JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
français

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

Normothermique<em> Ex Vivo</em> Kidney Perfusion pour la préservation du rein Greffes avant la transplantation

Published: July 15, 2015
doi:
10.3791/52909
, , , , , , , , , , , , ,
1Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery,Toronto General Hospital, 2Division of Nephrology,The Hospital for Sick Children, Toronto, 3Department of General, Visceral & Transplant Surgery,University Medical Center Mainz, 4Department of Abdominal, Vascular & Transplant Surgery,Merheim Medical Center Cologne, 5Laboratory Medicine & Pathobiology,Toronto General Hospital, 6Departments of Surgery (Urology) & Physiology,The Hospital for Sick Children, Toronto, 7Developmental & Stem Cell Biology,The Hospital for Sick Children, Toronto

Summary

La pénurie grave d'un organe a entraîné une utilisation accrue des greffes de reins marginaux pour la transplantation. Cela a suscité un intérêt dans les méthodes de stockage alternatives, depuis greffons marginaux tolèrent en particulier le stockage à froid mal. La technique de normothermique ex vivo perfusion rénale (NEVKP) représente une méthode de conservation roman pour rénaux greffes avant la transplantation.

Abstract

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.

Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.

In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Introduction

Reins sont des organes solides les plus fréquemment transplantés. Pour les patients souffrant d'une maladie rénale au stade terminal, la transplantation rénale offre une meilleure espérance de vie, et l'amélioration de la qualité de vie par rapport à la dialyse 1-4. La pénurie d'organes persistante représente un grave problème dans le domaine de la médecine de transplantation (tableau 1) 5.

États Unis * Région Eurotransplant **
Les patients sur la liste d'attente de greffe de rein 101563 (Février 2015) 10689 (Décembre 2014)
Reins transplantés provenant de donneurs décédés en 2014 10650 3119
Temps d'attente médian pour une greffe de rein donneur décédé (en années) Jusqu'à 5 ans * Jusqu'à 4 ans **

Tableau 1. ReinGraft pénurie aux Etats-Unis et Eurotransplant Région.

Le résultat de la transplantation rénale est négativement affectée par le temps d'attente, avec de moins bons résultats pour les patients soumis à une dialyse prolongée 6. Cela a suscité un intérêt dans les greffes de rein marginaux comme une source supplémentaire des donateurs, tels que les reins de donneurs plus âgés, donneurs ayant des comorbidités multiples (critères étendus donateurs (DPE), et les reins donnés après la mort cardiocirculatoire (DDC). Reins de donneurs marginaux qui auraient été diminué dans le passé sont maintenant considérés pour la transplantation 7.

Un obstacle majeur pour l'utilisation de greffes de rein marginales est la technique de préservation de stockage froid anoxique. Actuellement, les greffes de rein sont stockées de manière statique sur la glace ou perfusées à 4 ° C en absence d'oxygène. La technique de conservation anoxique froid est associé à un dommage en cours de greffage au cours de la conservation du rein et ne permet pas l'évaluation de la greffe en raison de l'absence de Metabolism et la production d'urine. En particulier, les greffes de rein marginaux tolèrent mal stockage à froid, ce qui entraîne des lésions rénales significative, et des taux élevés de la fonction du greffon retardée (DGF) 8,9. DGF est un facteur pronostique pour le pauvre fonction du greffon à long terme.

Extracorporelle perfusion rénale représente une méthode alternative pour la conservation, l'évaluation et la réparation des organes. Dans un modèle porcin, des résultats bénéfiques ont été présentés pour les reins perfusés ex vivo dans des conditions normothermiques 10,11. Le premier essai clinique réalisé en 2013 a montré un taux plus faible de la fonction du greffon retardée lorsque les reins extraites de critères étendus donateurs ont été perfusés pendant 1 heure immédiatement avant la transplantation 12.

Cet article présente un modèle de normothermique ex vivo perfusion rénale (NEVKP). Le but de cette étude est de réduire le temps d'ischémie froide appliquée au minimum et prolonger la période de NEVKP. NEVKPest une méthode de conservation alternative qui vise à réduire les dommages qui peuvent être causés par des techniques de stockage à froid.

