Summary

Formato di Acinus ghiandola Hypopharyngeal misurazione in lavoratori ape del miele (mellifera di Apis)

Published: September 14, 2018
doi:

Summary

Dimensione di acinus ghiandole ipofaringee è una misura robusta di nutrizione di ape miele infermiera. Qui, forniamo un protocollo dettagliato per dissezione, colorazione, imaging e misurazione dei acini infermiera ape hypopharyngeal ghiandola.

Abstract

Le ghiandole ipofaringee infermiera producono la frazione proteica del lavoratore e pappa reale che viene alimentata per lo sviluppo di larve e regine. Queste ghiandole accoppiate che si trovano nella testa dell’ape sono altamente sensibili alla quantità e qualità del polline e polline sostituisce che consuma l’ape infermiera. Le ghiandole diventano più piccole quando gli infermieri sono alimentati le diete carenti e sono grandi quando sono alimentati le diete complete. Perché infermiere hypopharyngeal ghiandola dimensione è un indicatore robusto di nutrizione di infermiera, è essenziale che coloro che studiano miele ape nutrizione sanno come misurare queste ghiandole. Qui, forniamo metodi dettagliati per dissezione, colorazione, imaging e ghiandole ipofaringee delle API di infermiere di misura. Vi presentiamo i confronti del tessuto macchiato e non macchia e dati che sono stati usati per studiare l’impatto di polline sulle dimensioni della ghiandola. Questo metodo è stato utilizzato per testare come dieta impatti dimensioni ghiandole ipofaringee ma ha ulteriore uso per comprendere il ruolo di queste ghiandole nella salute di alveare.

Introduction

API del miele sono essenziali per l’agricoltura perché impollinano una varietà di colture che sono consumati dagli esseri umani e animali. Molta attenzione è stato pagato al declino delle popolazioni di API del miele come Colonia perdite al passaggio del mouse intorno 30-40% ogni anno negli Stati Uniti d’America1 e 10 – 15% in Europa2,3. Molteplici fattori, tra cui accesso limitato all’alta qualità del foraggio, probabile atto insieme a compromettere la salute delle API di miele. Monocoltura, siccità, pratiche di apicoltura insostenibile e altri fattori diminuiscono la diversità e la quantità di Pollini naturale disponibile a colonie4,5. Poiché le API il miele quasi tutte le loro proteine alimentari e lipidi derivano da polline, accesso ridotto al polline può limitare severamente la salute individuale e Colonia.

Le ghiandole ipofaringee sono secretive strutture situate nella testa dell’ape tra gli occhi e il cervello6. In circostanze normali, la traiettoria evolutiva e funzionale delle ghiandole specchio che l’ape si trovano in. A circa 5 – 10 giorni di età, l’ape esegue comportamenti di professione d’infermiera nell’alveare. In questo stesso momento, le ghiandole ipofaringee raggiungono loro dimensioni massime e la capacità secretiva, producendo la frazione di proteina principale dell’alimento di covata o gelatina alimentati per lo sviluppo di larve e altri adulti, come la regina. In questa dimensione di picco le ghiandole assomigliare ad un grappolo d’uva dove ogni acino è una struttura di lobo discreti conosciuta come il acinus (plurale: acini). Come l’ape operaia età e assume diversi compiti nell’alveare, le ghiandole ipofaringee strizzacervelli e assumono funzioni diverse, come abbattere gli zuccheri in nettare7,8. Le ghiandole ipofaringee pertanto sono correlate con l’età l’ape e il loro compito di età-collegato.

Dimensione della ghiandola infermiera hypopharyngeal è sensibile alla quantità e qualità delle proteine nella loro dieta9,10,11. Quando le API infermiere sono ben nutrite, le loro ghiandole sono grandi. Considerando che, le ghiandole sono piccole quando l’ape è privata di polline, specialmente nella prima settimana di sviluppo adulto. Al fine di determinare lo stato nutrizionale di un ape di infermiere, i ricercatori in genere misurano le ghiandole ipofaringee, sia misurando direttamente la ghiandola acinus dimensione11,12,13,14 o proteina contenuto15,16 o misurando la proteina contenuto11 o peso fresco17 dell’intera testa in cui si trovano. Ogni metodo ha i suoi pro e contro. Noi preferiamo la risoluzione ottenuta dalla misurazione dei acini della ghiandola, anche se questo metodo può essere impegnativo in due modi principali. La prima sfida è correttamente identificare e sezionare la ghiandola. Il secondo è l’ottenimento di una misura accurata di ogni acinus. Microscopio ottico per dissezione, le ghiandole appaiono chiaro o lattiginoso bianco e i bordi degli acini possono essere difficili da definire. Avere strumenti per meglio definire il bordo degli acini e per aumentare la probabilità di ottenere misurazioni accurate della ghiandola è vantaggioso per chi studia miele ape nutrizione.

