, RLN קתודה, SLN anode, ו-SLN קתודה. 6. כבל חיבור חיצוני להקלטה טרום-מגבר ומגירוי הערה: הכבל משמש ליצירת קשרים בין כלי הקיבול לעור מושתל וציוד חיצוני במהלך שימוש גירוי עצבי EMG הקלטה (סעיפים 8 ו -10). הוא מורכב 12 חוטים בידודים המסיימים עם פינים זכריים כדי להכניס לתוך סיכות נקבה בכלי הקיבול לעור. כבל זה מורכב משני חלקים: תקע EMG הקלטה וחוטי גירוי עצבי. הקלטת ההקלטה הכרחית כדי לבודד אותות מתח EMG נמוך מפני ממצאים מתח גבוה יותר הקרנת מסיכות גירוי. מאותה סיבה, שני חורים בכל שורה של כלי הקיבול של העור נותרו ריקים כדי להפריד פינים הקלטה מפינים גירוי. כדי לבצע את תקע ה-EMG, השתמש במחבר רצועה גברית (באותו אורך וברוחב, אך במחצית הגובה של מחבר נקבה). חותכים אותו לשני חלקים, כל אחד מכיל רק שני חורים. מוספית את שני החלקים באמצעות דבק פנול באמצעות אותה גישה כדי להפוך את המחבר כפול שורה בכלי הקיבול לעור (שלב 5.1). קח את ארבעת החוטים של ההקלטה EMG בכבל ולהכניס סיכות זכר הטרמינל שלהם לתוך כל אחד מארבעת החורים עד שהם נעולים במקום עם הטיפים בולטות מעבר לקצה הרצועה. השתמש במלט עצם לאטום את החלק העליון של התקע לבודד את הצמתים סיכת חוט. השתמשו בשמונת החוטים הנותרים בכבל ומסיימים בפינים זכריים כדי ליצור קשרים בודדים לאזיקי העצבים באמצעות סיכות הנקבה שלהם. 7. השתל הראשון כירורגיה להשיג 1 – 2 בן, 20-25 ק”ג כלבים של מין או מחווה מורשה. Acclimate החיה לפני ניתוח השתל ספיגה. לעשות באוטוקלב כל הציוד לפני הניתוח. מזון מעכב 10 – 12 h לפני הניתוח. . הכן את בעל החיים לניתוח גלח את ראשו וצווארו של בעל החיים ונקה את העור באלכוהול ובתמיסה של הבטאדין. מייבשים את החיה על ידי הזרקה של 2 – 4 מ”ג/ק”ג tiletamine ו זאזפם שילוב, ואחריו 3% isofלוריאן חמצן באמצעות צנרור. מניחים את החיה על שולחן הפעלה עם משטח חימום במצב פרקדן וכירורגית לעטוף את החיה. הצג את קצב פעימות הלב של בעל החיים, קצב הנשימה, טמפרטורת הגוף ורוויית החמצן לפחות כל 15 דקות במהלך הניתוח כדי להבטיח יציבות פיזיולוגית במישור הרדמה מתון. הפוך את קו הצוואר באמצע חתך מחריץ בלוטת התריס כדי נובריום. לנתח את קנה הנשימה חינם מן הוושט ולחשוף את הגבול הנחות של הסחוס cricoid. מקמו את הגירוי על כל אחד מהסלבים הדו והכל. סגור את השפתיים של כל החפתים בעזרת התפרים הסגורים. לעשות חלון הסחוס עם אגרוף ביופסיה (4 מ”מ בקוטר) במשטח הקדמי של הסחוס בלוטת התריס בכל צד. לחשוף את ההיבטים הצדדיים של מתחמי שריר TA-LCA. הכנס את אלקטרודות ההקלטה EMG לתוך מתחמי שריר TA-LCA באמצעות מחט של 23 גרם על ידי החדרת בארב לקצה של המחט. תפר את פוליאסטר האלקטרודה תיקון אל הסחוס. מניחים את האלקטרודה DBS יחד עם המלווה שלה-תיל EMG הקלטה מתחת לשריר PCA בכל צד. השתמש באנדוסקופ כדי לוודא שהגירוי מייצר חטיפה של קיפול קולי לכל ערוץ. מעגן את אלקטרודות DBS לסחוס cricoid על ידי 4-0 תפרים שאינם נספגים. הכנס את כל החוטים המובילים של החוט העצבי-EMG הקלטה אלקטרודות לתוך השקע באמצעות סיכות נקבה שלהם. לחצו על הפינים לחורים עם כלי הכנסה מיושן מתוך דימום. לאטום את המשטח הנחות של השקע כדי לבודד את סיכת עופרת הצמתים באמצעות מלט העצם. לאחר הבטון מתקשה, מניחים את השקע בקצה rostral של החתך האמצע בתוך העור ותפרים אותו לרקמות תת עורית דרך חצאית הפוליאסטר שלה. הצמד את קצה העור לכלי הקיבול באמצעות תפרים העוברים דרך החורים בלוחית הצבע.הערה: ללסת אחת של הדימום יש קצה. שמוביל לחור של כיור נגדי החוט המוביל יכול להיות ממוקם דרך הסדק לתוך החור וכיור נגד הניח כנגד ראש הסיכה. הלסת השנייה מונחת בצד הנגדי של כלי הקיבול. לחיצה על ההדימום מקיש את הסיכה לתוך חור הקיבול שלו. לעשות חתך על הצוואר השמאלי כדי לחשוף את שריר הטרפז. לבצע את הניתוח כדי להפוך כיס תת שרירי למיקום של גנרטור הדופק מוהשתלות. מנהרה כל DBS להוביל תת-עורי לחתוך את הצוואר לכניסה IPG. סגור את כל הפצעים המנתחים עם תפרים. נטר את בעל החיים מקרוב עד להתאוששות מלאה מהניתוח. לספק משככי כאבים שלאחר הניתוח (למשל, בופריפין: 0.01 – 0.02 mg/ק”ג) באופן שגרתי עד 48 h. ניהול אנטיביוטיקה (למשל, cefpodoxime: 10 מ”ג/ק”ג) בעל פה לבעל החיים לפחות 3 ימים. הבית החיה בלבד לאחר מכן לאורך כל המחקר, ולהגביל את הפעילות לתקופה של 10 ימים כדי לאפשר ריפוי הפצע נורמלי וייצוב של המכשיר מושתל.