Protocol

Remarque: Un aperçu schématique du protocole d'étude est présentée dans la figure 1. Figure 1. Le protocole d'étude. Ce protocole de l'étude de normothermique perfusion ex vivo rein est basé sur un modèle porcin. Après dissection des vaisseaux de la greffe de rein et de rinçage avec 500 ml d'histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK), la greffe peut être récupéré. Après stockage au froid (SCS) pendant 3 heures, la greffe de rein est perfusé normothermique ex vivo (NEVKP) pour plusieurs heures jusqu'à ce que la greffe désigné. Tous les animaux ont reçu des soins humains dans le respect des '' Principes de protection des animaux de laboratoire '' formulées par la Société nationale pour la «recherche médicale et« Guide pour le soin des animaux de laboratoire '' publié par les National Institutes of Health,Ontario, Canada. Le Comité de l'Institut de recherche Toronto General Animal Care approuvé toutes les études. 1. Les animaux Utilisez porcs mâles Yorkshire (27 – 33 kg) dans ce protocole. 2. prélèvement d'organes Procédure préopératoire Maison des porcs Yorkshire masculins dans un centre de recherche pendant au moins une semaine pour réduire leur niveau de stress. Jeûner les porcs pour un minimum de 6 heures avant l'induction de l'anesthésie. Initier du porc anesthésie par une injection intramusculaire de kétamine (25 mg / kg), l'atropine (0,04 mg / kg), et le midazolam (0,15 mg / kg). Par la suite, le transport de l'animal à partir de l'outil de logement de la salle d'opération (OR). Placer le porc dans une position couchée sur la table ou. Laissez-le respirer 2 L d'oxygène avec 5% d'isoflurane spontanément. Après la détente, exposer les cordes vocales avec un laryngoscope et les pulvériser avec la lidocaïne 2% pour éviter un spasme provoqué par intubation. After intubation avec un tube de 6,5 mm, bloquer le brassard avec 3 – 5 ml d'air. Remarque: Capnométrie révèle la position correcte du tube trachéal. Abaisser le gaz isoflurane à 2,5%. Régler le ventilateur à 14-16 respirations / min et le volume courant de 10 à 15 ml / kg de poids corporel. Surveiller de près le cochon. La fréquence cardiaque et la saturation en oxygène sont enregistrées par oxymétrie de pouls. Dans des conditions stériles, introduire un 8,5 Fr. x 10 cm cathéter dans la veine jugulaire dans la technique Seldinger 13. Par conséquent, utiliser une aiguille pour percer la cuve veineuse. Après l'introduction d'un fil, remplacer l'aiguille avec un cathéter. Éliminer le fil et fixer le cathéter à la peau. Administrer 200 ml d'une solution de lactate de Ringer par heure tout au long de l'opération. Opération Chirurgicale Après la désinfection et la couverture du champ opératoire, effectuer une incision médiane de xyphoïde à symphyse pubienne. Afin d'améliorer l'exposition, étendre l'approche chirurgicale avecune incision latérale gauche. Couvrir les grandes et petites entrailles avec une serviette et placez-les sur le côté gauche pour un accès optimal à le rein droit. Séparer la veine cave inférieure (VCI) à partir de l'aorte abdominale. Branches aortiques ligaturer à l'arrière de l'aorte. Après dissection aortique complète à l'arrière, passer une ligature autour de l'aorte crânienne aux branches rénales. De plus, placer deux ligatures crâniens de la bifurcation iliaque. Placez une cravate autour de l'artère rénale gauche. Libérez le rein droit de son tissu adhérent. Disséquer la veine rénale, artère, et de