Summary

Desarrollo y Aplicación de Ensayos Biofísicos para la Evaluación de la Formación de Complejos Ternarios Inducida por Quimeras Dirigidas a la Proteólisis (PROTACS)

Published: January 12, 2024
doi:

Summary

En este trabajo se describen protocolos para la caracterización biofísica de la formación de complejos ternarios inducidos por quimeras dirigidas a proteólisis (PROTACS) que involucran a las ubiquitinas ligasa Von Hippel-Lindau E3 ligasa (VHL) y Cereblon (CRBN). Los métodos biofísicos que se ilustran en este documento incluyen la resonancia de plasmones de superficie (SPR), la interferometría de biocapas (BLI) y la calorimetría de titulación isotérmica (ITC).

Abstract

Las ligasas E3 y las proteínas destinadas a la degradación pueden ser inducidas a formar complejos por moléculas heterobifuncionales en un proceso de varios pasos. La cinética y la termodinámica de las interacciones involucradas contribuyen a la eficiencia de la ubiquitinación y la degradación resultante de la proteína. Las técnicas biofísicas como la resonancia de plasmones de superficie (SPR), la interferometría de biocapas (BLI) y la calorimetría de titulación isotérmica (ITC) proporcionan información valiosa que se puede utilizar en la optimización de esas interacciones. Utilizando dos sistemas modelo, se estableció un conjunto de herramientas de ensayo biofísico para comprender la cooperatividad de la formación de complejos ternarios y el impacto del “efecto gancho” en la cinética de unión. En un caso, se evaluó una molécula de proteólisis dirigida a quimera (PROTAC) que indujo la formación de complejos ternarios entre Brd4BD2 y VHL. La molécula heterobifuncional, MZ1, tiene afinidades nM tanto por la proteína Brd4BD2 (SPR K D = 1 nM, ITC K D = 4 nM) como por el complejo BVS (SPR KD = 29 nM, ITC KD = 66 nM). Para este sistema, se desarrollaron ensayos robustos de SPR, BLI e ITC que reprodujeron los resultados publicados que demuestran la cooperatividad de la formación de complejos ternarios. En el otro caso, se estudió una molécula que indujo complejos ternarios entre una proteína de 46,0 kDa, PPM1D, y cereblon [CRBN (319-442)]. La molécula heterobifuncional, BRD-5110, tiene una SPR K D = 1 nM para PPM1D pero una unión mucho más débil contra el complejo CRBN truncado (319-442) (SPR KD = ~ 3 μM). En ese caso, la unión de CRBN en SPR no era saturable, lo que daba lugar a un “efecto gancho”. Se evaluaron los requisitos de rendimiento y reactivos para SPR, BLI e ITC, y se proporcionaron recomendaciones generales para su aplicación a los proyectos PROTAC.

Introduction

La poliubiquitinación de proteínas en la célula es un proceso estrechamente regulado que involucra enzimas de la familia de la ubiquitina ligasa 1,2. Las enzimas terminales en la vía son las ligasas de ubiquitina E3 que unen covalentemente las moléculas de ubiquitina a sus socios de unión a proteínas3. La poliubiquitinación de esos socios de unión a proteínas se dirige a ellos para la degradación proteolítica por el proteasoma4. Este sistema forma parte del proceso de homeostasis de proteínas que se ha aprovechado terapéuticamente para inducir la degradación de proteínas implicadas en la enfermedad5. Las moléculas pequeñas que inducen la interacción entre las ligasas de ubiquitina E3, como la ligasa E3 de Von Hippel-Lindau (VHL) o el cereblon (CRBN), suelen estar compuestas por una ojiva de unión a la ligasa E3 conectada por un enlazador flexible a una ojiva que se une a la proteína que se destina a la degradación. Estas moléculas heterobifuncionales se conocen comúnmente como quimeras dirigidas a la proteólisis o PROTACS6.

El desarrollo de PROTACS implica la evaluación de la capacidad de las moléculas para inducir la degradación de proteínas en las células. Se han desarrollado muchos sistemas de ensayo celular que monitorizan la interacción inducida entre la proteína diana y los componentes de la ligasa E3, como VHL o CRBN, tras el tratamiento de las células con una molécula PROTAC. Uno de estos ensayos celulares, el sistema nanoluc-Halotag7, involucra una ligasa E3 fusionada con el aceptor de Halotag y una proteína diana marcada con un donante de nanoluc. La formación de complejos ternarios acerca el donante de nanoluc y el aceptor de Halotag, lo que permite la transferencia de energía del donante al aceptor, lo que resulta en la emisión de luz. Las variaciones de este sistema se pueden utilizar para evaluar la permeabilidad celular de las moléculas PROTACS8 o los cambios en el nivel relativo de ubiquitinación de la proteína diana9. Si bien estos sistemas celulares son esenciales para impulsar la optimización de PROTACS, la formación de complejos entre las ligasas E3 y las proteínas destinadas a la degradación es un proceso de varios pasos10,11. La cinética y termodinámica de las interacciones binarias y ternarias involucradas contribuyen a la eficiencia, ubiquitinación y la degradación resultante de la proteína12,13,14.

