Nous présentons un protocole complet pour le diagnostic post mortem de la rage animale dans des conditions de terrain utilisant un essai immunochromagraphic rapide de diagnostic (RIDT), de l’échantillonnage de biopsie de cerveau à l’interprétation finale. Nous décrivons également d’autres applications utilisant le dispositif pour l’analyse moléculaire et le génotypage viral.
Les systèmes fonctionnels de surveillance de la rage sont essentiels pour fournir des données fiables et accroître l’engagement politique nécessaire pour lutter contre les maladies. À ce jour, les animaux soupçonnés d’être positifs à la rage doivent être soumis à une confirmation post mortem à l’aide de méthodes de laboratoire classiques ou moléculaires. Cependant, la plupart des zones endémiques se trouvent dans les pays à revenu faible ou intermédiaire où le diagnostic de la rage animale est limité aux laboratoires vétérinaires centraux. La faible disponibilité des infrastructures de surveillance entraîne une sous-déclaration de maladies graves en provenance de régions éloignées. Plusieurs protocoles diagnostiques nécessitant une faible expertise technique ont été récemment élaborés, ce qui donne l’occasion d’établir un diagnostic de rage dans des laboratoires décentralisés. Nous présentons ici un protocole complet pour le diagnostic post mortem sur le terrain de la rage animale à l’aide d’un test de diagnostic immunochromatographique rapide (RIDT), de l’échantillonnage de biopsie du cerveau à l’interprétation finale. Nous complétons le protocole en décrivant une autre utilisation de l’appareil pour l’analyse moléculaire et le génotypage viral. RILT détecte facilement le virus de la rage et d’autres lyssavirus dans les échantillons de cerveau. Le principe de ces tests est simple : le matériel cérébral est appliqué sur une bande d’essai où les anticorps conjugués d’or se lient spécifiquement aux antigènes de la rage. Les complexes antigène-anticorps se lient davantage aux anticorps fixes sur la ligne d’essai, ce qui donne une ligne pourpre clairement visible. Le virus est inactivé dans la bande d’essai, mais l’ARN viral peut être extrait par la suite. Cela permet à la bande d’essai, plutôt qu’à l’échantillon infectieux du cerveau, d’être envoyée en toute sécurité et facilement à un laboratoire équipé pour confirmation et typage moléculaire. Sur la base d’une modification du protocole du fabricant, nous avons constaté une sensibilité accrue aux essais, atteignant 98 % par rapport à la méthode de référence de référence de référence de référence de référence d’or, le test direct d’anticorps d’immunofluorescence. Les avantages du test sont nombreux : rapide, facile à utiliser, peu coûteux et aucune exigence pour l’infrastructure de laboratoire, comme la microscopie ou la conformité à la chaîne du froid. Les RIDU représentent une alternative utile pour les zones où les méthodes de diagnostic de référence ne sont pas disponibles.
La rage canine est la principale cause de la rage humaine, responsable mondialement d’environ 59 000 décès humains par an, presque tous dans les pays à revenu faible ou intermédiaire (LMICs) en Asie et en Afrique1. L’agent étiologique principal est un virus de la rage classique associé à la canine neurotropique (RABV, famille Rhabdoviridae, genre Lyssavirus, espèce Antiraby lyssavirus). Cependant, d’autres lyssavirus liés à la rage, qui circulent principalement chez les chauves-souris, causent également la maladie2,3. Dans les régions touchées, la surveillance et le contrôle des maladies sont souvent entravés par un engagement politique de faible niveau probablement dû au manque de données fiables4,5,6. L’une des raisons de la sous-déclaration de la maladie est l’absence de diagnostic en laboratoire, en partie en raison de l’accès limité aux laboratoires équipés et au personnel formé ainsi que des difficultés d’expédition des spécimens. Le diagnostic de laboratoire est nécessaire pour confirmer les cas de rage et permet en outre la caractérisation génétique des souches impliquées, fournissant un aperçu sur la transmission du virus au niveau régional4,5,7.