l'uretère. Ouvrir le diaphragme et administrer 1000 UI d'héparine par le poids du donneur kg dans le cœur. Pour un modèle DCD, injecter 40 mval de KCl intracardiaque 3 min après héparinisation systémique pour induire un arrêt cardiaque. L'arrêt cardiaque est évalué comme le point de départ d'ischémie chaude. Pendant ce temps, pour la collecte de sang, connecter les lignes de sacs CPDA (citrate, phosphate, dextrose, undenosine) au cathéter introduit dans la veine jugulaire gauche supérieure. Effectuer un lancement douce (1500 xg sans frein). Retirez le plasma et la couche leucocytaire dans des conditions stériles (biosécurité de classe II de l'armoire) et stocker les érythrocytes pour la transfusion. Cathétériser l'aorte avec une ligne de rinçage à l'organe-dessus de la bifurcation iliaque. Attachez les ligatures à l'aorte et l'artère rénale gauche. Rincer le rein avec histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK) solution avec une pression de 100 cm H 2 O. Fixer la veine thoracique et recueillir le sang par le cathéter jugulaire. Couper la veine abdominale en dessous de la veine rénale pour assurer un rinçage optimal du rein. Après un rinçage complet du rein droit, récupérer le greffage avec un segment de l'aorte. Couper la veine rénale et de laisser l'uretère longtemps. Retour Table de préparation de la greffe de rein pour la perfusion Libérez le rein à partir de tissu adhérent. Fermez la partie crânienne de l'aorte avec une cravate d'une canuler la partie inférieure d'un réducteur 1/4 "x 3/8". Nouez les petites branches artérielles provenant de l'aorte. Cathétériser la veine rénale avec un réducteur de 1/4 "x 3/8" directement. Intuber l'uretère avec un 8 P. le tube d'alimentation. Placez le rein sur la glace jusqu'à ce que le début de la NEVKP. 3. normothermique perfusion ex vivo rein (NEVKP) Préparation du circuit de perfusion Le circuit de perfusion est constituée de matériel de dérivation cardio-pulmonaire néonatale (figure 2). Figure 2. Schéma plan du circuit de perfusion. Le circuit se compose de la technologie de circulation extracorporelle néonatale. La solution de perfusion est recueilli dans le réservoir veineux. Une pompe centrifuge propulse la solution dans l'oxygénateur, où il est enrichi avec de l'oxygène et chauffé à 37 ° C. Après passing le filtre à bulle artérielle, le liquide de perfusion est entraîné par une pression de 60-80 mm de Hg à travers l'artère rénale dans le rein. Le drainage veineux (0 – 3 mmHg) mène perfusat dans le réservoir veineux. Seringue et les pompes à perfusion sécuriser l'approvisionnement avec des composés supplémentaires. L'urine est recueillie tout au long de la perfusion. caractéristiques du circuit de perfusion sont enregistrées en continu. Des échantillons de gaz veineuse et artérielle horaires, et les marqueurs de lésions rénales sont analysés. Connectez le circuit de perfusion sur mesure au dispositif de perfusion rénale. Branchez le tuyau au réservoir veineux et oxygénateur. Branchez le tuyau de ligne artérielle à l'écoulement artériel de l'oxygénateur et positionner le filtre de la bulle dans son support. Connectez la ligne de purge. Connectez le tube de cathéter veineux à l'entrée du réservoir veineux. Pour l'évaluation au cours de la perfusion, branchez la sonde de température dans la prise artérielle, connecter le débitmètre et le bucapteur bble à la tubulure de ligne artérielle, et de connecter les lignes de pression. Connectez le capteur de