Summary

急性及び慢性炎症を区別するために生体内イメージングにおける

Published: August 16, 2013
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Summary

我々は、炎症ステージを区別するための非侵襲的な画像化方法を記載している。ルミノールの全身送達は、好中球MPO活性に依存して急性炎症の領域を明らかにする。これとは対照的に、ルシゲニンの注入はマクロファージにおけるphoxの活動に依存して慢性炎症の可視化を可能にします。

Abstract

炎症は、多くの人間の病気の基本的な側面です。このビデオ報告では、マウスモデルにおける急性および慢性炎症を区別する非侵襲的な生物発光イメージング技術を示す。組織の損傷や病原体の侵入と、好中球は急性炎症反応を媒介する主要な役割を果たし、最初の防衛線である。炎症反応が進行するにつれて、循環する単球は徐々に損傷部位に移動し、慢性炎症を媒介および組織破片を除去し、抗炎症性サイトカインを産生することによって組織の修復を促進する成熟したマクロファージに分化する。ルミノールの腹腔内注射(5 – アミノ-2,3 – ジヒドロ-1,4 – フタラジンジオン、ナトリウム塩)は、主に、組織浸潤性好中球によって媒介される急性炎症を検出することができる。ルミノールは特にミエロ(Mからの生物発光の結果以来、好中球のファゴソーム内で生成されたスーパーオキシドと反応PO)媒介反応。ルシゲニン(ビス-N-メチルアクリジニウム硝酸塩)は、生物発光を生成するために、スーパーオキシドと反応する。しかし、ルシゲニンの生物発光は、MPOとは独立しており、それは、単に慢性炎症時にマクロファージにおける食細胞NADPHオキシダーゼ(phoxの)に依存しています。一緒に、ルミノール及びルシゲニンは、非侵襲的可視化と急性および慢性の両方の炎症のフェーズ間で異なる食細胞集団の縦断的評価を可能にする。人間の種々の疾患における炎症の重要な役割を考えると、我々はこの非侵襲的イメージング法は、病態の多​​様性好中球とマクロファージの差の役割を調査する助けることができると信じて。

Introduction

炎症は微生物感染1を含むヒト疾患の様々に関与して高度に規制生物学的反応であり、癒し2、糖尿病3、4癌、心血管5,6神経変性、自己免疫疾患7巻き。組織の炎症は、病原体クリアランス、組織修復、および疾患の解像度を達成するために、種々の免疫細胞の適切な調整を必要とする。好中球およびマクロファージは組織の炎症の重要な免疫メディエーターである。炎症の急性期では、好中球は、様々な有害な刺激や組織損傷8に最初の応答である。好中球は、急速に細胞が抗微生物顆粒と貪食を解放することによって微生物を侵略不活場所、循環から損傷部位に浸出。食作用の間に、好中球は、細胞がsuperoxの高いレベルを生成するファゴソーム内へと侵入する微生物を巻き込むイド(O – )。ファゴソームスーパーオキシドは、多くの下流活性酸素種(ROS)の主要な源である。例えば、スーパーオキシドは自発的不均化によって、またはスーパーオキシドジスムターゼ(SOD)9,10による過酸化水素(H 2 O 2)にdismutatedすることができる。好中球、ミエロペルオキシダーゼ(MPO)は、さらに、抗微生物次亜塩素酸(HOCl)11に過酸化水素を変換する。炎症反応が続くように、循環する単球は徐々に損傷部位に移行し、その貪食機能不活性化された病原体や細胞の破片を除去するのに役立ち、成熟マクロファージ2、に分化する。また、炎症の後の段階における重要なレギュレータとして、マクロファージは、抗炎症性サイトカイン12を製造することにより、下位レベル9で外ROSを生成することにより、組織の修復を促進します。この後の段階で生成されたROSは、組織の再構築、新たな血管形成、及びreepitheliaを規制lization 13。

食細胞NADPHオキシダーゼ(phoxの)は、好中球およびマクロファージ9の両方でスーパーオキシド産生の主要な源である。 phoxのは、そのアセンブリを厳密に調節されている9、多サブユニット複合体である。ホロ酵素は、いくつかの細胞質調節サブユニット(P67 phoxの 、P47 phoxの 、P40 phoxの 、およびRAC)と膜結合ヘテロチトクロームB 558(サブユニットCYBAとCYBBから成る)が含まれています。シトクロムB 558 CYBBサブユニット(また、P91 phoxのとNOX2として知られている)主な酸化還元連鎖反応9を行い、その中反応コアです。興味深いことに、そのアセンブリサイトは好中球とマクロファージの間で異なっています。安静時の好中球では、チトクロームB 558は、細胞内貯蔵顆粒14の膜中にほとんど存在しています。貪食中に、好中球は、Hを組み立てるMPO活性の高レベルも存在するファゴソーム09でoloenzymes。好中球phoxのが急速に酸素を消費し、ROS産生することにより、殺菌力を発揮する、現象が呼吸バースト11と呼ばれる。対照的に、マクロファージはMPO発現のレベルが低いと、b 558は、主に形質膜15,16に見出されるシトクロム。マクロファージが規制機能15のために以下のスーパーオキシドを生成しつつ好中球は、抗微生物活性について、高レベルのスーパーオキシドを生成する。