Qui, indichiamo i ricercatori interessati come sezionare, macchia, immagine e misurare le ghiandole ipofaringee affinché misure accurate delle dimensioni di acinus possono essere raggiunto. Il metodo che descriviamo offre ai ricercatori un metodo semplice, accurato e replicabile per realizzare misurazioni multiple di ghiandola in un relativamente breve periodo di tempo una volta che lo sperimentatore è sufficientemente praticato. Uno potrebbe misurare con fiducia le ghiandole di quasi 10 individui in poco più di un’ora. Offriamo dettagli sul metodo e materiali necessari per ottenere queste misurazioni. La corretta dissezione e colorazione delle ghiandole sono gli aspetti più importanti dei metodi descritti di seguito. Anche se abbiamo catturare le immagini ingrandite e misurare gli acini con software commerciale, i metodi che vi presentiamo possono essere facilmente adattati per altre piattaforme18.

Protocol

1. di dissezione e la macchiatura le ghiandole ipofaringee da infermiera lavoratori Fare un piatto di dissezione di cera per fusione cera ambiente fresco in un piccolo (60 mm x 15 mm) o un bicchiere di grandi dimensioni (100 mm x 15 mm) piastra di Petri. Raffreddare la cera completamente prima di utilizzare la piastra per le dissezioni. Per ogni ape da elaborare, preparare 20 µ l di un 01:20 Giemsa soluzione di lavoro (01:20 v/v di preparati di Giemsa in tampone fosfato salino (PBS: 137 mM NaCl, 2.7 …

Representative Results

Ghiandole ipofaringee sono stati sezionati da infermiera lavoratori e visualizzati con e senza macchia a 60 – 80 ingrandimenti (Figura 1). Nel tessuto senza macchia, è difficile trovare adeguato contrasto completamente a fuoco e definire i bordi degli acini. Nel tessuto macchiato, i bordi degli acini sono nitide a causa del contrasto migliorato tra il tessuto macchiato e lo sfondo bianco. <img al…

Discussion

Hypopharyngeal ghiandola dimensione è sensibile alla quantità di proteina e polline nella dieta ed è un indicatore critico di nutrimento in giovani api adulte. Qui, dimostriamo di sezionare e misurare questo tessuto in modo riproducibile e poco costoso. Questi tessuti possono essere difficili da sezionare, ma con la pratica, si possono ottenere sempre più pulitore dissezioni con il tessuto relativamente intatto. Il vantaggio principale del metodo presentato qui è che il tessuto è macchiato, che consente al ricercat…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato supportato da fondi interni dal USDA-ARS (numero di progetto: 2022-21000-017-00-D). L’ARS/USDA è un datore di lavoro pari opportunità e il provider.

Materials

Cool setting wax Grobet USA 21.450
Glass petri dish, small VWR 89000-310
Glass petri dish, large VWR 89000-314
Super Max Wax Pen Eurotool PEN-520.00
Breakable razor blades Electron Microscopy Sciences 72004
pin vise BioQuip 4845
2A-SA flat/rounded tip forceps Rubis/BioQuip 4522
Fine point forceps Rubis/BioQuip 4523
5A-SA super fine point forceps Rubis/BioQuip 4525
10 mm micro spring scissors BioQuip 4715
3 mm micro spring Vannas scissors Roboz RS-5610
Glass Depression Slides, Single Cavity GSC International 4-13057-DZ-12
PBS tablets VWR 97062-730
Giemsa stain, modified solution Sigma Aldrich 32884
Insect pins ENTO SPHINX S.R.O. 02.02
Leica Applications Suite measurement software Leica Microsystems any measurement software, including free software, can be used