Les normes actuelles en or pour le diagnostic post mortem de la rage, approuvées par l’Organisation mondiale de la santé (OMS) et l’Organisation mondiale de la santé animale (OIE), sont le test d’anticorps fluorescents directs (DFAT), le test d’immunohistorichimie rapide directe (DRIT) et les méthodes moléculaires (p. ex., réaction en chaîne de polymérase de transcription inversée (RT-PCR)44,8. Toutefois, l’application appropriée dans les CMM demeure limitée en raison de l’insuffisance des installations de laboratoire dont l’alimentation électrique est incohérente, le transport par échantillonnage non refroidi et l’absence d’un système de gestion de la qualité. Étant donné que le diagnostic de la rage animale n’est généralement effectué que dans les laboratoires vétérinaires centraux des CMM, les données de surveillance existantes reflètent principalement la situation de la rage dans les zones urbaines.
Récemment mis au point des solutions de rechange diagnostiques à faible technologie offrent la possibilité d’établir un diagnostic de rage dans les régions éloignées et les laboratoires décentralisés de la rage4,8,9. Le test de diagnostic immunochromatographique rapide (RIDT) est un test de flux latéral basé sur l’immunochromatographie utilisant des anticorps de détecteur conjugués d’or et est un outil très prometteur de diagnostic de rage10,11,12,13. Le principe est simple : après dilution, le matériel cérébral est mélangé dans le tampon fourni, et quelques gouttes sont appliquées sur la bande d’essai où les anticorps monoclonaux conjugués d’or se lient spécifiquement aux antigènes de la rage, principalement les nucléoprotéines (Figure 1). Les complexes antigène-anticorps subissent alors une migration latérale du flux, se liant à la ligne d’essai (ligne T) à des anticorps fixes contre les antigènes de la rage, ce qui donne une ligne pourpre clairement visible. Les anticorps conjugués à l’or restants non liés aux antigènes de la rage continuent de migrer et de se fixer vers la membrane par des anticorps de ciblage supplémentaires, ce qui donne lieu à une ligne de contrôle pourpre clairement visible (ligne C).
La méthode à faible coût en une étape est rapide, extrêmement facile et ne nécessite pas d’équipement coûteux ou des conditions de stockage spéciales. Avec la modification du protocole du fabricant pour éliminer l’étape de dilution, presque tous les équipements et réactifs nécessaires pour effectuer l’essai sont inclus dans le kit14. Le résultat est lu après 5-10 minutes sans microscope. Il s’agit d’un avantage majeur par rapport au test DFAT, qui nécessite un microscope à fluorescence et un conjugué d’immunofluorescence, ainsi que le transport réfrigéré et le stockage des échantillons. Même le test DRIT, qui peut être effectué à l’aide d’un microscope léger, nécessite une chaîne du froid continue pour stocker les anticorps antirabiques, qui ne sont pas encore disponibles dans le commerce. Par rapport au DRIT, le RILT ne nécessite aucun produit chimique toxique, un avantage particulier dans les pays où l’élimination des déchets est mal réglementée. Le test rapide est moins long avec une interprétation beaucoup plus facile par rapport aux tests gold standard DFAT et DRIT. Cela permet d’effectuer des tests sur place par du personnel ayant une expertise technique limitée.
Sur la base de ces propriétés d’essai, le diagnostic rapide des animaux suspects dans les régions éloignées devient faisable, facilitant la mise en œuvre de la prophylaxie post-exposition (PPE) pour les personnes exposées dès que possible. De plus, le transport à distance des échantillons de rage n’est pas nécessaire, ce qui se traduit par une meilleure qualité de l’échantillon au moment des tests. Toutefois, les résultats obtenus avec les tests RIKT devraient actuellement être confirmés à l’aide d’un test de diagnostic de référence tel que le DFAT ou le DRIT.