niveau. Connecter les lignes veineuses et artérielles échantillons vers les ports de l'échantillon veineux et artériels. Positionner la chambre d'organe sur un support et introduire le tube veineux et artériel à travers les trous préparés. Fixer le tuyau à la table et chambre fermement. Insérer le tube d'aspiration dans la pompe à galet et positionner une extrémité dans la chambre pour collecter les liquides. Raccorder la tubulure d'oxygène dans le réservoir de gaz contenant de 95% O 2/5% CO 2 et de l'oxygénateur. Raccorder le tuyau de l'unité de chauffage de l'oxygénateur et le compartiment pour organe. Utiliser un tube de serrage pour fermer les lignes de drainage veineux et artériels. Appliquer une autre tubulure de serrage à la sortie du réservoir veineux. Préparation de la Solution de Perfusion, Suppléments et amorcé le circuit Utilisez une pompe à perfusion pour remplacer l'urine produite avecLactate de Ringer. Utilisez une pompe seringue pour administrer la nutrition (glucose 0,5 ml / h, acides aminés 0,5 ml / h) et d'insuline (5 UI / h) dans le réservoir veineux. Utiliser une deuxième pompe à seringue pour injecter un vasodilatateur (verapamil, 0,25 mg / h) directement dans la ligne artérielle. Remplir le réservoir veineux avec la solution de perfusion. En conséquence, verser le lactate de Ringer (175 ml), une solution STEEN (200 ml), DRO (27 ml), de l'héparine (1000 IU), du bicarbonate de sodium pour ajuster le pH, et le gluconate de calcium dans le réservoir veineux. Enfin, ajouter des érythrocytes lavés (125 ml). Mettez la machine coeur-poumon (HLM). Activer les panneaux pression, température, niveau, et capteur de bulle. Activer le système de gestion des données (DMS) pour enregistrer les données tout au long de la perfusion. Activer l'unité de chauffage pour chauffer la solution de perfusion et le type compartiment pour organe à 37 ° C. Ouvrez l'apport d'O 2. Ouvrez la pince de tube derrière le réservoir veineux et libérer le centrifugal tête de pompe de l'air complètement. Démarrer la pompe centrifuge à 1000 tours par minute et laissez la solution être propulsé tout le circuit. Fixer le tube contournant le filtre artériel et libérer l'air du filtre artériel. Zéro les lignes de pression. Activez la seringue et les pompes à perfusion. Rein greffé Perfusion Retirer le rein de la glace, et positionner le rein sur la literie dans la chambre d'organes. Placer le cathéter urinaire dans le collecteur d'urine. Après s'être assuré que le veineux et le tube artériel sont libres d'air, brancher les connecteurs à la tubulure. Fermez le raccourci entre la artériel et veineux tubulures. Régler la pression artérielle de 75 mmHg par régulation de la vitesse de la pompe centrifuge. pressions de disques, flux artérielle, la température et la présence de bulles continu avec le DMS. Respecter les valeurs attentivement tout au long de la perfusion. Au cours de la perfusion, les fuites de sang dans la chambre est colleDECT via le tube d'aspiration dans le réservoir veineux. Noter la quantité d'urine produite. Recueillir des échantillons de sang et d'urine veineux horaire. Surveiller la perfusion veineuse et en prenant des échantillons de gaz du sang artériel et de l'aspartate aminotransférase (AST), et l'analyse de lactate. À la fin de la perfusion, débrancher le tube de l'artère et la veine rénales, rincer la greffe avec HTK froid, et le stocker sur la glace dans un sac d'organes stérile jusqu'à la transplantation.