En este trabajo se describen los protocolos que pueden adaptarse para la caracterización biofísica de la formación de complejos ternarios inducidos por PROTACS utilizando resonancia de plasmón de superficie (SPR), interferometría de biocapas (BLI) y calorimetría de titulación isotérmica (ITC). Los protocolos SPR e ITC para la molécula MZ1 PROTAC que induce la formación de complejos ternarios entre Brd4BD2 y VHL derivados de los reportes de la literatura13,15 y aquí descritos fueron capaces de recapitular los resultados reportados con alguna modificación de los procedimientos reportados, los cuales serán discutidos. En este informe se incluye una descripción de un ensayo BLI utilizado para evaluar la formación de complejos ternarios entre MZI, Brd4BD2 y VHL. Las mediciones de afinidad de BLI fueron consistentes con las observadas en SPR e ITC. También se describe un protocolo previamente publicado en el que se desarrolló un ensayo SPR para evaluar la formación de complejos ternarios inducidos por PROTAC entre PPM1D, una proteína fosfatasa Ser/Thr cuya expresión es inducida de forma dependiente de p5316, y CRBN. En este caso, la molécula PROTAC tiene una afinidad nanomolar por PPM1D, pero solo una afinidad micromolar por CRBN. En este caso, la unión de la molécula PROTAC a CRBN no es saturable, lo que da lugar al “efecto gancho” comúnmente observado. El efecto gancho es una propiedad de tres sistemas corporales en los que hay dos especies que pueden formar un complejo heterotrimérico cuando ambas están unidas a una molécula puente (Figura 1)17. El efecto gancho se observa cuando la especie puente está en exceso de concentración en relación con las otras dos especies. El estado resultante es aquel en el que las interacciones binarias superan a las interacciones ternarias. Los sistemas en los que se observa el efecto gancho requieren consideraciones específicas de diseño experimental que se analizan en este informe. Se proporcionan conceptos generales y requisitos de reactivos para evaluar la utilización de ensayos biofísicos para la evaluación de la formación de complejos ternarios inducidos por PROTAC.

Protocol

Todas las proteínas fueron sobreexpresadas en E. coli con buen rendimiento y pureza (>80%) siguiendo los protocolos de la literatura18. La biotinilación se llevó a cabo mediante una reacción catalizada por BirA18. Todas las moléculas pequeñas se prepararon en soluciones madre de 1 mM en 100% DMSO. Los procedimientos descritos en este documento no requieren equipo de seguridad de laboratorio especializado ni precauciones. Se debe usar equipo de protección per…

Representative Results

La caracterización del complejo binario BVS: MZ1 y del complejo ternario BVS: MZ1: Brd4BD2 se puede encontrar en la Figura 2 (ITC), la Figura 3 (BLI) y la Figura 4 (SPR) utilizando un tampón muy similar. El KD extraído de los ensayos ortogonales es consistente. La cooperatividad se puede calcular por K D (binario) / KD (ternario), que es altamente positivo (15 de ITC o 26 de SPR). …

Discussion

La caracterización biofísica de las interacciones binarias y ternarias entre las moléculas PROTAC y sus socios de unión a proteínas puede proporcionar información única y complementaria en relación con los sistemas celulares ampliamente utilizados. Comprender la afinidad entre cada ojiva de una molécula PROTAC y sus socios de unión a proteínas puede ayudar a guiar los esfuerzos de química médica hacia la optimización de esas interacciones. Las estructuras cristalinas de los complejos ternarios PROTAC public…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por un premio de Innovación y Desarrollo Tecnológico del Centro para el Desarrollo de Terapias del Instituto Broad del MIT y Harvard. Los autores desean agradecer a los miembros del equipo directivo superior y al comité de revisión por su apoyo a este trabajo.