Les techniques de RIKT pour la détection du RABV et d’autres lyssavirus ont été évaluées. L’une des premières études a été menée par des chercheurs coréens en 200710. Par rapport à la méthode DFAT, dans 51 échantillons d’animaux et 4 isolats rabv, le RIDT a montré une sensibilité et une spécificité de 91,7% et 100%, respectivement. Ces résultats ont été confirmés plus tard avec 110 échantillons de cerveau animal de Corée, avec sensibilité et spécificité, comparés au DFAT, de 95% et 98,9%, respectivement15. Plus récemment, d’autres études ont évalué la performance de ce RIDT à l’aide d’isolats de virus et/ou d’échantillons de cerveau infectés provenant de divers animaux d’origines géographiques différentes. Un panel de 21 échantillons, dont le RABV africain et d’autres lyssavirus africains (virus Duvenhage (DUVV), le virus de la chauve-souris de Lagos (LBV) et le virus Mokola (MOKV)), ont été détectés avec succès, avec une sensibilité de 100% par rapport au DFAT16. Sensibilité élevée similaire (96,5 %) et spécificité (100%) valeurs ont été obtenues à partir d’un panel de 115 échantillons de cerveaux d’Ethiopie17. Une autre étude a évalué les isolats européens de RABV, deux autres lyssavirus européens (lyssavirus européen de chauve-souris de type 1 (EBLV-1) et type 2 (EBLV-2)), et le lyssavirus australien de chauve-souris (ABLV)18. D’après l’analyse de 172 échantillons de cerveaux d’animaux, le kit RIDT avait une sensibilité de 88,3 % et une spécificité de 100 % par rapport au DFAT, et les trois lyssavirus liés à la rage ont été détectés avec succès. Dans cette étude, certains des résultats faux négatifs provenaient d’échantillons de cerveau stockés dans le tampon glycérol, suggérant que l’élimination inappropriée du glycérol a influencé le flux capillaire ou la liaison d’anticorps. Une analyse récente de 43 échantillons cliniques de chauves-souris australiennes a confirmé les résultats des tests précédents, avec une concordance complète avec le DFAT19. Deux études ont été menées en Inde à l’aide du RIKT sur un nombre limité d’échantillons cliniques (11 et 34 échantillons). Par rapport au DFAT, la sensibilité se faisait entre 85,7 % et 91,7 % et la spécificité était de 100 %20,21. Une autre évaluation de ce kit à l’aide de 80 échantillons de cerveaux d’animaux d’Afrique, d’Europe et du Moyen-Orient a obtenu une concordance complète avec le DFAT pour la spécificité (100%) mais une sensibilité plus élevée (96,9%) par rapport aux études précédentes22. Dans une récente comparaison inter-laboratoire de ce RIDT effectuée dans 22 laboratoires différents à l’aide d’un panel de 10 échantillons, la concordance globale était de 99,5%23.
Une seule étude multicentrique récente a montré une performance globale insatisfaisante de RIDT24. Des échantillons de trois ensembles de données différents ont été testés et ont fourni des valeurs de sensibilité et de spécificité variables par rapport au DFAT. Par exemple, la sensibilité et la spécificité obtenues avec le premier panneau (n=51) et le deuxième panneau (n=31) d’échantillons d’animaux infectés expérimentaux, tous testés en laboratoire A, ont donné une sensibilité de 16 % et 43 %, respectivement, alors que la spécificité était de 100 % pour les deux. Inversement, les résultats du troisième panel (n=30) d’échantillons cliniques sur le terrain analysés par le laboratoire B ont fourni une concordance complète avec les résultats du DFAT, qui a été encore presque entièrement confirmée par le laboratoire A (sensibilité à 85 % et spécificité à 100 %). La variation par lot a été suggérée comme explication possible de la sensibilité relativement faible avec rikt24.
Dans le même temps, une autre étude a effectué un processus de validation similaire de ce qui précède décrit RILT, avec une modification du protocole recommandé par le fabricant14. L’étape de pré-dilution (1:10) dans PBS a été omise pendant la préparation du matériel cérébral. Sur la base de ce protocole modifié plus simple, les auteurs ont obtenu une sensibilité et une spécificité de 95,3% et 93,3%, respectivement, par rapport au DFAT en testant, dans des conditions de laboratoire, un ensemble de données de 73 échantillons de cerveaux animaux, infectés naturellement ou expérimentalement par diverses souches de RABV. L’étude a présenté la première évaluation de ce RILT dans un contexte de terrain (Tchad, Afrique). Dans 48 échantillons cliniques de cerveau, la sensibilité et la spécificité étaient 94.4% et 100%, respectivement. Les écarts entre le DFAT et le RIKT étaient dus à de faux résultats positifs avec le DFAT, déterminés après confirmation avec RT-PCR. Lorsque ces résultats ont été supprimés, il y avait une concordance complète, et il a démontré que le RIDT était plus fiable que le DFAT dans ces conditions sur le terrain14. Aucune variation par lot à lot n’a été observée à l’aide du protocole modifié. Lorsque le protocole modifié a été appliqué à un petit nombre d’échantillons divergents du DFAT/RIDT (n=8) dans l’étude d’Eggerbauer etal.24, tous ont été trouvés concordants (sensibilité à 100 %).
