Summary

생체 내 이미징 방법에 급성 및 만성 염증을 구별하는

Published: August 16, 2013
doi:

Summary

우리는 염증 단계를 구별하기위한 비 침습 이미징 방법을 설명합니다. 루미놀의 전신 배달 호중구의 MPO 활동에 의존 급성 염증의 영역을 보여준다. 대조적으로, lucigenin의 주입은 대 식세포에서 Phox 활동에 의존 만성 염증으로 시각화 할 수 있습니다.

Abstract

염증은 많은 인간의 질병의 근본적인 측면이다. 이 비디오 보고서에서, 우리는 마우스 모델에서 급성 및 만성 염증을 구별 비 침습적 생물 발광 영상 기술을 보여줍니다. 조직 손상이나 병원체 침공, 호중구는 급성 염증 반응을 중재에 중요한 역할을 방어의 첫 번째 라인이다. 염증 반응이 진행되면서, 순환 단핵구은 점차 부상의 사이트에 마이그레이션 및 만성 염증을 중재 및 조직 파편을 제거하고 항 염증 사이토 카인을 생산하여 조직 복구를 촉진 성숙한 식세포로 분화. 루미놀의 복강 내 주입 (5 – 아미노 -2,3 – 디 하이드로 -1,4 – phthalazinedione, 나트륨 염)은 주로 조직 침투 호중구에 의해 중재 급성 염증의 검출을 할 수 있습니다. 루미놀은 특히 myeloperoxidase (M에서 생물 발광의 결과 때문에 호중구의 phagosomes를 내 생성 된 과산화물과 반응PO) 매개 반응. Lucigenin (BIS-N-methylacridinium 질산)는 생물 발광을 생성하기 위해 초과 산화물과 반응. 그러나 lucigenin의 생물 발광은 MPO 독립적이며 전적으로 만성 염증시 대 식세포의 식세포 NADPH 산화 효소 (Phox)에 의존합니다. 함께 루미놀과 lucigenin 비 침습 시각화 및 급성 및 만성 염증 단계에 걸쳐 서로 다른 식세포 인구의 경도 평가를 할 수 있습니다. 인간의 질병의 다양한 염증의 중요한 역할을 감안할 때, 우리는이 비 침습 영상 방법은 병적 인 조건의 다양한 호중구와 대 식세포의 차동 역할을 조사 할 수 있습니다 믿습니다.

Introduction

염증은 치유 2 상처, 당뇨병 3, 퇴행성 암 4, 심혈관 5, 6,자가 면역 질환 7 미생물 감염 1 등 인간 질병의 다양한 참여 규제가 엄격한 생물 학적 반응이다. 조직의 염증은 병원균 정리, 조직 복구, 질병 해상도를 달성하기 위해 다양한 면역 세포의 적절한 조정이 필요합니다. 호중구와 대식 세포 조직 염증의 주요 면역 매개체이다. 염증의 급성 단계에서는 백혈구는 각종 유해 자극 및 조직 손상 8 번째 조치입니다. 호중구는 빠르게 세포가 항 미생물 과립 및 식균 작용을 출시하여 미생물을 침해 비활성화 곳, 순환 부상의 사이트에 extravasate. 식균 작용하는 동안, 호중구 세포가 superox의 높은 수준을 생산하는 내 phagosomes를에 미생물을 침해 침몰IDE (O 2 · -). Phagosomal 과산화물은 많은 스트림 반응성 산소 종 (ROS)의 기본 소스입니다. 예를 들어, 초과 산화물은 자연 dismutation 또는 옥사이드 디스 뮤 타제 (SOD) 9, 10에 의해 과산화수소 (H 2 O 2)에 dismutated 할 수 있습니다. 호중구에서 myeloperoxidase는 (MPO) 더 항균 차아 염소산 (유리 HOCl) 11 과산화수소로 변환합니다. 염증 반응이 지속적으로 순환 단핵구은 점차 부상의 사이트에 마이그레이션하고 그 식세포 기능을 비활성화 병원균과 세포 파편을 제거하는 데 도움이 성숙한 대식 세포 2,로 구분. 또한, 염증의 이후 단계에서 중요한 규칙으로, 대식 세포는 항 염증성 사이토 카인 12 생산에 의해 그리고 낮은 레벨 9에서 세포 ROS를 생성하여 조직의 복구를 촉진합니다. 이 이후 단계에서 생성 된 ROS는 조직 리모델링, 새로운 혈관 형성 및 reepithelia을 조절lization 13.