הערה: יש לנקות את מיכל העור מדי יום עם תמיסת חיטוי התואמת לרקמה. בנוסף, יש להכניס סיכות זכר בדמה לפינים הנשיים של כלי הקיבול לעור באופן שגרתי, למעט במהלך הפעלות ההקלטה של EMG. תמרון זה ימנע הצטברות של פסולת בכלי הקיבול, לאפשר התקשרויות אפקטיביות להתבצע עם הכבל החיצוני, ולמנוע זיהום. 8. גירוי עצבי-EMG הקלטה הפעלות בתוכנית הבסיסית הערה: בצע הפעלות אלה 2x – 3x לאחר ניתוח השתל (סעיף 7) ולפני ניתוח מעבר העצבים (סעיף 9) כדי לקבל אותות EMG בסיסית כאשר ה-RLNs הדו הם שלמים. החל את הפרוטוקול הבא במהלך הפעלת הקלטה ברמה סטנדרטית של גירוי-EMG (סעיפים 8 ו-10). מזון מעכב לפני ההליך עבור 10 – 12 h. לסמם את בעל החיים עם tiletamine וזולפם שילוב (מינון הטעינה הראשונית 2 – 4 מ”ג/ק”ג על ידי הזרקה ולאחר מכן לתחזק עם 0.4 mg/ק”ג לשעה באמצעות קו העירוי). מניחים את החיה על משטח חימום במצב פרקדן ולשמור על החיה במישור מתון של הרדמה. עקוב אחר הסימנים החיוניים של בעל החיים במהלך ההליך כמתואר בשלב 7.2. הכנס אנדוסקופ נוקשה מדרגה אפס עם מצלמת וידאו מחוברת של CCD דרך מעבר הקול כדי להמחיש את התנועה לקפל ווקאלית ברמה של glottis. ממשק הכבל החיצוני המתחבר לגירוי המעבדה ו-EMG מגברים מראש לשקע העור באמצעות התקע והפינים שלו. חבר את התפוקות מהמגברים הקדם להתקן רכישת נתונים ו/או מיקום לתצוגה, להקלטה ולמדידה של אותות EMG. לספק גירויים (אחד מרובע גל פולסים, 0.1 – 0.5 ms משך, 0.5 – 2.0 mA משרעת) כדי RLNs שמאל וימין, בהתאמה, כדי להקליט תגובות EMG מעורר מתחמי ה-TA הדו-LCA ו PCA השרירים תחת כל תנאי. לספק גירויים (אחד מרובע גל פולסים, 0.1 – 0.5 ms משך, 0.5 – 2.0 mA משרעת) כדי SLNs שמאל וימין, בהתאמה, כדי להקליט תגובות EMG מעורר מתחמי ה-TA הדו-LCA ו PCA השרירים תחת כל תנאי. לספק CO2 מעורבב עם אוויר החדר דרך הפה של בעל החיים כדי לגרום hypercapnia ולהגדיל את מאמצי הנשימה של בעל החיים. הגבל את החשיפה ל-1 דקות, במהלכו יתרחש גיוס יחידת המנועים הinspiratory המקסימלית. הקלטת פעילויות EMG ספונטנית של מכלולי TA-LCA ושרירי PCA תחת המצב hypercapnic זה. נטר את בעל החיים עד להתאוששות מלאה מההרדמה והחזר את החיה למתקן. 9. הניתוח השני לטרדור עצבי והשקה בצע את הניתוח השני 10 – 14 ימים לאחר הניתוח הראשון. מזון מעכב 10 – 12 שעות לפני הניתוח. באמצעות הטכניקה המתוארת בשלב 7.2, יש להשתמש בשיטת החיים, לעטוף ולנטר את הסימנים החיוניים. הסירו את התפרים ופתחו מחדש. את החתך על ידי ניתוח קהה כשהדבר אפשרי למנוע נזק השרשה הקודם במהלך הקרע. לחשוף את העורקים הדו. דרך הקרע בידוד, העברה והאנסטופה כל עצב עם 7-0 מונופינט, תפרים לא נספגים כדי לגרום לשיתוק הגרון הדו. השאיפה את חתך הצוואר בתמיסת מלח סטרילית ובעזרת מלוחים לאנטיביוטיקה. סגרו את הרקמות השריריות והתת עורית תוך שימוש בתפרים נספגים 3-0. העור סגור עם 3-0 שאינם נספגים התפרים מונופינט. עקוב צמוד עם בעל החיים עד להתאוששות מלאה מהניתוח. לספק משככי כאבים (למשל, בוקאורפין: 0.01 – 0.02 mg/ק”ג) באופן שגרתי עד 48 שעות הדואר האלקטרוני. תן אנטיביוטיקה (למשל, cefpodoxime: 10 מ”ג/ק”ג) בעל פה לבעלי החיים לפחות 3 ימים. הגבל את בעל החיים מפעילות גופנית לתקופה של 10 ימים כדי לאפשר ריפוי הפצע נורמלי. 10. גירוי עצבי-EMG הקלטה הפעלות בעקבות פציעות RLN דו צדדית בצע הפעלות אלה 1x לשבוע במהלך 3 החודשים הראשונים, ולאחר מכן ביצוע שבועי לאחר מכן. בצע את הפרוטוקול המתואר בסעיף 8 עבור הפעלות אלה.

