Her foreslår vi tre forskellige metoder til at beskadige de sensoriske fibre, der inderverer hornhinden. Disse metoder letter undersøgelsen af axonregenerering hos mus. Disse tre metoder, som kan tilpasses andre dyremodeller, er ideelle til undersøgelse af hornhindeinnerveringsfysiologi og regenerering.
Hornhinden er et gennemsigtigt væv, der dækker øjet og er afgørende for klart syn. Det er det mest innerverede væv i kroppen. Denne innervering giver fornemmelse og trofisk funktion til øjet og bidrager til at bevare hornhindens integritet. Den patologiske forstyrrelse af denne innervering kaldes neurotrofisk keratitis. Dette kan udløses af øjenskader, kirurgi eller sygdom. I denne undersøgelse foreslår vi tre forskellige protokoller til at påføre innerveringen skade på måder, der rekapitulerer de tre typer tilfælde, der generelt opstår i klinikken.
Den første metode består i at lave en slid af epitelet med en oftalmisk burr. Dette indebærer fjernelse af epitellaget, de frie nerveender og subbasal plexus på en måde, der ligner den fotorefraktive keratektomikirurgi, der udføres i klinikken. Den anden metode retter sig kun mod innerveringen ved at sektionere den i periferien med en biopsistans, der opretholder epithelets integritet. Denne metode ligner de første trin i lamellær keratoplastik og fører til en degeneration af innerveringen efterfulgt af genvækst af axonerne i den centrale hornhinde. Den sidste metode beskadiger innerveringen af en transgen musemodel ved hjælp af et multifotonmikroskop, som specifikt lokaliserer stedet for cauterization af de fluorescerende nervefibre. Denne metode påfører den samme skade som fotokeratitis, en overeksponering for UV-lys.
Denne undersøgelse beskriver forskellige muligheder for at undersøge fysiopatologien af hornhindeinnervering, især degeneration og regenerering af axonerne. Fremme af regenerering er afgørende for at undgå sådanne komplikationer som epiteldefekter eller endda perforering af hornhinden. De foreslåede modeller kan hjælpe med at teste nye farmakologiske molekyler eller genterapi, der forbedrer nerveregenerering og begrænser sygdomsprogression.
Hornhinden, som er øjets gennemsigtige overflade, består af tre forskellige lag: epitelet, stromaen og endotelet. Dette organ har den højeste tæthed af innervering i kroppen og består hovedsageligt af sensoriske fibre (type Aδ og C), der stammer fra den oftalmiske gren af trigeminusganglionen. Sensoriske fibre trænger ind i hornhindens periferi i midten af stroma i form af store bundter, der forgrener sig for at dække overfladen. De forgrener sig derefter for at gennembore Bowmanns membran og danner den subbasale plexus, som let genkendes ved dannelsen af en hvirvel i midten af hornhinden. Disse fibre slutter som frie nerveender på epitelets ydre overflade. De er i stand til at transducere termiske, mekaniske og kemiske stimuli og frigive trofiske faktorer, der er afgørende for epitelhomeostase 1,2. Neurotrofisk keratitis (NK) er en degenerativ sygdom, der påvirker hornhinden sensorisk innervering. Denne sjældne sygdom stammer fra et fald eller et tab af hornhindefølsomhed, der resulterer i lavere tåreproduktion og dårlige helingsegenskaber hos hornhinden3. NK udvikler sig gennem tre velbeskrevne stadier, fra stadie 1, hvor patienter lider af epiteldefekter, til trin 3, hvor stromalsmeltning og/eller hornhindeperforering forekommer4.
Klinisk kan oprindelsen af denne sygdom være forskelligartet. Patienter kan miste hornhindeinnervering efter fysisk skade på øjet, kirurgi eller gennem kroniske sygdomme, såsom diabetes 5,6. Hidtil er NK-patogeneseprocessen dårligt forstået, og terapeutiske muligheder for denne synstruende tilstand er meget begrænsede. Derfor er der behov for en bedre forståelse af egenskaberne ved epiteldefekter for bedre at forstå mekanismerne bag regenerering af disse fibre og potentielt fremme dem. Her foreslår vi flere modeller af hornhindeskade, der fremkalder NK hos mus.
Den første model er slid af hornhindens epitellag med en okulær burr. Denne model er hovedsageligt blevet undersøgt i forbindelse med regenerering af epitelet hos forskellige dyr, såsom gnavere og fisk 7,8,9, og for at teste molekyler, der fremmer hornhindeheling10,11. Fysiologisk tager det 2-3 dage for epitelcellerne at lukke såret. Det fysiologiske mønster af innerveringen tager imidlertid mere end fire uger at komme sig efter slid12,13. Under operationen fjerner den okulære burr hornhindens epitellag, der indeholder subbasal plexus og fibrenes frie nerveender. Denne procedure kan klinisk sammenlignes med patienter med fotorefraktiv keratektomi (PRK) for at korrigere øjenbrydningsdefekter. Fremgangsmåden består i at fjerne hornhindens epitel og derefter omforme stroma med en laser14. Patienter kan opleve flere bivirkninger efter en sådan operation, såsom et fald i hornhindenervetætheden i 2 år og en reduktion i følsomheden i en varighed på 3 måneder til et år efter operationen15. I betragtning af at operationen inducerer en skrøbelighed i hornhindemikromiljøet, kan denne model hjælpe med at undersøge disse bivirkninger og udvikle terapeutiske tilgange, der vil fremme hurtigere reinnervering og dermed reducere de pågældende bivirkninger.