식세포 NADPH 산화 효소 (Phox)는 호중구와 대 식세포 9 모두에서 초과 산화물의 생산의 주요 원천입니다. Phox 누구 조립 단단히 9 규제 멀티 소단위 복잡합니다. holoenzyme 여러 세포질 규제 소단위 (P67 phox, P47 phox, P40 phox 및 RAC)와 막 바인딩 heterodimer 시토크롬 B 558 (소단위 CYBA 및 CYBB으로 구성)이 포함되어 있습니다. 시토크롬 B 558 CYBB 소단위는 (또한 P91 phox 및 NOX2라고도 함) 차 산화 환원 연쇄 반응 9을 수행하는 내 반응이 핵심입니다. 흥미롭게도, 그 조립 사이트는 호​​중구와 대식 세포 사이에 차이가 있습니다. 휴식 호중구에서 시토크롬 B 558 세포 내 저장 과립 (14)의 막에 주로 존재한다. 식균 작용하는 동안, 호중구 H 조립MPO 활동의 높은 수준도 존재 phagosomes를 9 일에 oloenzymes. 호중구 Phox 빠르게 산소를 소비하고 ROS 생산하여 살균 능력을 발휘하는 현상은 호흡 버스트 11라고합니다. 대조적으로, 대식 세포는 MPO 표현의 낮은 수준을 가지고 있고 B 558은 주로 플라즈마 막 15, 16에서 발견된다 시토크롬. 대식 세포가 규제 기능 15 이하 과산화물을 생성하는 동안 따라서 호중구, 항균성 활동을 초과 산화물의 높은 수준을 생산하고 있습니다.

염증이 생체 과정에서 복잡한이기 때문에, 염증의 다른 단계에 대한 구체적인 비 침습 이미징 방법은 질병 모델의 정량적 경도 평가를 허용합니다. 기계론의 연구를 사용하여, 우리는 이전에 두 화학 발광 에이전트의 사용 루미놀 (5 – 아미노 -2,3 – 디 하이드로 -1,4 – phthalazinedione)와 lucigenin (BIS-N-methylacridinium 질산)를 증명하고있다각각 17 염증의 급성 및 후기 (만성) 단계의 비 침습 이미징을위한. lucigenin의 생물 발광은 후반 단계 또는 만성 염증 17과 관련있는 대식 세포의 활동을 평가하는 데 사용할 수있는 반면, 루미놀은 염증 18-20의 급성 단계에서 호중구 MPO 활동을 시각화 할 수 있습니다. 이 논문에서, 우리는이 이미징 기술을 보여주기 위해 두 가지 실험 염증 모델 (SC PMA 및 SC LPS)를 사용.

Protocol

참고 : 모든 동물 실험이 승인 제도 프로토콜 및 동물 관리 지침에 따라 수행되었다. 1. 시약 및 솔루션 SC 접종에 대한 PMA 솔루션 : phorbol 12-스틴 산 5 MG / DMSO에 ML에서 13 아세테이트 (PMA)의 주식 솔루션을 준비합니다. -20 ° C.에 재고 솔루션을 저장 접종 전에 재고 솔루션을 해동하고 PBS 1 MG / ML PMA에 희석. SC 접종에 대한 LPS 솔루션 : 이전 SC 접종 1 MG /…