Representative Results

דוגמאות לרכיבים מוצגות באיור 2. משמאל לימין באיור 2A הם השרוול גירוי עצבי, TA-lca הקלטה אלקטרודה, הקלטה pca ההקלטה, ואת ממשק העור כלי קיבול, בהתאמה. ניתן להעריך את הגודל היחסי של רכיבים אלה. מיכל העור (איור 2B) כולל שתי שורות של חורים שבהם מוכנסים הסיכות הנשיות בסוף כל חוט מפותל (איור 2b). הם מוכנסים מול הלוח (חץ) במהלך ניתוח ההשתלה. לכלי הקיבול יש חצאית פוליאסטר (איור 2C) המצורפת למחבר הצדדי. חצאית זו מיועדת לעגן את כלי הקיבול במיקום על ידי חדירת רקמת חיבור. כל מצופה טפלון מצופי נירוסטה EMG להוביל (איור 2E) הוא מבודד (5 מ”מ) בקצה כדי ליצור אלקטרודה בצורת הוק עבור הקלטת שריר. לשרוול הגירוי יש שתי אלקטרודות. משורשרות נגד קיר השרוול הפנימי הם מופרדים במרחק של 2 מ”מ (איור 2F) ו טופס” V “צורה (איור 2f) כדי להבטיח משלוח הנוכחי על פני העצב. איור 2: מרכיבי מערכת השתל. (א) משמאל לימין הוא הגירוי העצבי, המעטפת TA-lca הקלטה אלקטרודה, הקלטה pca ההקלטה, וממשק העור כלי קיבול, בהתאמה. (ב) כלי הקיבול לעור מראה שתי שורות של חורים. (ג) השקע שמראה חצאית פוליאסטר המצורפת למחברים המחבר שלה. (ד) המתפתל תיל המכיל סיכות נקבה להיות מוכנס ל B. (E) טפלון מצופה פלדת אל-חלד emg עופרת היא בידוד (5 מ”מ) בקצה כדי ליצור אלקטרודה בצורת הוק עבור הקלטת שריר. (ו) השרוול גירוי יש שני אלקטרודות הליכי נגד הקיר הפנימי השרוול, אשר מופרדים על ידי 2 מ”מ. (G) “V” היווצרות הצורה של אלקטרודות כדי להבטיח משלוח הנוכחי על פני העצב. דמות זו השתנתה עם הרשאה27. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 3 מראה את כלי הקיבול לעור מושתל וכיצד הכבל מהציוד החיצוני פונה אל הנפחים. יצוין כי סיכות גברי דמה (לא מוצגים) מוכנסים לתוך הפינים הנשיים של השקע כדי לשמור אותם ללא פסולת בין הפעלות הקלטה. איור 3: כלי קיבול לעור וכבל ממשק. (א) מוצג כלי הקיבול לעור המושתל על הצוואר הקדמי ללא סיכות גבריות מזויפת. (ב) התמונה מתארת כיצד סיכות הגירוי ו-emg הקלטה תקע (חץ) של הכבל מציוד חיצוני הוא הפנים אל השקע במהלך הקלטה גירוי-emg עצבים. דמות זו השתנתה עם הרשאה27. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. איור 4 מציג הקלטת emg מאחת ההפעלות הבסיסיות עם ה-rlns ללא שינוי. איור 4: הקלטות EMG מן השרירים הגרון עם אינבציה רגיל. (א) הקלטה לדוגמה משריר pca שבו גירוי rln מייצרת חפץ הגירוי (חץ) ואחריו פוטנציאל emg גדול מעורר. (ב) הקלטה לדוגמה של מתחם שריר ה-TA-lca, שבו הגירוי sln מייצר חפץ הגירוי (חץ). מיוצגת כאן היא (a) השהיה קצרה תגובה שרירים מונוסינפטית ו (ב) תגובה ארוכה יותר של השהיה rgc ההשהיה. (ג) התפרצויות (חיצים) של פעילות emg ספונטנית נרשם משריר pca במהלך השראה רגילה. (ד) הגדלת פעילות emg inspiratory במהלך המסירה של CO2 . דמות זו השתנתה עם הרשאה27. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה. בהקלטה משריר ה-PCA (איור 4A), גירוי rln מייצרת חפץ הגירוי (חץ) ואחריו פוטנציאל emg גדול ומעורר. התשובות המרביות של RLN-בתגובה מספקות אינדקס טוב של הגודל הכולל של האינבציה הרגיל, כמו גם את רמת הריבציה בעקבות העצבים הבאים, ללא קשר לסוג היחידה המוטורית. זה נכון בגלל RLN מכיל סיבי עצב של inspiratory ומנועי הסגר כדורי רפלקס (RLN). גירוי RLN מגייס את שני סוגי היחידות. הפעילות מנוע EMG מעורר מוטורית הוא תיקון משולב מעל 20 ms תקופת זמן כדי לקבל מידה כמותית של אינבציה שריר. בהקלטה ממתחם השריר TA-LCA (איור 4B), גירוי sln מייצר חפץ הגירוי (חץ). פריט זה הוא אחריו השהיה קצר ההשהיה התגובה שריר מונוסינפטית (a) ו-השהיה ארוכה יותר RGC ההשהיה התגובה (ב). הפוטנציאל (a) הוא תגובה ישירה של השריר גרונית לוטת התריס, כי שריר זה הוא innervated על ידי הענף החיצוני הסמוך של sln. הפעלה תועה של ענף זה מתרחשת בדרך כלל במהלך גירוי השרוול העצבי של הענף הפנימי כדי להפעיל את התגובה RGC. הפוטנציאל גרונית לוטת התריס נרשם על ידי האלקטרודה TA-lca, כמו שריר זה ממוקם ליד הקומפלקס. מחקרים קודמים הראו כי פוטנציאל הקריקובלוטת התריס המעורר על ידי גירוי הענף הפנימי יכול להיות בוטלה באופן סלקטיבי על ידי הפשרת הענף החיצוני של SLN (קנאי, תצפיות שלא פורסמו). התגובות המרביות SLN-מעורר EMG משקפים את היקף האינבציה הטבעי של מתחם ה-TA-LCA באמצעות המסלול שלה RGC חושי-מנוע. לפני rln עצבי, אין RLN האינבציה של שריר PCA, אז אין פוטנציאל SLN צריך להיות מזוהה משריר זה. לאחר ההמרה העצבים ותיקון, הפוטנציאל SLN-מעורר משקפים את כמות התיקון הנכון של RGC של מתחם ה-TA-LCA מורכבות RGC שגויה של שריר PCA. פעילות RGC היא כימות על ידי תיקון ואינטגרציה על פני 20 ms תקופת זמן כדי ללכוד את כולו RGC גל. בתוך (איור 4C), צרורות (חיצים) של פעילות emg ספונטנית נרשמים מן השריר pca במהלך השראה רגילה. פעילות EMG inspiratory זו עולה על המסלול של CO2 משלוח, כפי שמוצג (איור 4d) במהירות לטאטא איטי. פעילות PCA הספונטנית של EMG מספק אומדן טוב של הגודל של אינבציה נורמלי של שריר זה על ידי inspiratory motoneurons המקורי. אין inspiratory אינבציה של מתחם TA-LCA, כך אין פוטנציאל inspiratory צריך להיות מזוהה מן השרירים האלה. הסיבה לכך היא שרק יחידות מנוע inspiratory מעורבות בחטיפת מקפל הקול במאמץ inspiratory מקסימלי בבעלי החיים המורדם. לאחר ההמרה העצביים ותיקון, פוטנציאל inspiratory ספונטנית לשקף את הגודל של התיקון הנכון של השריר PCA ואת הגודל של מהירות שגויה של מתחם TA-LCA. הקלטות של פעילות inspiratory EMG הם מוגבר, לתקן, משולבים במשך תקופה של 8 s זמן.