Un autre avantage majeur du RIDT est l’utilisation secondaire pour détecter l’ARN viral fixé sur la bande en utilisant des techniques moléculaires (telles que RT-PCR) et le génotypage ultérieur14,24. À la suite d’une étape d’extraction, Léchenne et coll.14 ont démontré un ARN viral fixé sur la membrane du dispositif Anigen à l’aide de RT-PCR avec une sensibilité de 86,3 % dans un panel de 51 échantillons (dont 18 échantillons testés et expédiés du Tchad à température ambiante). Le génotypage subséquent a été possible dans 93 % des 14 échantillons testés. Le séquençage de Sanger des amplicons de PCR d’au moins 500 nucléotides de longueur ont été utilisés. En plus des isolats rabv, le test a détecté quatre autres espèces de lyssavirus, DUVV, EBLV-1, EBLV-2 et Bkeloh bat lyssavirus (BBLV), au cours d’un test international complet de laboratoireinternational 14. La sensibilité de la détection de l’ARN viral était encore plus élevée (100%) dans l’étude d’Eggerbauer et coll., basée sur l’examen d’échantillons de laboratoire24. Cette dernière étude a également démontré que la mémoire tampon utilisée dans le kit RIDT inactivé le virus. Ainsi, les appareils peuvent être expédiés facilement, à température ambiante, sans précautions spécifiques de biosécurité pour les laboratoires de référence, pour la confirmation moléculaire et le génotypage.
Sur la base des évaluations précédentes, les outils RIDT offrent de nombreux avantages pour une utilisation dans les paramètres de terrain, en particulier lorsque les techniques de diagnostic de référence ne sont pas disponibles. Cependant, ce test a également quelques limitations, en particulier, faible sensibilité de détection d’antigènes14,24. Le test s’applique aux échantillons contenant de grandes quantités d’antigènes viraux, tels que des échantillons de cerveaux. Cependant, il n’est pas approprié pour d’autres échantillons tels que la salive ou d’autres liquides corporels. Un autre inconvénient est le coût de l’appareil (environ 5-10 euros en Europe), qui est moins cher par rapport au coût d’exécution DFAT, RT-PCR ou DRIT, mais qui reste élevé pour les LMICs. Toutefois, le développement et la validation futurs de RIDT similaires provenant d’autres entreprises pourraient entraîner une baisse des prix. Une étude a fait état de variations par lot à par lots. Bien qu’ils ne soient pas signalés par d’autres, des contrôles de qualité stricts devraient néanmoins être effectués lors de l’essai d’un nouveau lot, comme pour tout réactif utilisé dans un environnement de gestion de la qualité. L’utilisation du protocole modifié n’a pas été modifiée lors de l’utilisation de différents lots14. Toutes les études, à l’exception d’une étude, ont démontré que la sensibilité du RDIT était élevée par rapport au DFAT (environ 90 %-95 %). Étant donné que la rage est toujours mortelle, il est toujours fortement recommandé de confirmer les résultats négatifs avec rdit à l’aide d’un test de diagnostic de référence comme le DFAT, le DRIT ou le RT-PCR14.
Dans ce manuscrit, nous présentons un protocole complet pour le diagnostic post mortem sur le terrain de la rage animale basé sur un exemple d’un RIKT commercialisé, de la collecte d’échantillons de cerveau à l’application d’un protocole modifié par rapport aux recommandations du fabricant (qui ont été précédemmentvalidées 14) et l’analyse moléculaire ultérieure. Ce protocole a été appliqué et validé plusieurs fois dans des conditions de terrain en Afrique de l’Ouest et centrale, où le RIDT a été utilisé régulièrement pour le diagnostic de la rage parallèlement au test DFAT. Nous démontrons en outre une deuxième application pour l’appareil, en laboratoire, pour l’extraction et la détection à l’aide de RT-PCR de l’ARN viral fixé sur l’appareil.