Representative Results

우리는 실험 염증 모델에서 급성 및 만성 염증을 평가하는 종 생물 발광 영상을 시행 하였다. Phorbol 12 미리 스틴 산 13 – 아세테이트 (PMA)는 수퍼 옥사이드 음이온 생산을위한 Phox을 활성화하고 21 강렬한 급성 염증 반응을 유발 강력한 단백질 키나제 C (PKC) 작용제이다. NCR 누드 마우스에있는 PMA의 50 MG의 SC 주입 주사 부위 18 일 22시 빠른 피부 자극 및 급성 염증, 23를 일으켰?…

Discussion

이 보고서에서, 우리는 살아있는 동물에서 염증의 비 침습 이미징을위한 생물 발광 방법을 보여줍니다. 두 개의 발광 기판, 루미놀 및 lucigenin을 활용하는 방법은 염증의 다른 단계를 구분할 수 있습니다. lucigenin의 생물 발광은 만성 단계에서 대식 세포에 의해 매개되는 반면 루미놀 생물 발광은 염증의 급성 단계에서 호중구와 연결되어 있습니다. 상대적으로 작은 (MW = 177.16 g / 몰)과 전기적으로 ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작품은 낸시 Lurie는 마크 재단에 의해 지원되었다. 우리는 원고의 중요한 읽기 박사 낸시 E. 콜 감사합니다. 우리는이 비디오 보고서를 준비하고있는 그의 도움을 킨 K. 웡 감사합니다.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA) Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO P8139  
Lipopolysaccharide from Salmonella enterica serotype enteritidis Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO L2012  
Luminol (5-amino-2,3-dihydro-1,4-phthalazinedione, sodium salt) Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO A4685  
Lucigenin (bis-N-methylacridinium nitrate) Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO M8010  
IVIS Spectrum imaging system with Living Imaging 4.2 software package Caliper LS/Perkin Elmer, Hopkinton, MA    