Discussion

נייר זה מתאר את הצעדים הנדרשים בייצור של רומן, חסכוני, מערכת להשתלות לגירוי של עצבי הגרון והקלטה של תגובות EMG משרירי הגרון לאורך זמן. הפרוטוקול הוא מסובכת והוא יכול לייצר שתל כי הוא קומפקטי מספיק כדי להיות מנוצל בחיה קטנה כמו חולדה. קיימים מספר שלבים קריטיים שיש להדגיש. ראשית, חוטי העופרת צריך להיות מפותל בזהירות ואחיד כדי למנוע בידוד להוביל, המלך או שבירה. אם מכונת לקוטילינג אינה זמינה, ניתן להשיג הפניות מתפתל מהמתפתל באופן מסחרי. שנית, את האסטרטגיה של החדרת חוטים להוביל לתוך צינור סיליקון כדי ליצור “V” כי מעוברת את העצב הוא קריטי כדי לקדם את המסירה הנוכחית דרך העצב בתוך השרוול. אם שני ההפניות ממוקמות באותו צד של הצינורית, ניתן לגרום לשונטינג של הזרם בין האלקטרודות. חשוב גם כי ההפניות ממוקמות נגד הקיר הפנימי של הצינור כדי למנוע את האפשרות של פגיעה בפרוסה בעצב.

השלישי, במהלך ניתוח ההשתלה, עצבי הלוע צריך להיות גזור בזהירות כדי למנוע נזק. בשלב מאוחר יותר של השרשה, כאשר מכניס פינים לתוך כלי הקיבול, יש למרוח את הסיכה על הפין ביישור לגומה כדי למנוע כיפוף פתאומי של ראש הסיכה. לאחר מכן, מלט העצם צריך להיות מופץ ביסודיות על קרקעית הכלי לבידוד מלא ומניעת הוצלב בין הערוצים. לבסוף, מניעת זיהום היא קריטית כדי להבטיח יושרה של מערכת השתל לאורך זמן. זה יכול להיות מושגת על ידי שילוב של מספר תמרונים: תוספת של חצאית לכלי הקיבול, הניהול של אנטיביוטיקה, ניקוי יומי של הפצע והשקע עם פתרון אנטיספטי תואם רקמות, והצבת סיכות גברי דמה לתוך סיכות הנקבה של השקע כדי לשמור אותם נקיים של פסולת בין הפעלות.

הפרוטוקול הוכח מוצלחת. במודל האנדוסקופי של הכלב עם זאת, כמה שינויים או אסטרטגיות חלופיות עשויים להיחשב עבור יישומים אחרים. לדוגמה, קצות חישה מבודדים של PCA ו-TA-LCA EMG אלקטרודות מעוגנים השרירים על ידי אמצעי חיצוני-או השתל פוליאסטר או האלקטרודה DBS. ביישום שבו עיגון חיצוני אינו נחוץ או מבוצע, בארב של האלקטרודה לבד יכול לשמש עוגן. במקרה כזה, טפלון מצופה, פלדת אל-חלד, התיל מונופינט העצמי עשוי להיות עדיף תיל רב פילמנט לאור חוזק מתיחה גדול שלה, מתן בארב כי הוא יציב יותר ברקמה. עם זאת, יש לציין כי חוטי מרובה פילמנט עשויים להיות פחות מועדים לבירה. אסטרטגיה חלופית לייצור והרכבה של כלי הקיבול לעור הוא 3D-להדפיס באמצעות פולימרים ביולוגיים תואם (g., MED610 על ידי סטראסייס). הדבר עשוי לפשט את תהליך הייצור.

בעקבות ניתוח השרשה והתאוששות של בעל החיים, הפעלות פיזיולוגיות מתבצעות עם ה-RLNs עדיין ללא שינוי כדי לקבל נתונים בסיסיים. במהלך הפעלה, העדר אותות EMG משריר הגרון עשוי להתרחש בעקבות גירוי RLN. על מנת לפתור את הסיבה (טבלה 1), יש לקבוע תחילה אם התנועה מתקפלת בקול. אם הוא קיים, משמעות הדבר היא כי העצב מופעל ביעילות על ידי השרוול, אבל יש בעיה עם העופרת EMG. במצב זה, משתמשים צריכים להסתכל עוד יותר על החפץ הגירוי EMG. אם הפריט EMG נעדר, סביר להניח שאין המשכיות בכניסת EMG למגבר הקדם. 60-רעש מחזור יהיה גם נוכח וגדול משרעת. אם החפץ גדול, מונטינג מפין גירוי לסיכת ההקלטה עשוי להיות אחראי על השבת המגבר של הערוץ ומשמיד את תגובת EMG. אם החפץ הוא נורמלי, אז העופרת EMG כנראה נקע מן השריר ולא יכול לזהות את פעילותה. מצד שני, אם התנועה בקיפול הקול נעדרת, החוצפה אינה מופעלת. אם החפץ נעדר, ייתכנו המשכיות במעגל הגירוי, מניעת הפעלת עצבים. אם החפץ נראה נורמלי, העצב עלול להיפגע במהלך ניתוח השתל או השרוול אולי היגרו את העצב. אסטרטגיה דומה ניתן ליישם כדי לפתור את הגורם של אותות EMG נעדר במהלך גירוי SLN.

