Summary

Tre strategie per indurre cheratite neurotrofica e rigenerazione nervosa nella cornea murina

Published: December 08, 2023
doi:

Summary

Qui proponiamo tre diversi metodi per danneggiare le fibre sensoriali che innervano la cornea. Questi metodi facilitano lo studio della rigenerazione degli assoni nei topi. Questi tre metodi, adattabili ad altri modelli animali, sono ideali per lo studio della fisiologia e della rigenerazione dell’innervazione corneale.

Abstract

La cornea è un tessuto trasparente che copre l’occhio ed è fondamentale per una visione chiara. È il tessuto più innervato del corpo. Questa innervazione fornisce sensibilità e funzione trofica all’occhio e contribuisce a preservare l’integrità corneale. L’interruzione patologica di questa innervazione è definita cheratite neurotrofica. Questo può essere innescato da lesioni all’occhio, interventi chirurgici o malattie. In questo studio, proponiamo tre diversi protocolli per infliggere danni all’innervazione in modi che ricapitolano i tre tipi di casi generalmente riscontrati in clinica.

Il primo metodo consiste nell’effettuare un’abrasione dell’epitelio con una fresa oftalmica. Ciò comporta la rimozione dello strato epiteliale, delle terminazioni nervose libere e del plesso sottobasale in modo simile all’intervento di cheratectomia fotorefrattiva eseguito in clinica. Il secondo metodo mira solo all’innervazione sezionandola alla periferia con un punzone da biopsia, mantenendo l’integrità dell’epitelio. Questo metodo è simile alle prime fasi della cheratoplastica lamellare e porta a una degenerazione dell’innervazione seguita dalla ricrescita degli assoni nella cornea centrale. L’ultimo metodo danneggia l’innervazione di un modello murino transgenico utilizzando un microscopio multifotone, che localizza in modo specifico il sito di cauterizzazione delle fibre nervose fluorescenti. Questo metodo infligge gli stessi danni della fotocheratite, una sovraesposizione alla luce UV.

Questo studio descrive diverse opzioni per studiare la fisiopatologia dell’innervazione corneale, in particolare la degenerazione e la rigenerazione degli assoni. Promuovere la rigenerazione è fondamentale per evitare complicazioni come difetti dell’epitelio o persino la perforazione della cornea. I modelli proposti possono aiutare a testare nuove molecole farmacologiche o terapie geniche che migliorano la rigenerazione nervosa e limitano la progressione della malattia.

Introduction

La cornea, che è la superficie trasparente dell’occhio, è composta da tre strati distinti: l’epitelio, lo stroma e l’endotelio. Questo organo ha la più alta densità di innervazione nel corpo ed è composto principalmente da fibre sensoriali (tipi Aδ e C) che originano dal ramo oftalmico del ganglio trigemino. Le fibre sensoriali penetrano nella periferia della cornea nello stroma medio sotto forma di grandi fasci che si ramificano per coprire la superficie. Quindi si biforcano per perforare la membrana di Bowmann e formare il plesso sottobasale, che è facilmente riconoscibile per la formazione di un vortice al centro della cornea. Queste fibre terminano come terminazioni nervose libere sulla superficie esterna dell’epitelio. Sono in grado di trasdurre stimoli termici, meccanici e chimici e di rilasciare fattori trofici essenziali per l’omeostasi dell’epitelio 1,2. La cheratite neurotrofica (NK) è una malattia degenerativa che colpisce l’innervazione sensoriale corneale. Questa malattia rara deriva da una diminuzione o da una perdita della sensibilità corneale che si traduce in una minore produzione di lacrime e scarse proprietà curative della cornea3. La NK progredisce attraverso tre fasi ben descritte, dalla fase 1 in cui i pazienti soffrono di difetti epiteliali, alla fase 3 in cui si verificano la fusione stromale e/o la perforazione corneale4.

Dal punto di vista clinico, le origini di questa malattia possono essere diverse. I pazienti possono perdere l’innervazione corneale dopo lesioni fisiche all’occhio, interventi chirurgici o malattie croniche, come il diabete 5,6. Ad oggi, il processo di patogenesi delle NK rimane poco compreso e le opzioni terapeutiche per questa condizione pericolosa per la vista sono molto limitate. Pertanto, è necessaria una migliore comprensione delle caratteristiche dei difetti epiteliali per comprendere meglio i meccanismi alla base della rigenerazione di tali fibre e potenzialmente promuoverle. Qui, proponiamo diversi modelli di lesioni corneali che inducono NK nei topi.