References

  1. Premack, B. A., Schall, T. J. Chemokine receptors: gateways to inflammation and infection. Nat. Med. 2, 1174-1178 (1996).
  2. Singer, A. J., Clark, R. A. Cutaneous wound healing. N. Engl. J. Med. 341, 738-746 (1999).
  3. Wellen, K. E., Hotamisligil, G. S. Inflammation, stress, and diabetes. J. Clin. Invest. 115, 1111-1119 (2005).
  4. Weitzman, S. A., Gordon, L. I. Inflammation and cancer: role of phagocyte-generated oxidants in carcinogenesis. Blood. 76, 655-663 (1990).
  5. Ridker, P. M., Cushman, M., et al. Inflammation, aspirin, and the risk of cardiovascular disease in apparently healthy men. N. Engl. J. Med. 336, 973-979 (1997).
  6. Wyss-Coray, T., Mucke, L. Inflammation in neurodegenerative disease–a double-edged sword. Neuron. 35, 419-432 (2002).
  7. Hamilton, J. A. Colony-stimulating factors in inflammation and autoimmunity. Nat. Rev. Immunol. 8, 533-544 (2008).
  8. Harlan, J. M. Leukocyte-endothelial interactions. Blood. 65, 513-525 (1985).
  9. Bedard, K., Krause, K. H. The NOX family of ROS-generating NADPH oxidases: physiology and pathophysiology. Physiol. Rev. 87, 245-313 (2007).
  10. Rest, R. F., Spitznagel, J. K. Subcellular distribution of superoxide dismutases in human neutrophils. Influence of myeloperoxidase on the measurement of superoxide dismutase activity. Biochem. J. 166, 145-153 (1977).
  11. Hampton, M. B., Kettle, A. J., et al. Inside the neutrophil phagosome: oxidants, myeloperoxidase, and bacterial killing. Blood. 92, 3007-3017 (1998).
  12. Serhan, C. N., Savill, J. Resolution of inflammation: the beginning programs the end. Nat. Immunol. 6, 1191-1197 (2005).
  13. Jiang, F., Zhang, Y., et al. NADPH oxidase-mediated redox signaling: roles in cellular stress response, stress tolerance, and tissue repair. Pharmacol. Rev. 63, 218-242 (2011).
  14. Calafat, J., Kuijpers, T. W., et al. Evidence for small intracellular vesicles in human blood phagocytes containing cytochrome b558 and the adhesion molecule CD11b/CD18. Blood. 81, 3122-3129 (1993).
  15. Johansson, A., Jesaitis, A. J., et al. Different subcellular localization of cytochrome b and the dormant NADPH-oxidase in neutrophils and macrophages: effect on the production of reactive oxygen species during phagocytosis. Cell. Immunol. 161, 61-71 (1995).
  16. Kumar, A. P., Piedrafita, F. J., et al. Peroxisome proliferator-activated receptor gamma ligands regulate myeloperoxidase expression in macrophages by an estrogen-dependent mechanism involving the -463GA promoter polymorphism. J. Biol. Chem. 279, 8300-8315 (2004).
  17. Tseng, J. C., Kung, A. L. In vivo imaging of inflammatory phagocytes. Chem Biol. 19, 1199-1209 (2012).
  18. Gross, S., Gammon, S. T., et al. Bioluminescence imaging of myeloperoxidase activity in vivo. Nat. Med. 15, 455-461 (2009).
  19. Kielland, A., Blom, T., et al. In vivo imaging of reactive oxygen and nitrogen species in inflammation using the luminescent probe L-012. Free Radic. Biol. Med. 47, 760-766 (2009).
  20. Zhou, J., Tsai, Y. T., et al. Noninvasive assessment of localized inflammatory responses. Free Radic. Biol. Med. 52, 218-226 (2012).
  21. Karlsson, A., Nixon, J. B., et al. Phorbol myristate acetate induces neutrophil NADPH-oxidase activity by two separate signal transduction pathways: dependent or independent of phosphatidylinositol 3-kinase. J. Leukoc. Biol. 67, 396-404 (2000).
  22. Taylor, R. G., McCall, C. E., et al. Histopathologic features of phorbol myristate acetate-induced lung injury. Lab Invest. 52, 61-70 (1985).
  23. Fukaya, S., Matsui, Y., et al. Overexpression of TNF-alpha-converting enzyme in fibroblasts augments dermal fibrosis after inflammation. Lab Invest. 93, 72-80 (2013).
  24. Lu, Y. C., Yeh, W. C., et al. LPS/TLR4 signal transduction pathway. Cytokine. 42, 145-151 (2008).
  25. Aitken, R. J., Buckingham, D. W., et al. Reactive oxygen species and human spermatozoa: analysis of the cellular mechanisms involved in luminol- and lucigenin-dependent chemiluminescence. J. Cell. Physiol. 151, 466-477 (1992).
  26. Allen, R. C., Loose, L. D. Phagocytic activation of a luminol-dependent chemiluminescence in rabbit alveolar and peritoneal macrophages. Biochem. Biophys. Res. Commun. 69, 245-252 (1976).
  27. Caldefie-Chezet, F., Walrand, S., et al. Is the neutrophil reactive oxygen species production measured by luminol and lucigenin chemiluminescence intra or extracellular? Comparison with DCFH-DA flow cytometry and cytochrome c reduction. Clin. Chim. Acta. 319, 9-17 (2002).
  28. Dahlgren, C., Aniansson, H., et al. Pattern of formylmethionyl-leucyl-phenylalanine-induced luminol- and lucigenin-dependent chemiluminescence in human neutrophils. Infect. Immun. 47, 326-328 (1985).
  29. Dahlgren, C., Karlsson, A. Respiratory burst in human neutrophils. J. Immunol. Methods. 232, 3-14 (1999).
  30. Aerts, C., Wallaert, B., et al. Release of superoxide anion by alveolar macrophages in pulmonary sarcoidosis. Ann. N.Y. Acad. Sci. 465, 193-200 (1986).
  31. Zhang, N., Francis, K. P., et al. Enhanced detection of myeloperoxidase activity in deep tissues through luminescent excitation of near-infrared nanoparticles. Nat Med. , (2013).

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Tseng, J., Kung, A. L. In vivo Imaging Method to Distinguish Acute and Chronic Inflammation. J. Vis. Exp. (78), e50690, doi:10.3791/50690 (2013).

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