עצב מגורה	שריר היעד (s)	התנועה לקיפול קול לאיפסיצלעות	מניע	גורם
מיכל הרקול	PCA ו/או TA-LCA	כן	מחסור (60-רעש מחזור המתנה)	המשכיות בכניסת EMG למגבר קדם (לדוגמה, הפניה, סיכה, כבל);
			גדול	הצלבה בין הפינים להקלטה בכלי הקיבול
			נורמלי	נקע באלקטרודה EMG
		לא	נעדר	חוסר המשכיות במעגל גירוי
		לא	נורמלי	1. פציעה RLN; 2. נקע בשרוול
SLN	ת א-LCA	כן	מחסור (60-רעש מחזור המתנה)	המשכיות בכניסת EMG למגבר קדם (לדוגמה, הפניה, סיכה, כבל);
			גדול	הצלבה בין הפינים להקלטה בכלי הקיבול
			נורמלי	נקע באלקטרודה EMG
		לא	נעדר	חוסר המשכיות במעגל גירוי
		לא	נורמלי	1. הפציעה של SLN או RLN; 2. נקע בשרוול

טבלה 1: מדריך לפתרון בעיות.

יש לציין כי קיימות שתי הגבלות משניות ביישום הנוכחי של טכנולוגיה זו. ראשית, כיפוף פתאומי של הסיכה הנשית בזמן הכניסה לתוך כלי הקיבול אירע במספר מקרים. למרבה המזל, את הסיכות ניתן לישרו ולהכניס לתוך החורים שלהם בהצלחה. אם נזק לפינים הוא בלתי הפיך, יש להחליף את ההפניה ואת כל הרכיב שלו. לכן, רכיבי הגיבוי צריך להיות זמין בקלות לפני הניתוח. שנית, הזמן הנדרש להשלמת ההשתלה כירורגית הוא ארוך (~ 10 שעות). משך הזמן הארוך משקף באופן חלקי את המספר הגדול של גירוי ורכיבי ההמרה הנדרשים למחקר זה: ארבעה עצבים, ארבעה שרירים, כלי קיבול ו-IPG. אם פחות רכיבים נדרשים באמצעות טכנולוגיה זו, זמן ההשתלה צריך להיות מופחת באופן משמעותי (למשל, לשון החולדה דגם²⁸).

גישה טכנולוגית זו מציגה מספר תכונות שיש להן יתרון על פני שיטות קיימות. הסלילה של חוטי עופרת היא התכונה החדשנית והחשובה ביותר של מערכת זו. הפניות מתפתל אינן זמינות בדרך כלל עבור ניסויים לא מסחריים בעלי חיים למרות היתרונות הרבים שהם מספקים. ניתן להרחיב עופרת מתפתל לאורך הרצוי במהלך השרשה. עוד, זה יהיה למתוח את הערה, בעלי חיים מרגש כדי למנוע נקע של קצה האלקטרודה או חוט שבירה לאחר השרשה. תכונה זו מבטיחה אריכות ימים של השתל גירוי עצבי יציבה הקלטת שריר לטווח ארוך. יתר על כן, הוספת חצאית תואמת רקמה סביב השקע מונע חשיפה של הפצע לגוף זר זה ומקדם פיברוזיס רגילה ריפוי הפצע בהעדר זיהום. מחקרים קודמים ללא חצאית זו הביאו לזיהום מוקדם ולסיום מוקדם של הניסוי. לבסוף, מערכת השתל הזה הוא קומפקטי ורב מרובה, ומאפשר רכישת נתונים יעילים ממבנים נוירונטיים רבים בדגמי בעלי חיים בגודל שונים.

גישה טכנית זו הותאמה ותורגמו בהצלחה למודל חולדה. מחקר זה תוכנן כדי לחקור את ההשפעה של מיזוג חשמלי במניעת ניוון שרירים בלשון ותפקוד בתוך עכברוש ההזדקנות. עצבי ההיפוגלואל הושתל עם אלקטרודות השרוול לצורך התניה והלשון מושתל בעזרת אלקטרודות ההקלטה של EMG²⁸. טכנולוגיה זו יכולה גם להיות מנוצל ביישומי מחקר אחרים. כשלוחה של הפרוטוקול הנוכחי בגרון הכלבים, ההשפעות של מיזוג החשמל על קידום הרנרבציה סלקטיבית כרגע לומדים בשרירי הפנים של הארנב. מחקר זה עשוי לספק בסיס למניעת הפנים synkinesis בחולים עם שיתוק של בל, מצב רפואי משותף ומתישה. השימוש הפוטנציאלי הסופי בטכנולוגיה זו הוא לעורר ולהקליט באופן חופשי, בעלי חיים נעים. כיום, נתונים כאלה הושג באמצעות כבל חיצוני מתוך ער, חולדות לא מעצורים²⁸. בעתיד, מערכת חסכונית זו עשויה להיות גם בשילוב עם טכנולוגיית גירוי הקלטה מרחוק (למשל, טלמטריה) כדי להפעיל או לבדוק מערכות נוירוסקולריות באופן אלחוטי.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