炎症は生体内で複雑 ​​な過程であるので、炎症の異なる段階に特異的な非侵襲イメージング法は、疾患モデルの定量的及び長手評価を可能にする。機序の研究を用いて、なおした化学発光剤の使用、ルミノール(5 – アミノ-2,3 – ジヒドロ-1,4 – フタラジンジオン)とルシゲニン(ビス-N-メチルアクリジニウム硝酸塩)を実証している、それぞれ17炎症(慢性)急性および後期の非侵襲的イメージングのため。ルシゲニン生物発光は後期または慢性炎症17に関連して、マクロファージの活性を評価するために使用することができるのに対し、ルミノールは、炎症18-20の急性期における好中球MPO活性の可視化を可能にする。本稿では、これらのイメージング技術を実証するために2つの実験炎症モデル(皮下PMA及び皮下LPS)を用いた。

Protocol

注:すべての動物実験は承認制度のプロトコルと動物のケアのガイドラインの下で行われた。 1。試薬およびソリューション皮下接種のためのPMAは、ソリューション:DMSO中5 mg / mlのにホルボール12 – ミリステート13 – アセテート(PMA)の原液を準備します。 -20℃で原液を保存接種前に、原液を解凍し、PBSで1 mg / mlのPMAに希釈する。 皮下接種?…

Representative Results

我々は実験的炎症モデルにおける急性および慢性炎症を評価するために、縦方向の生物発光イメージングを行った。ホルボール12 -ミリステート13 -アセテート(PMA)は、スーパーオキシドアニオン生産のためのphoxのを活性化し、21強烈な急性の炎症反応をトリガーする強力なプロテインキナーゼC(PKC)アゴニストである。 NCRヌードマウスにおけるPMAの50 mgを皮下注射では、注射部位<s…

Discussion

本稿では、生きている動物の炎症の非侵襲的イメージングのための生物発光法を示しています。 2発光基質、ルミノール及びルシゲニンの利点生かし、方法は炎症の異なる位相を区別することができます。ルシゲニンの生物発光は慢性期中のマクロファージによって媒介されるのに対し、ルミノール生物発光は、炎症の急性期における好中球に関連付けられています。比較的小さい(MW = 177.16…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品はナンシールーリーマークス財団によってサポートされていました。私たちは、原稿の重要な読書のための博士ナンシーE.コールに感謝します。私たちは、このビデオレポートを準備する彼の援助のために金武K.ウォンに感謝します。

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Comments
Phorbol 12-myristate 13-acetate (PMA) Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO P8139  
Lipopolysaccharide from Salmonella enterica serotype enteritidis Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO L2012  
Luminol (5-amino-2,3-dihydro-1,4-phthalazinedione, sodium salt) Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO A4685  
Lucigenin (bis-N-methylacridinium nitrate) Sigma-Aldrich Co., St. Louis, MO M8010  
IVIS Spectrum imaging system with Living Imaging 4.2 software package Caliper LS/Perkin Elmer, Hopkinton, MA    