Representative Results

Dans la suite, les résultats de six expériences en utilisant un modèle de récupération du rein cœur arrêté sont présentés. Après ras in situ et l'extraction du rein dans les greffes ont été stockés sur de la glace pendant 3 heures (SCS), tandis que les érythrocytes ont été préparés. Pour le contexte clinique, ce simule le temps nécessaire à la récupération et à la préparation de la table arrière. NEVKP a été réalisée pendant 10 heures. Afin de maintenir des conditions physiologiques et simuler in vivo environnant pour le rein, le compartiment pour organe doit être chauffé et étanche. Perfusion et une solution de remplacement de l'urine devraient représenter des valeurs physiologiques pour l'analyse des gaz du sang, la pression oncotique, et l'osmolarité. Les valeurs normales (valeurs de référence) obtenus à partir de porcs Yorkshire in situ, sont situés dans la description de chaque figure, respectivement (figures 3-13). Le but de NEVKP est d'assurer que le greffon est alimenté en oxygène et de la nutrition suffisante. Comme ischémie cautilise vasoconstriction, augmentant ainsi la résistance intrarénale, atteindre un débit constant avec une pression stable est un bon indicateur pour une oxygénation adéquate. Après que la température de greffage cible de 37 ° C est atteinte par l'organe de réchauffement après SCS, les valeurs de débit et de la résistance intrarenal restent stables à une pression physiologique constant autour de 60 à 80 mm Hg tout au long de l'ensemble de perfusion (figures 3 et 4). La quantité de la production d'urine dépend principalement de la composition de la solution de perfusion (Figure 5). Des mesures horaires d'veineux et artériel pO 2 révèle l'activité métabolique du rein. La consommation d'oxygène a été calculée en utilisant l'équation ((PO 2 art – PO 2 ven) x débit / poids) (figure 6) 14. Au cours de la perfusion pH, HCO 3, et d'électrolytes sont stables sans nécessiter des interventions (figures 7-10). En temps réel AST et les mesures lactate servent à surveiller les dommages cellulaires. Aucune augmentation des paramètres de lésion cellulaire est détectée pendant la période NEVKP (figures 11 et 12). L'osmolarité de la solution de perfusion est stable (figure 13). L'évaluation histologique révèle des changements mineurs (Figure 14 – 16). Figure flux artériel 3. moyenne avec une déviation standard (ml / min). Tout au long de la perfusion du flux reste dans une gamme physiologique. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: signifient art. débit: 170 ± 57 ml / min (intervalle de 83 à 325 ml / min). Figure 4. Résistance intrarénale (TRI), la moyenne et la déviation standard (mmHg / </strong> Ml / min). La pression artérielle moyenne (MAP) reste constante entre 60 et 80 mmHg. La résistance intrarenal est inférieure à 0,5 mm Hg / ml / min constamment. Figure 5. volume d'urine total, la moyenne et l'écart type (ml). Le volume d'urine totale dépend principalement de la composition de la solution de perfusion. Plus la pression oncotique et l'osmolarité, plus la production d'urine. Figure 6. la consommation d'oxygène, moyenne et l'écart standard (ml / min / g). Figure 7. pH veineux, écart moyen et standard. Le REMA de pHins constante dans une gamme physiologique sans administration de bicarbonates. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: pH 7,46 ± 0,06 (intervalle de 7,34 à 7,63). Figure 8. HCO 3 veineuse, moyenne et écart type (mmol / l). Le HCO 3 reste dans une gamme physiologique sans administration de bicarbonates. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: HCO 3 30,3 ± 2,4 mmol / L (plage de 21,6 à 35,8 mmol / L). Figure 9. concentration de sodium veineuse, moyenne et l'écart standard (mmol / L). Le sodium reste dans une gamme physiologique. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: 137.1 &# 177; 3,8 mmol / L (plage de 118,7 à 140,9 mmol / L). Figure 10. concentration de potassium veineuse, moyenne et l'écart standard (mmol / L). Le potassium reste constante dans une gamme physiologique. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: 3,85 ± 0,46 mmol / L (plage de 3,5 à 5,36 mmol / L). Figure 11. veineuse aspartate aminotransférase, moyenne et écart type. (AST; U / L) Dans l'ex vivo normothermique perfusion rénale, AST démontre un marqueur de lésion des cellules. valeurs d'AST sont faibles tout au long de la perfusion. Figure 12: Lactate , Écart moyen et standard (mmol / L). Dans l'ex vivo normothermique perfusion rénale, lactate représente un marqueur de lésion des cellules. Les valeurs sont stables tout au long de la perfusion. Figure 13:. Osmolarité du sérum, moyenne et écart type (mosm / L) Une osmolarité constante dans la solution de perfusion sécurise faible mais constante, la production d'urine. Des valeurs physiologiques porcine, mesurées in situ: 282 ± 1,7 mosm / L (plage de 279 à 283 mosm / L). Figure 14:. Histologie (H & E) 50X / 200X grossissement de la jonction cortico montrant vacuolisation tubulaire doux. Aucun signe de nécrose.Arget = "_ blank"> S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure. Figure 15: histologie (PAS) 50X / 200X de grossissement de la jonction cortico montrant vacuolisation tubulaire doux.. Aucun signe de nécrose. S'il vous plaît, cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure. Figure 16:. Histologie (TUNEL de coloration) 25X / 200X. Très occasionnellement noyaux sont colorés démontrant taux d'apoptose très faibles. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Discussion

Cette étude démontre que NEVKP avec une solution à base d'érythrocytes peut être effectuée avec d'excellents résultats pour une période de temps prolongée dans un modèle porcin. Pendant les 10 heures de perfusion ex vivo ont démontré les reins des paramètres stables de perfusion, métabolisme rénale active, l'homéostasie, et une lésion rénale minime.