Materials

96-plate Greiner 655076 flat-bottom, black plates used In BLI experiments
96-well plate Nunc 73520-120 Plate use for ITC sample preparation
96-well plate Greiner 650101 Plate used to prepare samples for SPR experiments
Auto iTC200 micro-calorimeter Malvern Panalytical Instrument used to perform ITC experiments. Product discontinued.
Biacore S200 Cytiva 29136649 Instrument used to perform SPR experiments
MZ1 ProbeChem PC-60099 PROTAC that binds to VHL and Brd4BD2
NTA sensor chip Cytiva BR100532 SPR chip used to perform SPR experiments involving PPM1D
Octet Red-384 Sartorius Instrument used to perform BLI experiments. Product discontinued.
Plate cover Malvern PQA0001 Cover for Nunc 96-well plate (73520-120)
Plate cover Cytiva 28975816 Plate cover for Greiner plate (650101)
Series S SA sensor chip Cytiva BR100531 SPR chip used to perform SPR experiments involving MZ1:VHL:BRD4
Streptavidin (SA) Dip and Read Biosensors Sartorius 18-509 Coated sensors used in BLI experiments

Referências

  1. Balaji, V., Hoppe, T. Regulation of E3 ubiquitin ligases by homotypic and heterotypic assembly. F1000Research. 9, (2020).
  2. Song, L., Luo, Z. -. Q. Post-translational regulation of ubiquitin signaling. Journal of Cell Biology. 218 (6), 1776-1786 (2019).
  3. Yang, Q., Zhao, J., Chen, D., Wang, Y. E3 ubiquitin ligases: styles, structures and functions. Molecular Biomedicine. 2 (1), 23 (2021).
  4. Grice, G. L., Nathan, J. A. The recognition of ubiquitinated proteins by the proteasome. Cellular and Molecular Life Sciences: CMLS. 73 (18), 3497-3506 (2016).
  5. Chirnomas, D., Hornberger, K. R., Crews, C. M. Protein degraders enter the clinic – a new approach to cancer therapy. Nature Reviews Clinical Oncology. 20 (4), 265-278 (2023).
  6. Toure, M., Crews, C. M. Small-molecule PROTACS: New approaches to protein degradation. Angewandte Chemie (International ed. In English). 55 (6), 1966-1973 (2016).
  7. Ottis, P., Toure, M., Cromm, P. M., Ko, E., Gustafson, J. L., Crews, C. M. Assessing different E3 ligases for small molecule induced protein ubiquitination and degradation. ACS Chemical Biology. 12 (10), 2570-2578 (2017).
  8. Riching, K. M., et al. Quantitative live-cell kinetic degradation and mechanistic profiling of PROTAC mode of action. ACS Chemical Biology. 13 (9), 2758-2770 (2018).
  9. Nabet, B., et al. The dTAG system for immediate and target-specific protein degradation. Nature Chemical Biology. 14 (5), 431-441 (2018).
  10. Paiva, S. -. L., Crews, C. M. Targeted protein degradation: elements of PROTAC design. Current Opinion in Chemical Biology. 50, 111-119 (2019).
  11. Hershko, A., Ciechanover, A. The ubiquitin system. Annual Review of Biochemistry. 67, 425-479 (1998).
  12. Chan, K. -. H., Zengerle, M., Testa, A., Ciulli, A. Impact of target warhead and linkage vector on inducing protein degradation: Comparison of bromodomain and extra-terminal (BET) degraders derived from triazolodiazepine (JQ1) and tetrahydroquinoline (I-BET726) BET inhibitor scaffolds. Journal of Medicinal Chemistry. 61 (2), 504-513 (2018).
  13. Roy, M. J., et al. SPR-measured dissociation kinetics of PROTAC ternary complexes influence target degradation rate. ACS Chemical Biology. 14 (3), 361-368 (2019).
  14. Pierce, N. W., Kleiger, G., Shan, S., Deshaies, R. J. Detection of sequential polyubiquitylation on a millisecond timescale. Nature. 462 (7273), 615-619 (2009).
  15. Gadd, M. S., et al. Structural basis of PROTAC cooperative recognition for selective protein degradation. Nature Chemical Biology. 13 (5), 514-521 (2017).
  16. Nahta, R., Castellino, R. C. Phosphatase magnesium-dependent 1 δ (PPM1D), serine/threonine protein phosphatase and novel pharmacological target in cancer. Biochemical Pharmacology. 184, 114362 (2021).
  17. Douglass, E. F., Miller, C. J., Sparer, G., Shapiro, H., Spiegel, D. A. A comprehensive mathematical model for three-body binding equilibria. Journal of the American Chemical Society. 135 (16), 6092-6099 (2013).
  18. Zorba, A., et al. Delineating the role of cooperativity in the design of potent PROTACs for BTK. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (31), E7285-E7292 (2018).
  19. Fairhead, M., Howarth, M. Site-specific biotinylation of purified proteins using BirA. Methods in Molecular Biology. 1266, 171-184 (2015).
  20. Nowak, R. P., et al. Plasticity in binding confers selectivity in ligand-induced protein degradation. Nature Chemical Biology. 14 (7), 706-714 (2018).

Play Video

Citar este artigo
Jiang, W., Soutter, H. The Development and Application of Biophysical Assays for Evaluating Ternary Complex Formation Induced by Proteolysis Targeting Chimeras (PROTACS). J. Vis. Exp. (203), e65718, doi:10.3791/65718 (2024).

View Video