המחברים מודים לד ר Hongmei Wu על תרומתו לטיפול בעלי חיים ואיסוף נתונים לאורך המחקר. אנו מודים לאיימי נונלי, ג’יימי אדקוק, פיל ויליאמס על עזרתם בניתוחים סטריליים. המומחיות והמסירות של הצוות של המכון לטיפול בבעלי חיים באוניברסיטת ואנדרבילט היה רב-ערך. מחקר זה נתמך על ידי NIH מענק U01DC016033.

Materials

20 G x 1" Gauge hypodermic needle	BD	305175
23 G x 1" Gauge hypodermic needle	BD	305145
25 G x 1" Gauge hypodermic needle	BD	305125
3-0 absorbable sutures, COATED VICRYL	Ethicon	J219H
3-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene	Ethicon	8684G
4-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene	Ethicon	8871H
6-0 monofilament, nonabsorbable taper needle suture, Prolene	Ethicon	8805
7-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene	Ethicon	M8735
Adhesive silicone solvent-Hexamethydisiloxane 98%	ACROS	code 194790100	for dilution of modical adhesive silicone
Bone cement	Zimmer	1102-16	20g powder 10ml liquid
Buprenorphine (Buprenex, ampules of 1ml)	Reckitt Benckiser Healthcare (UK) Ltd	12496-0757-1
CCD video camera attached to the endoscope	Sony	MCC500MD
Cefpodoxime (Simplicef 100mg tablets)	Zoetis	5228
Data acquisition device , PowerLab 16/35	ADInstruments, Inc	5761-E
Deep-brain stimulation (DBS) electrodes	Abbott	6172ANS
Digital oscilloscope	Tektronix	DPO71304SX
Implantable pulse generator (IPG), Infinity	Abbott	6660ANS
Knitted polyester graft	Meadox Medical Inc	92220	20mm in diameter
Medical Grade Polyethylene Micro Tubing	Amazon.com	BB31695-PE/13-10	OD 0.156", ID 0.094"
Metal female pin	Allied Electronics & Automation	220-S02-100
Metal male pin	CDM electronics	220-p02-1
Prefabricated coiled leads	Medical innovations Inc.
Silastic Laboratory Tubing	Cole-Parmer	2415569	OD 0.125", ID 0.062"
Silastic Medical Adhesive Silicone	Dow corning	Type A, 2 oz
Stainless steel monofilament wire	The Harris Products Group	type 316	0.008" (coated), 0.005" (bare)
Sterile Disposable Biopsy Punch (4mm)	Sklar Instruments	96-1146
Strip connector	CDM electronics	2.6 x 11.6 x 101.5 mm	single row, round, through hole
Teflon-coated multi-filament stainless steel wire	Medwire	Part 316, ss7/44T
Tiletamine and Zolazepam combination, Telazol – 5mL	Zoetis	004866
Tissue-compatible antiseptic solution, Nolvasan – 1 Gal.	Zoetis	540561
Zero-degree rigid endoscope	Karl Storz	8712AA