production d'urine et les lésions rénales dépendent de la composition de la solution de perfusion. Il est important de maintenir la pression et l'osmolarité de la solution de perfusion oncotique dans une fourchette physiologique. En particulier, une pression oncotique faible se traduira par une production d'urine non physiologique élevée avec un œdème important du rein et des marqueurs de plus en plus de lésions rénales. STEEN solution contenant de l'albumine est choisi dans ce modèle de réguler la pression oncotique et pour simuler les conditions physiologiques pour le rein. Le bicarbonate de sodium et du gluconate de calcium sont ajoutés au système d'atteindre des valeurs physiologiques du pH, HCO 3 </sub>, le sodium, le potassium, le calcium et le chlorure. Le choix et le dosage du vasodilatateur est important pour garantir le flux sanguin suffisant et l'apport d'oxygène.

La technique de la normothermique perfusion ex vivo rein a plusieurs limitations. Perfusion ex vivo n'a pas été associée à un soutien hormonal du rein, ce qui pourrait avoir un impact négatif périodes de perfusion plus longues. En outre, la nouvelle technologie, à ce point dans le temps, est associée à une augmentation des coûts. Les améliorations futures pourraient simplifier la technologie et de réduire les coûts. La mise au point d'un dispositif de perfusion de rein portable pourrait permettre d'éviter complètement stockage rénale froid à l'avenir.

La pénurie d'organes sévère et persistant conduit à une utilisation accrue des organes marginaux (DPE ou DCD rénaux greffes) 7. Actuellement, la préservation d'organes est basée sur un stockage à froid statique ou hypothermique machine à perfusion. Comme un rhume temps d'ischémie prolongée a un imp significativeLoi sur le résultat de la fonction rénale des critères standard 15 et greffons marginaux 8,9, de nouvelles techniques de conservation minimisant stockage de froid sont un intérêt particulier 16-19.

Un obstacle majeur à utiliser des greffons marginaux plus largement est l'incapacité à évaluer la qualité et la viabilité des organes avant la transplantation. Actuellement, les paramètres ne cliniques tels que l'âge du donneur, les maladies liées à des bailleurs de fonds, et le temps d'ischémie chaude des greffons sont utilisés pour la décision de savoir si un organe est acceptée ou refusée pour la transplantation. En préservant la greffe dans des conditions normothermiques, l'évaluation de greffe basée sur les caractéristiques de perfusion et des données est possible. Paramètres en temps réel tels que le flux vasculaire rénale, la pression, la résistance intrarénale, la production d'urine, la consommation d'oxygène, et les paramètres de lésions rénales (comme l'AST et de lactate) sont censés être des paramètres utiles pour évaluer la viabilité de la greffe.

Dans addition, le métabolisme actif pendant NEVKP permet à l'application de stratégies de réparation pour améliorer les greffes de reins marginaux avant la transplantation. Par exemple, l'inhibition des voies pro-inflammatoires, l'immunomodulation, transfert de gènes, ainsi que l'administration de cellules souches peut être techniques futures pour modifier les greffes de rein au cours de la durée de conservation et d'améliorer les résultats du destinataire.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous voulons remercier le Groupe Sorin (Milan, Italie) pour nous fournir avec des circuits de perfusion rénale sur mesure. En outre, nous remercions XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Suède) pour nous fournir avec une solution Steen, BBraun AG (Melsungen, Allemagne) pour la fourniture de pompes à seringues, et Rieber GmbH & Co KG (Reutlingen, Allemagne).