Il primo modello è l’abrasione dello strato epiteliale della cornea con una bava oculare. Questo modello è stato studiato principalmente nel contesto della rigenerazione dell’epitelio in diversi animali, come roditori e pesci 7,8,9, e per testare molecole che promuovono la guarigione corneale10,11. Fisiologicamente, ci vogliono 2-3 giorni perché le cellule epiteliali chiudano la ferita. Il modello fisiologico dell’innervazione, tuttavia, impiega più di quattro settimane per riprendersi dall’abrasione12,13. Durante l’intervento chirurgico, la bava oculare rimuove lo strato epiteliale della cornea che contiene il plesso sottobasale e le terminazioni nervose libere delle fibre. Questa procedura può essere clinicamente paragonata a quella dei pazienti con cheratectomia fotorefrattiva (PRK) per correggere i difetti refrattivi oculari. La procedura consiste nell’asportazione dell’epitelio della cornea e nel rimodellamento dello stroma con un laser14. I pazienti possono manifestare diversi effetti collaterali a seguito di tale intervento chirurgico, come una diminuzione della densità del nervo corneale per 2 anni e una riduzione della sensibilità per una durata da 3 mesi a un anno dopo l’intervento chirurgico15. Dato che l’intervento chirurgico induce una fragilità del microambiente corneale, questo modello potrebbe aiutare a studiare questi effetti collaterali e sviluppare approcci terapeutici che promuoverebbero una reinnervazione più rapida, riducendo così gli effetti collaterali in questione.

Il secondo modello consiste nel sezionare gli assoni alla periferia della cornea con un punzone bioptico, inducendo una degenerazione walleriana dell’innervazione centrale 16. Dal punto di vista clinico, questo metodo potrebbe essere paragonato alla cheratoplastica lamellare anteriore, in cui il chirurgo realizza una trapanazione parziale della cornea per rimuovere una parte dello spessore anteriore della cornea e sostituirla con un trapianto da donatore 17. Dopo la cheratoplastica lamellare, i pazienti possono soffrire di una serie di sintomi tra cui secchezza oculare, perdita di innervazione corneale e rigetto del trapianto18. Questo modello di assotomia eseguito sui nervi corneali potrebbe fornire informazioni sui meccanismi della degenerazione delle fibre, che si verifica dopo un innesto, seguita dalla rigenerazione degli assoni.

Il terzo metodo danneggia i nervi corneali con un laser. Utilizzando un microscopio multifotone sulla cornea di animali anestetizzati viene indotta la degenerazione dei nervi localizzati nel campo ottico a seguito della formazione di specie reattive dell’ossigeno (ROS), che porta al danno del DNA e alla cavitazione cellulare19. Questo metodo ricapitola il fotodanno corneale indotto dalla sovraesposizione ai raggi UV naturali (scottature solari), che innesca anche la formazione di ROS, portando al danno al DNA20. I pazienti che soffrono di scottature solari corneali provano un grande dolore, poiché il deterioramento delle cellule epiteliali priva le estremità delle fibre corneali di tutto.

I tre metodi qui descritti sono progettati per consentire lo studio del processo di patogenesi NK e della rigenerazione degli assoni. Sono facilmente riproducibili e precisi. Inoltre, consentono un rapido recupero e un facile monitoraggio degli animali.

Protocol

Tutti gli esperimenti sono stati approvati dal National Animal Experiment Board. 1. Preparativi Preparare una soluzione anestetica di ketamina-xilazina per l’anestesia. Iniettare ketamina a 80 mg/kg e xilazina a 10 mg/kg diluendo 200 μL di ketamina (100 mg/mL) e 125 μL di xilazina (20 mg/mL) in 2.175 mL di NaCl sterile allo 0,9%. Preparare una soluzione 0,02 mg/mL di buprenorfina come soluzione analgesica aggiungendo 100 μL di buprenorfina 0,3 mg/mL a 1….