References

  1. Premack, B. A., Schall, T. J. Chemokine receptors: gateways to inflammation and infection. Nat. Med. 2, 1174-1178 (1996).
  2. Singer, A. J., Clark, R. A. Cutaneous wound healing. N. Engl. J. Med. 341, 738-746 (1999).
  3. Wellen, K. E., Hotamisligil, G. S. Inflammation, stress, and diabetes. J. Clin. Invest. 115, 1111-1119 (2005).
  4. Weitzman, S. A., Gordon, L. I. Inflammation and cancer: role of phagocyte-generated oxidants in carcinogenesis. Blood. 76, 655-663 (1990).
  5. Ridker, P. M., Cushman, M., et al. Inflammation, aspirin, and the risk of cardiovascular disease in apparently healthy men. N. Engl. J. Med. 336, 973-979 (1997).
  6. Wyss-Coray, T., Mucke, L. Inflammation in neurodegenerative disease–a double-edged sword. Neuron. 35, 419-432 (2002).
  7. Hamilton, J. A. Colony-stimulating factors in inflammation and autoimmunity. Nat. Rev. Immunol. 8, 533-544 (2008).
  8. Harlan, J. M. Leukocyte-endothelial interactions. Blood. 65, 513-525 (1985).
  9. Bedard, K., Krause, K. H. The NOX family of ROS-generating NADPH oxidases: physiology and pathophysiology. Physiol. Rev. 87, 245-313 (2007).
  10. Rest, R. F., Spitznagel, J. K. Subcellular distribution of superoxide dismutases in human neutrophils. Influence of myeloperoxidase on the measurement of superoxide dismutase activity. Biochem. J. 166, 145-153 (1977).
  11. Hampton, M. B., Kettle, A. J., et al. Inside the neutrophil phagosome: oxidants, myeloperoxidase, and bacterial killing. Blood. 92, 3007-3017 (1998).
  12. Serhan, C. N., Savill, J. Resolution of inflammation: the beginning programs the end. Nat. Immunol. 6, 1191-1197 (2005).
  13. Jiang, F., Zhang, Y., et al. NADPH oxidase-mediated redox signaling: roles in cellular stress response, stress tolerance, and tissue repair. Pharmacol. Rev. 63, 218-242 (2011).
  14. Calafat, J., Kuijpers, T. W., et al. Evidence for small intracellular vesicles in human blood phagocytes containing cytochrome b558 and the adhesion molecule CD11b/CD18. Blood. 81, 3122-3129 (1993).
  15. Johansson, A., Jesaitis, A. J., et al. Different subcellular localization of cytochrome b and the dormant NADPH-oxidase in neutrophils and macrophages: effect on the production of reactive oxygen species during phagocytosis. Cell. Immunol. 161, 61-71 (1995).
  16. Kumar, A. P., Piedrafita, F. J., et al. Peroxisome proliferator-activated receptor gamma ligands regulate myeloperoxidase expression in macrophages by an estrogen-dependent mechanism involving the -463GA promoter polymorphism. J. Biol. Chem. 279, 8300-8315 (2004).
  17. Tseng, J. C., Kung, A. L. In vivo imaging of inflammatory phagocytes. Chem Biol. 19, 1199-1209 (2012).
  18. Gross, S., Gammon, S. T., et al. Bioluminescence imaging of myeloperoxidase activity in vivo. Nat. Med. 15, 455-461 (2009).
  19. Kielland, A., Blom, T., et al. In vivo imaging of reactive oxygen and nitrogen species in inflammation using the luminescent probe L-012. Free Radic. Biol. Med. 47, 760-766 (2009).
  20. Zhou, J., Tsai, Y. T., et al. Noninvasive assessment of localized inflammatory responses. Free Radic. Biol. Med. 52, 218-226 (2012).
  21. Karlsson, A., Nixon, J. B., et al. Phorbol myristate acetate induces neutrophil NADPH-oxidase activity by two separate signal transduction pathways: dependent or independent of phosphatidylinositol 3-kinase. J. Leukoc. Biol. 67, 396-404 (2000).
  22. Taylor, R. G., McCall, C. E., et al. Histopathologic features of phorbol myristate acetate-induced lung injury. Lab Invest. 52, 61-70 (1985).
  23. Fukaya, S., Matsui, Y., et al. Overexpression of TNF-alpha-converting enzyme in fibroblasts augments dermal fibrosis after inflammation. Lab Invest. 93, 72-80 (2013).
  24. Lu, Y. C., Yeh, W. C., et al. LPS/TLR4 signal transduction pathway. Cytokine. 42, 145-151 (2008).
  25. Aitken, R. J., Buckingham, D. W., et al. Reactive oxygen species and human spermatozoa: analysis of the cellular mechanisms involved in luminol- and lucigenin-dependent chemiluminescence. J. Cell. Physiol. 151, 466-477 (1992).
  26. Allen, R. C., Loose, L. D. Phagocytic activation of a luminol-dependent chemiluminescence in rabbit alveolar and peritoneal macrophages. Biochem. Biophys. Res. Commun. 69, 245-252 (1976).
  27. Caldefie-Chezet, F., Walrand, S., et al. Is the neutrophil reactive oxygen species production measured by luminol and lucigenin chemiluminescence intra or extracellular? Comparison with DCFH-DA flow cytometry and cytochrome c reduction. Clin. Chim. Acta. 319, 9-17 (2002).
  28. Dahlgren, C., Aniansson, H., et al. Pattern of formylmethionyl-leucyl-phenylalanine-induced luminol- and lucigenin-dependent chemiluminescence in human neutrophils. Infect. Immun. 47, 326-328 (1985).
  29. Dahlgren, C., Karlsson, A. Respiratory burst in human neutrophils. J. Immunol. Methods. 232, 3-14 (1999).
  30. Aerts, C., Wallaert, B., et al. Release of superoxide anion by alveolar macrophages in pulmonary sarcoidosis. Ann. N.Y. Acad. Sci. 465, 193-200 (1986).
  31. Zhang, N., Francis, K. P., et al. Enhanced detection of myeloperoxidase activity in deep tissues through luminescent excitation of near-infrared nanoparticles. Nat Med. , (2013).

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Cite This Article
Tseng, J., Kung, A. L. In vivo Imaging Method to Distinguish Acute and Chronic Inflammation. J. Vis. Exp. (78), e50690, doi:10.3791/50690 (2013).

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