References

Electromyography. Wikipedia, The Free Encyclopedia Available from: https://en.wikipedia.org/wiki/Electromyography (2019)
Zealear, D. L., et al. Stimulation of denervated muscle promotes selective reinnervation, prevents synkinesis, and restores function. The Laryngoscope. 124 (5), 180-187 (2014).
Gaweł, M. Electrodiagnostics: MUNE and MUNIX as methods of estimating the number of motor units – biomarkers in lower motor neurone disease. Neurologia i neurochirurgia polska. 53 (4), 251-257 (2019).
Foerster, G., Mueller, A. H. Laryngeal EMG: Preferential damage of the posterior cricoarytenoid muscle branches especially in iatrogenic recurrent laryngeal nerve lesions. Laryngoscope. 128 (5), 1152-1156 (2018).
Lin, R. J., Smith, L. J., Munin, M. C., Sridharan, S., Rosen, C. A. Innervation status in chronic vocal fold paralysis and implications for laryngeal reinnervation. Laryngoscope. 128 (7), 1628-1633 (2018).
Koh, T. J., Leonard, T. R. An implantable electrical interface for in vivo studies of the neuromuscular system. Journal of Neuroscience Methods. 70 (1), 27-32 (1996).
Grimonprez, A., et al. A Preclinical Study of Laryngeal Motor-Evoked Potentials as a Marker Vagus Nerve Activation. International Journal of Neural Systems. 25 (8), 1550034 (2015).
Haidar, Y. M., et al. Selective recurrent laryngeal nerve stimulation using a penetrating electrode array in the feline model. The Laryngoscope. 128 (7), 1606-1614 (2018).
Kneisz, L., Unger, E., Lanmüller, H., Mayr, W. In Vitro Testing of an Implantable Wireless Telemetry System for Long-Term Electromyography Recordings in Large Animals. Artificial Organs. 39 (10), 897-902 (2015).
Inzelberg, L., Rand, D., Steinberg, S., David-Pur, M., Hanein, Y. A Wearable High-Resolution Facial Electromyography for Long Term Recordings in Freely Behaving Humans. Scientific Reports. 8 (1), (2018).
Horn, K. M., Pong, M., Batni, S. R., Levy, S. M., Gibson, A. R. Functional specialization within the cat red nucleus. Journal of Neurophysiology. 87 (1), 469-477 (2002).
Larson, C. R., Kistler, M. K. The relationship of periaqueductal gray neurons to vocalization and laryngeal EMG in the behaving monkey. Experimental Brain Research. 63 (3), 596-606 (1986).
Zealear, D., Larson, C. A Microelectrode Study of Laryngeal Motoneurons in the Nucleus Ambiguus of the Awake Vocalizing Monkey. Vocal Fold Physiology Volume. 2, 229-238 (1988).
Zealear, D. L., Billante, C. R. Neurophysiology of vocal fold paralysis. Otolaryngologic Clinics of North America. 37 (1), 1-23 (2004).
Zealear, D. L., et al. Electrical Stimulation of a Denervated Muscle Promotes Selective Reinnervation by Native Over Foreign Motoneurons. Journal of Neurophysiology. 87 (4), 2195-2199 (2002).
Insalaco, G., Kuna, S. T., Cibella, F., Villeponteaux, R. D. Thyroarytenoid muscle activity during hypoxia, hypercapnia, and voluntary hyperventilation in humans. Journal of Applied Physiology. 69 (1), 268-273 (1990).
Ludlow, C. L., Van Pelt, F., Koda, J. Characteristics of Late Responses to Superior Laryngeal Nerve Stimulation in Humans. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (2), 127-134 (1992).
Li, Y., et al. Comparison of Ventilation and Voice Outcomes between Unilateral Laryngeal Pacing and Unilateral Cordotomy for the Treatment of Bilateral Vocal Fold Paralysis. ORL. 75 (2), 68-73 (2013).
Mueller, A. H. Laryngeal pacing for bilateral vocal fold immobility. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 19 (6), 439-443 (2011).
Crumley, R. L. Laryngeal Synkinesis Revisited. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 109 (4), 365-371 (2000).
Hydman, J., Mattsson, P. Collateral reinnervation by the superior laryngeal nerve after recurrent laryngeal nerve injury. Muscle & Nerve. 38 (4), 1280-1289 (2008).
Marie, J. P., Navarre, I., Lerosey, Y., Magnier, P., Dehesdin, D., Andrieu Guitrancourt, J. Bilateral laryngeal movement disorder and synkinesia: value of botulism toxin. Apropos of a case. Rev Laryngol Otol Rhinol (Bord). 119 (4), 261-264 (1998).
Zealear, D. L., Billante, C. R., Sant’anna, G. D., Courey, M. S., Netterville, J. L. Electrically stimulated glottal opening combined with adductor muscle botox blockade restores both ventilation and voice in a patient with bilateral laryngeal paralysis. Annals of Otology, Rhinology and Laryngology. 111 (6), 500-506 (2002).
Zealear, D. L., et al. Reanimation of the paralyzed human larynx with an implantable electrical stimulation device. Laryngoscope. 113 (7), 1149-1156 (2003).
Mueller, A. H., et al. Laryngeal pacing via an implantable stimulator for the rehabilitation of subjects suffering from bilateral vocal fold paralysis: A prospective first-in-human study. Laryngoscope. 126 (8), 1810-1816 (2016).
Li, Y., Garrett, G., Zealear, D. Current Treatment Options for Bilateral Vocal Fold Paralysis: A State-of-the-Art Review. Clinical and Experimental Otorhinolaryngology. 10 (3), 203-212 (2017).
Li, Y., Huang, S., Zealear, D. An implantable system for In Vivo chronic electromyographic study in the larynx. Muscle & Nerve. 55 (5), 706-714 (2017).
Connor, N. P., et al. Tongue muscle plasticity following hypoglossal nerve stimulation in aged rats. Muscle & Nerve. 47 (2), 230-240 (2013).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite This Article

Zealear, D., Li, Y., Huang, S. An Implantable System For Chronic In Vivo Electromyography. J. Vis. Exp. (158), e60345, doi:10.3791/60345 (2020).

Automatically Generated