Den anden model består i at sektionere axonerne i hornhindens periferi med en biopsistans, hvilket inducerer en wallersk degeneration af den centrale innervering 16. Klinisk kan denne metode sammenlignes med anterior lamellær keratoplastik, hvor kirurgen realiserer en delvis trephination af hornhinden for at fjerne en del af hornhindens forreste tykkelse og erstatte den med en donortransplantation 17. Efter lamellær keratoplastik kan patienterne lide af en række symptomer, herunder tørre øjne, tab af hornhindeinnervering og transplantatafstødning18. Denne axotomimodel udført på hornhindenerver kunne give indsigt i mekanismerne for fiberdegeneration, som opstår efter et transplantat efterfulgt af axonernes regenerering.
Den tredje metode beskadiger hornhindenerverne med en laser. Ved at anvende et multifotonmikroskop på hornhinden hos bedøvede dyr induceres degeneration af nerverne lokaliseret i det optiske felt som et resultat af dannelse af reaktive iltarter (ROS), hvilket fører til DNA-skade og cellulær kavitation19. Denne metode rekapitulerer hornhindefotoskader induceret af overeksponering for naturlig UV (solskoldning), som også udløser ROS-dannelse, hvilket fører til DNA-skade20. Patienter, der lider af hornhinde solskoldning, oplever stor smerte, da forringelsen af epitelceller fratager hornhindefibrenes ekstremiteter af alle.
De tre metoder, der er beskrevet her, er designet til at muliggøre undersøgelse af NK-patogeneseprocessen og axonregenerering. De er let reproducerbare og præcise. Desuden giver de mulighed for hurtig genopretning og nem overvågning af dyrene.
Neurotrofisk keratitis betragtes som en sjælden sygdom, der påvirker 5 ud af 10.000 individer. Personer, der lider af NK på grund af en fysisk skade såsom kemiske forbrændinger eller syndromer som diabetes eller multipel sklerose, er imidlertid ikke medtaget i disse statistikker3. Desuden forbliver denne tilstand signifikant underdiagnosticeret22, og forekomsten af sygdommen undervurderes. Der er et stærkt behov for nye behandlinger og terapi, der vil fremme axonregen…
The authors have nothing to disclose.
Forfatterne takker Dr. Karine Loulier for adgangen til den transgene muselinje MAGIC-Markers. Forfatterne takker også RAM-Neuro dyrekernefaciliteten og billeddannelsesfaciliteten MRI, et medlem af Frankrig-BioImagings nationale infrastruktur støttet af det franske nationale forskningsagentur (ANR-10-INBS-04, “Investeringer for fremtiden”). Denne forskning blev støttet af ATIP-Avenir-programmet, Inserm, Région Occitanie, University of Montpellier, det franske nationale forskningsagentur (ANR-21-CE17-0061), Fondation pour la Recherche Médicale (FRM Regenerative Medicine, REP202110014140) og Groupama Foundation.
0.2 µm seringe filter | CLEARLINE | 51733 | |
0.5 mm rust ring remover | Alger Equipment Company | BU-5S | |
2 mL plastic tubes | Eppendrof | 30120094 | |
Algerbrush burr, Complete instrument | Alger Equipment Company | BR2-5 | |
Anti-beta III Tubulin antibody | Abcam | ab18207 | |
Antigenfix | Diapath | P0016 | |
Artificial tear | Larmes artificielles Martinet | N/A | |
Buprecare | Animalcare | N/A | |
Cotton swab | Any provider | N/A | |
Dissecting tools | Fine Science Tools | N/A | |
Fluorescein | Merck | 103887 | |
Gelatin from cold water fish skin | Sigma | G7765 | |
Goat serum | Merck | S26 | |
Head Holder | Narishige | SGM 4 | |
Heated plate | BIOSEB LAB instruments | BIO-HE002 | |
Hoechst 33342 | Thermo Fisher Scientific | H3570 | |
Imalgene 1000 | BOEHRINGER INGELHEIM ANIMAL HEALTH France | N/A | French marketing authorization numbre: FR/V/0167433 4/1992 |
LAS X software | Leica | N/A | Large volume computational clearing (LVCC) process |
Laser Chameleon Ultra II | Coherent | N/A | |
Laser power meter | Coherent | N/A | |
Leica Thunder Imager Tissue microscope | Leica | N/A | |
Multi-photon Zeiss LSM 7MP upright microscope | Zeiss | N/A | |
Ocry-gel | TVM lab | N/A | |
Parametric oscillator | Coherent | N/A | |
Penlights with blue cobalt filtercap | Bernell | ALPEN | |
Petri dish | Thermo Scientific | 150318 | Axotomy protocol |
Petridish | Thermo Scientific | 150288 | Cornea whole-mount processing |
Rompun 2% | Elanco | N/A | French marketing authorization numbre: FR/V/8146715 2/1980 |
Sterile biopsy punch 2.5 mm | LCH medical | LCH-PUK-25 | |
Triton X-100 | VWR | 0694 | |
Vectashield | EuroBioSciences | H-1000 | Mounting medium |