References

  1. Kulhanek, K., et al. A national survey of managed honey bee 2015-2016 annual colony losses in the USA. Journal of Apicultural Research. 56 (4), 328-340 (2017).
  2. Jacques, A., et al. A pan-European epidemiological study reveals honey bee colony survival depends on beekeeper education and disease control. PLoS One. 12 (3), e0172591 (2017).
  3. Zee, R. v. d., et al. Results of international standardised beekeeper surveys of colony losses for winter 2012-2013: analysis of winter loss rates and mixed effects modelling of risk factors for winter loss. Journal of Apicultural Research. 53 (1), 19-34 (2014).
  4. Decourtye, A., Mader, E., Desneux, N. Landscape enhancement of floral resources for honey bees in agro-ecosystems. Apidologie. 41 (3), 264-277 (2010).
  5. Vaudo, A. D., Tooker, J. F., Grozinger, C. M., Patch, H. M. Bee nutrition and floral resource restoration. Current Opinion in Insect Science. 10, 133-141 (2015).
  6. Snodgrass, R. E. . Anatomy of the Honey Bee. , (1984).
  7. Winston, M. L. . The Biology of the Honey Bee. , (1987).
  8. Johnson, B. R. Division of labor in honeybees: form, function, and proximate mechanisms. Behavioral Ecology and Sociobiology. 64 (3), 305-316 (2010).
  9. Crailsheim, K., Stolberg, E. Influence of diet, age and colony condition upon intestinal proteolytic activity and size of the hypopharyngeal glands in the honeybee (Apis mellifera L). Journal of Insect Physiology. 35 (8), 595-602 (1989).
  10. Pernal, S. F., Currie, R. W. Pollen quality of fresh and 1-year-old single pollen diets for worker honey bees (Apis mellifera L). Apidologie. 31 (3), 387-409 (2000).
  11. DeGrandi-Hoffman, G., Chen, Y., Huang, E., Huang, M. H. The effect of diet on protein concentration, hypopharyngeal gland development and virus load in worker honey bees (Apis mellifera L). Journal of Insect Physiology. 56 (9), 1184-1191 (2010).
  12. Corby-Harris, V., Snyder, L., Meador, C., Ayotte, T. Honey bee (Apis mellifera) nurses do not consume pollens based on their nutritional quality. PLoS One. 13 (1), e0191050 (2018).
  13. Corby-Harris, V., et al. Transcriptional, translational, and physiological signatures of undernourished honey bees (Apis mellifera) suggest a role for hormonal factors in hypopharyngeal gland degradation. Journal of Insect Physiology. 85, 65-75 (2016).
  14. Corby-Harris, V., Jones, B. M., Walton, A., Schwan, M. R., Anderson, K. E. Transcriptional markers of sub-optimal nutrition in developing Apis mellifera nurse workers. BMC Genomics. 15, 134 (2014).
  15. Sagili, R. R., Pankiw, T., Zhu-Salzman, K. Effects of soybean trypsin inhibitor on hypopharyngeal gland protein content, total midgut protease activity and survival of the honey bee (Apis mellifera L). Journal of Insect Physiology. 51 (9), 953-957 (2005).
  16. Sagili, R. R., Pankiw, T. Effects of protein-constrained brood food on honey bee (Apis mellifera L.) pollen foraging and colony growth. Behavioral Ecology and Sociobiology. 61 (9), 1471-1478 (2007).
  17. Hrassnigg, N., Crailsheim, K. Adaptation of hypopharyngeal gland development to the brood status of honeybee (Apis mellifera L.) colonies. Journal of Insect Physiology. 44 (10), 929-939 (1998).
  18. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9, 671 (2012).
  19. Jack, C. J., Uppala, S. S., Lucas, H. M., Sagili, R. R. Effects of pollen dilution on infection of Nosema ceranae in honey bees. Journal of Insect Physiology. 87, 12-19 (2016).
  20. Crailsheim, K. The protein balance of the honey bee worker. Apidologie. 21, 417-429 (1990).

Play Video

Cite This Article
Corby-Harris, V., Snyder, L. A. Measuring Hypopharyngeal Gland Acinus Size in Honey Bee (Apis mellifera) Workers. J. Vis. Exp. (139), e58261, doi:10.3791/58261 (2018).

View Video