Representative Results

Questo studio propone diversi protocolli per infliggere danni all’innervazione corneale nei topi. Mentre protocolli simili sono stati utilizzati per studiare la fisiopatologia della guarigione dell’epitelio, abbiamo scelto di adattare e sviluppare nuovi metodi per studiare la rigenerazione dell’innervazione corneale. Per osservare l’innervazione, abbiamo usato due tecniche. In primo luogo, abbiamo impiegato una tecnica di immunofluorescenza per colorare le fibre nervose utilizzando un anticorpo pan-neuronale (tubulina BI…

Discussion

La cheratite neurotrofica è considerata una malattia rara, che colpisce 5 individui su 10.000. Tuttavia, le persone che soffrono di NK a causa di una lesione fisica come ustioni chimiche o sindromi come il diabete o la sclerosi multipla non sono incluse in tali statistiche3. Inoltre, questa condizione rimane significativamente sottodiagnosticata22 e la prevalenza della malattia è sottostimata. C’è un forte bisogno di nuovi trattamenti e terapie che promuovano la rigenera…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori ringraziano la dottoressa Karine Loulier per l’accesso alla linea di topi transgenici MAGIC-Markers. Gli autori ringraziano anche la struttura RAM-Neuro e la struttura di imaging MRI, un membro dell’infrastruttura nazionale France-BioImaging supportata dall’Agenzia Nazionale Francese per la Ricerca (ANR-10-INBS-04, “Investimenti per il futuro”). Questa ricerca è stata sostenuta dal programma ATIP-Avenir, dall’Inserm, dalla Région Occitanie, dall’Università di Montpellier, dall’Agenzia Nazionale Francese per la Ricerca (ANR-21-CE17-0061), dalla Fondation pour la Recherche Médicale (FRM Regenerative Medicine, REP202110014140) e dalla Fondazione Groupama.

Materials

0.2 µm seringe filter CLEARLINE 51733
0.5 mm rust ring remover Alger Equipment Company BU-5S
2 mL plastic tubes Eppendrof  30120094
Algerbrush burr, Complete instrument Alger Equipment Company BR2-5
Anti-beta III Tubulin antibody Abcam ab18207
Antigenfix Diapath P0016
Artificial tear Larmes artificielles Martinet N/A
Buprecare Animalcare N/A
Cotton swab Any provider N/A
Dissecting tools Fine Science Tools N/A
Fluorescein Merck 103887
Gelatin from cold water fish skin Sigma G7765
Goat serum Merck S26
Head Holder Narishige SGM 4
Heated plate BIOSEB LAB instruments BIO-HE002
Hoechst 33342 Thermo Fisher Scientific H3570
Imalgene 1000 BOEHRINGER INGELHEIM ANIMAL HEALTH France N/A French marketing authorization numbre: FR/V/0167433 4/1992
LAS X software Leica N/A Large volume computational clearing (LVCC) process
Laser Chameleon Ultra II Coherent N/A
Laser power meter Coherent N/A
Leica Thunder Imager Tissue microscope Leica N/A
Multi-photon Zeiss LSM 7MP upright microscope Zeiss N/A
Ocry-gel TVM lab N/A
Parametric oscillator Coherent N/A
Penlights with blue cobalt filtercap Bernell ALPEN
Petri dish Thermo Scientific 150318 Axotomy protocol
Petridish Thermo Scientific 150288 Cornea whole-mount processing
Rompun 2% Elanco N/A French marketing authorization numbre: FR/V/8146715 2/1980
Sterile biopsy punch 2.5 mm LCH medical LCH-PUK-25
Triton X-100 VWR 0694
Vectashield EuroBioSciences H-1000 Mounting medium