Materials

Neonatal cardiopulmonary bypass technology SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada) Custom made Neonatal venous reservoir D100 (500 mL, 1/16" in- and outflow), neonatal oxygenator D100, centrifugal pump head (Revolution), arterial bubble filter (D130)
Heart lung machine, Stöckert S3 SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada) Custom made Centrifugal pump, roller pump, control panel (sensors for pressure, flow, temperature, bubbles, and level), oxygen blender, heater unit
Tubing SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada) 01906BPC SG XS 3/16"x 1/16"
019071PC SG XS 1/4"x 1/16"
019060PC SG XH 3/8"x 1/16"
Tubing connectors SORIN GROUP Canada Inc (Markhan, Canada) Various sizes
STEEN solution XVIVO (Göteborg, SWE) 19004 200 mL
Ringer's lactate Baxter (Mississauga, ON, CAN) JB2324 175 mL
Sodium bicarbonate Hospira (Montréal, QC, CAN) 6625050 pH dependent
Calcium gluconate Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON) C31110 Calcium dependent
Heparin Sandoz Canada Inc (Toronto, ON, CAN) 10750 1000 IU
Amino acid and glucose, Travasol 10% Baxter (Mississauga, ON, CAN) JB6760 1 mL/h
Fast acting insulin, Novorapid Novo Nordisk Canada Inc (Mississauga, ON, CAN) DS6H748 5 IE/h
Verapamil Sandoz Canada Inc (Quebec, QC, CAN) 52216 0,25 mg/h
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wolfe, R. A., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. The New England journal of medicine. 341 (23), 1725-1730 (1999).
  2. Rabbat, C. G., Thorpe, K. E., Russell, J. D., Churchill, D. N. Comparison of mortality risk for dialysis patients and cadaveric first renal transplant recipients in Ontario, Canada. Journal of the American Society of Nephrology : JASN. 11 (5), 917-922 (2000).
  3. Fuquay, R., Teitelbaum, I. Transplant outcomes and dialysis modality. Contributions to nephrology. 178, 251-257 (2012).
  4. Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
  5. Davis, A. E., et al. The extent and predictors of waiting time geographic disparity in kidney transplantation in the United States. Transplantation. 97 (10), 1049-1057 (2014).
  6. Perico, N., Cattaneo, D., Sayegh, M. H., Remuzzi, G. Delayed graft function in kidney transplantation. Lancet. 364 (9447), 1814-1827 (2004).
  7. Maggiore, U., Cravedi, P. The marginal kidney donor. Current opinion in organ transplantation. 19 (4), 372-380 (2014).
  8. Dittrich, S., et al. Influence of cold storage on renal ischemia reperfusion injury after non-heart-beating donor explantation. Nephron. Experimental nephrology. 96 (3), e97-e102 (2004).
  9. Summers, D. M., et al. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
  10. Hosgood, S. A., et al. et al. pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. The Journal of surgical research. 171 (1), 283-290 (2011).
  11. Hosgood, S. A., Patel, M., Nicholson, M. L. The conditioning effect of ex normothermic perfusion in an experimental kidney model. The Journal of surgical research. 182 (1), 153-160 (2013).
  12. Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: the first clinical study. American journal of transplantation. official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 13 (5), 1246-1252 (2013).
  13. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiologica. 39 (5), 368-376 (1953).
  14. Stubenitsky, B. M., et al. Exsanguinous metabolic support perfusion–a new strategy to improve graft function after kidney transplantation. Transplantation. 70 (8), 1254-1258 (2000).
  15. Delpech, P. O., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. The British journal of surgery. , (1002).
  16. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England journal of medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  17. Knaak, J. M., et al. Subnormothermic Ex vivo liver perfusion reduces endothelial cell and bile duct injury after DCD pig liver transplantation. Liver transplantation : official publication of the American Association for the Study of Liver Diseases and the International Liver Transplantation Society. , (2014).
  18. Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. Ex vivo normothermic perfusion of declined human kidneys after inadequate in situ perfusion. American journal of transplantation official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 14 (2), 490-491 (2014).
  19. Op den Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. American journal of transplantation official journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 13 (5), 1327-1335 (2013).

Tags

Kidney TransplantOrgan PreservationNormothermic Ex Vivo PerfusionDelayed Graft FunctionMarginal Kidney GraftsCold Ischemic InjuryOrgan AssessmentPorcine ModelOrgan Retrieval

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kaths, J. M., Spetzler, V. N., Goldaracena, N., Echeverri, J., Louis, K. S., Foltys, D. B., Strempel, M., Yip, P., John, R., Mucsi, I., Ghanekar, A., Bagli, D., Robinson, L., Selzner, M. Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation. J. Vis. Exp. (101), e52909, doi:10.3791/52909 (2015).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image