Le RILT est une méthode simple, rapide et peu coûteuse pour le diagnostic post-mortem de la rage et une alternative prometteuse sur le terrain aux tests de laboratoire. L’application d’un tel test, en particulier pour les zones décentralisées des pays à revenu faible ou intermédiaire, améliorerait la compréhension de la prévalence et de la transmission du virus de la rage à l’échelle locale et potentiellement nationale. Lorsqu’il est combiné avec la méthode de collecte rapide d’échantillons de cerveau (sans autopsie complète), un grand avantage est que le test peut être entièrement effectué dans le cadre sur le terrain, loin des installations de laboratoire. Des échantillons de cerveau prélevés via le magnum foramen peuvent être utilisés pour des tests, il n’est donc pas nécessaire d’ouvrir complètement le crâne animal. Le test est simple à effectuer et à interpréter et convient particulièrement aux activités de surveillance sur le terrain14. D’autres avantages du RIKT par rapport au DFAT ou au DRIT ne sont pas nécessairement pour des contrôles positifs et négatifs et le stockage du kit à température ambiante. En outre, le protocole modifié, lorsque l’étape de dilution (1:10) en PBS est omise, ne nécessite pas de réactifs supplémentaires pour effectuer l’essai et simplifie davantage la procédure dans des conditions de terrain.
Un point clé est la qualité des échantillons de cerveau. Les échantillons doivent être prélevés et testés dès que possible après la mort de l’animal suspect, ou conservés à température fraîche avant l’essai, afin d’éviter la dégradation. Les échantillons décomposés ne doivent pas être testés car ils peuvent influer sur le résultat (risque de résultat faussement négatif). Bien qu’aucune donnée ne soit encore disponible concernant la perte de sensibilité du RIDT au fil du temps pour les échantillons de cerveau, nous supposons qu’il est similaire par rapport au test DFAT32. Cependant, le temps entre la mort de l’animal et l’exécution de l’essai peut être réduit, car le test peut être fait rapidement et directement sur le terrain. Ainsi, il y a en général un risque plus faible d’échantillons décomposés.
Une autre étape critique du protocole est la migration de suspension de l’échantillon. La migration doit commencer directement après le dépôt de l’échantillon (1-5 min). La viscosité élevée de la suspension pourrait donc avoir une influence négative sur la migration. Gratter doucement le fond du site de dépôt de l’appareil avec le dropper et ajouter 1-2 gouttes de plus résout souvent ce problème, et la migration commence immédiatement après.
La plupart des essais ridt effectués dans des laboratoires africains (Tchad, Côte d’Ivoire et Mali) ont été effectués à une température ambiante supérieure à 30 °C, alors que la plage de température pour le stockage et l’utilisation recommandée par le fabricant est de 15 °C – 30 °C. Bien que nous n’ayons pas identifié d’impact de température élevée sur les performances des essais RIKT, il est nécessaire de l’évaluer plus attentivement. De même, l’impact de la température élevée pendant le stockage et le transport de l’appareil après utilisation pour la détection de l’ARN viral et le génotypage nécessite une évaluation supplémentaire. La sensibilité de la détection de l’ARN viral par RT-qPCR de la bande RIDT peut être affectée par la qualité de l’échantillon cérébral initialement utilisé dans le test, mais aussi par l’état de stockage des tests RIDT après utilisation. Par exemple, la sensibilité de la détection de l’ARN était plus élevée lorsque les tests RIDT utilisés étaient stockés dans des conditions de laboratoire contrôlées (94,7 %) par rapport à dans des conditions de terrain (p. ex., Tchad) (81,2 %)14. Ces conditions peuvent également affecter l’intégrité (en particulier la longueur) de l’ARN fixé sur la bande, ce qui explique peut-être la sensibilité modérée pour le génotypage basé sur des amyplicons PCR plus longs (p. ex., >500 nucléotides)14. La sensibilité de RT-qPCR effectuée sur la bande d’essai était inférieure à celle obtenue à l’aide des cartes FTA Whatman (80,6 %)14. Semblable à d’autres techniques moléculaires, la charge virale peut également avoir un impact sur le succès du génotypage basé sur les bandes RDIT, avec des résultats négatifs potentiels pour les échantillons avec une faible charge virale14.