Referências

  1. Marfurt, C. F., Cox, J., Deek, S., Dvorscak, L. Anatomy of the human corneal innervation. Exp Eye Res. 90 (4), 478-492 (2010).
  2. Al-Aqaba, M. A., Dhillon, V. K., Mohammed, I., Said, D. G., Dua, H. S. Corneal nerves in health and disease. Prog Retin Eye Res. 73, 100762 (2019).
  3. Dua, H. S., et al. Neurotrophic keratopathy. Prog Retin Eye Res. 66, 107-131 (2018).
  4. Bonini, S., Rama, P., Olzi, D., Lambiase, A. Neurotrophic keratitis. Eye. 17 (8), 989-995 (2003).
  5. Barrientez, B., et al. Corneal Injury: Clinical and molecular aspects. Exp Eye Res. 186, 107709 (2019).
  6. Willmann, D., Fu, L., Melanson, S. W. Corneal Injury. StatPearls. , (2023).
  7. Kalha, S., et al. Bmi1+ progenitor cell dynamics in murine cornea during homeostasis and wound healing. Stem Cells. 36 (4), 562-573 (2018).
  8. Park, J. W., et al. Potential roles of nitrate and nitrite in nitric oxide metabolism in the eye. Sci Rep. 10 (1), 13166 (2020).
  9. Ikkala, K., Stratoulias, V., Michon, F. Unilateral corneal insult in Zebrafish results in a bilateral cell shape and identity modification, supporting wound closure. bioRxiv. , (2021).
  10. Yang, L., et al. Substance P promotes diabetic corneal epithelial wound healing through molecular mechanisms mediated via the Neurokinin-1 receptor. Diabetes. 63 (12), 4262-4274 (2014).
  11. Zhao, W., He, X., Liu, R., Ruan, Q. Accelerating corneal wound healing using exosome-mediated targeting of NF-κB c-Rel. Inflamm Regen. 43 (1), 6 (2023).
  12. Downie, L. E., et al. Recovery of the sub-basal nerve plexus and superficial nerve terminals after corneal epithelial injury in mice. Exp Eye Res. 171, 92-100 (2018).
  13. He, J., Pham, T. L., Kakazu, A. H., Bazan, H. E. P. Remodeling of substance P sensory nerves and transient receptor potential melastatin 8 (TRPM8) cold receptors after corneal experimental surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 60 (7), 2449-2460 (2019).
  14. Bandeira, F., Yusoff, N. Z., Yam, G. H. -. F., Mehta, J. S. Corneal reinnervation following refractive surgery treatments. Neural Regen Res. 14 (4), 557-565 (2019).
  15. Erie, J. C., McLaren, J. W., Hodge, D. O., Bourne, W. M. Recovery of corneal subbasal nerve density after PRK and LASIK. Am J Ophthalmol. 140 (6), 1059-1064.e1 (2005).
  16. Coleman, M. P., Freeman, M. R. Wallerian degeneration, WldS, and Nmnat. Annu Rev Neurosci. 33, 245-267 (2010).
  17. Arenas, E., Esquenazi, S., Anwar, M., Terry, M. Lamellar corneal transplantation. Surv Ophthalmol. 57 (6), 510-529 (2012).
  18. Niederer, R. L., Perumal, D., Sherwin, T., McGhee, C. N. J. Corneal innervation and cellular changes after corneal transplantation: An in vivo confocal microscopy study. Invest Ophthalmol Vis Sci. 48 (2), 621-626 (2007).
  19. Icha, J., Weber, M., Waters, J. C., Norden, C. Phototoxicity in live fluorescence microscopy, and how to avoid it. BioEssays. 39 (8), 1700003 (2017).
  20. Volatier, T., Schumacher, B., Cursiefen, C., Notara, M. UV protection in the cornea: Failure and rescue. Biologia. 11 (2), 278 (2022).
  21. Loulier, K., et al. Multiplex cell and lineage tracking with combinatorial labels. Neuron. 81 (3), 505-520 (2014).
  22. Dana, R., et al. Expert consensus on the identification, diagnosis, and treatment of neurotrophic keratopathy. BMC Ophthalmol. 21 (1), 327 (2021).
  23. Matsumoto, Y., et al. Autologous serum application in the treatment of neurotrophic keratopathy. Ophthalmology. 111 (6), 1115-1120 (2004).
  24. Bonini, S., et al. Phase II randomized, double-masked, vehicle-controlled trial of recombinant human nerve growth factor for neurotrophic keratitis. Ophthalmology. 125 (9), 1332-1343 (2018).
  25. Aggarwal, S., Colon, C., Kheirkhah, A., Hamrah, P. Efficacy of autologous serum tears for treatment of neuropathic corneal pain. Ocul Surf. 17 (3), 532-539 (2019).
  26. Singh, N. P., Said, D. G., Dua, H. S. Lamellar keratoplasty techniques. Indian J Ophthalmol. 66 (9), 1239-1250 (2018).
  27. Gautier, B., et al. AAV2/9-mediated gene transfer into murine lacrimal gland leads to a long-term targeted tear film modification. Mol Ther Methods Clin Dev. 27, 1-16 (2022).
check_url/pt/66182?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Meneux, L., Caballero, A., Boukhaddaoui, H., Michon, F. Three Strategies to Induce Neurotrophic Keratitis and Nerve Regeneration in Murine Cornea. J. Vis. Exp. (202), e66182, doi:10.3791/66182 (2023).

View Video