Le test n’est pas actuellement recommandé par l’OMS et l’OIE pour le diagnostic de routine et la surveillance des maladies, et un résultat ne peut pas être utilisé seul pour guider la prise de décision en MATIÈRE de PPE. D’autres validations de test sont encore nécessaires. Toutefois, un diagnostic rapide et précis de la rage est un élément crucial du bon fonctionnement des systèmes continus de surveillance de la rage et contribue à accroître l’engagement politique, ce qui est éminemment important pour réussir la lutte durable contre la rage33. Les tests rict offrent de nouvelles possibilités de diagnostic de la rage dans ce contexte et sont un outil utile pour étendre la surveillance de la rage animale sur le terrain dans les zones enzootiques à revenu faible ou moyen.
The authors have nothing to disclose.
Ces travaux ont été soutenus par l’Alliance mondiale pour les vaccins et la vaccination (GAVI), la Fondation Wolfermann Nägeli, la Coopération suisse pour la recherche en Afrique (SARECO), le SWF Stiftung für wissenschaftliche Forschung, la Freiwillige Akademische Gesellschaft (FAG) Basel, le Programme bilatéral de coopération scientifique et technologique de la Suisse avec l’Asie et la Fondation Novartis pour la recherche biomédicale.
Nous remercions en particulier les propriétaires de chiens, le personnel vétérinaire et le personnel du laboratoire pour leur grand engagement. Nous tenons également à remercier Lisa Crump pour l’édition linguistique.
Anti-Rabies Nucleocapsid Conjugate (lyophilizied, adsorbed) | Bio-Rad, France | 3572112 | Fluorescein-5-isothiocyanate (FITC) conjugated polyclonal antibody against the nucleocapsid of rabies virus. Use for the DFAT reference tecnnique. |
Applied Biosystems 7500 Real-Time PCR System | Applied Biosystems, France | 4351104 | Amplification of the viral RNA by RT-qPCR after extraction from the RIDT device. |
Disposable plastic pipette, drinking straw, clamp, dropper | – | – | Equipment used for the collection of the brain stem (medulla oblongata) via the foramen magnus (occipital route). |
Evans Blue Solution 1% | Bio-Rad, France | 3574911 | Counter-coloration used for the DFAT to facilite the reading under UV microscope. |
Primer eGFPF1 | Eurofins Genomics, Germany | – | Forward primer for the amplification of the internal control eGFP by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-GACCACTACCAGCAGAACAC-3'. |
Primer eGFPR2 | Eurofins Genomics, Germany | – | Reverse primer for the amplification of the internal control eGFP by RT-qPCR after extraction from the RIDT device, sequence: 5'-GAACTCCAGCAGGACCATG-3'. |
Primer Taq17 revlong | Eurofins Genomics, Germany | – | Reverse primer for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-ATGAGAAGTGG AAYAAYCATCA-3'. |
Primer Taq3 long | Eurofins Genomics, Germany | – | Forward primer for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-GATCTGTCTGAA TAATAGAYCCARG-3'. |
Probe eGFP FAM/TAMRA | Eurofins Genomics, Germany | – | Forward primer for the amplification of the internal control by RT-qPCR after extraction from the RIDT device, sequence: 5'-AGCACCCAGT CCGCCCTGAGCA-3'. |
Probe RABV4 FAM/TAMRA | Eurofins Genomics, Germany | – | Probe for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-AACACYTGATCBA GKACAGARAAYACATC-3'. |
Probe RABV5 FAM/TAMRA | Eurofins Genomics, Germany | – | Probe for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-AGRGTGTTTTCYAG RACWCAYGAGTTTTTYCA-3'. |
Rapid Rabies Ag Test Kit | BioNote Inc., Republic of Korea | RG18-01DD | Rapid immunochromatographic diagnostic test (RIDT, also named lateral flow device or LFD) for the post-mortem diagnosis of rabies. |
Recombinant RNasin Ribonuclease Inhibitor | Promega, USA | N2515 | Enzyme used with the kit for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after extraction from the RIDT device. |
SuperScript III Platinum One-Step qRT-PCR Kit | Invitrogen, France | 11732-020 | Kit for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after extraction from the RIDT device. |
TRIzol Reagent | Invitrogen, France | 15596026 | Phenol/chloroforme based total RNA extraction using the cellulose membrane of the RIDT. |