Summary

فحص الحيوانات المنوية للعزل السريع لتعديلات الخط الجرثومي في الزرد

Published: February 10, 2023
doi:

Summary

أحدثت تقنيات كريسبر-كاس ثورة في مجال تحرير الجينوم. ومع ذلك ، فإن العثور على تعديل الخط الجرثومي المطلوب وعزله لا يزال يمثل عنق الزجاجة الرئيسي. لذلك ، يصف هذا البروتوكول طريقة قوية لفحص الحيوانات المنوية لأسماك الزرد المحقونة ب F0 CRISPR بسرعة لإجراء تعديلات على الخط الجرثومي باستخدام تقنيات تفاعل البوليميراز المتسلسل القياسية وهضم التقييد والرحلان الكهربائي الهلامي.

Abstract

أحدث ظهور تقنيات CRISPR-Cas nuclease المستهدفة ثورة في القدرة على إجراء تحرير دقيق للجينوم في كل من أنظمة النماذج الراسخة والناشئة. تستخدم أنظمة تحرير الجينوم CRISPR-Cas الحمض النووي الريبي الإرشادي الاصطناعي (sgRNA) لاستهداف نوكلياز داخلي مرتبط ب CRISPR (Cas) إلى مواقع الحمض النووي الجينومية المحددة ، حيث يولد Cas endonuclease كسرا مزدوجا. يؤدي إصلاح فواصل الخيوط المزدوجة بواسطة آليات معرضة للخطأ الجوهري إلى عمليات الإدراج و / أو الحذف ، مما يؤدي إلى تعطيل الموضع. بدلا من ذلك ، يمكن أن يؤدي إدراج متبرعين بالحمض النووي المزدوج أو قليل النيوكليوتيدات أحادية الشريط من الحمض النووي في هذه العملية إلى إدراج تعديلات دقيقة للجينوم تتراوح من تعدد أشكال النوكليوتيدات المفردة إلى العلامات المناعية الصغيرة أو حتى تركيبات البروتين الفلوري الكبيرة. ومع ذلك ، يمكن أن يكون عنق الزجاجة الرئيسي في هذا الإجراء هو العثور على التعديل المطلوب في الخط الجرثومي وعزله. يحدد هذا البروتوكول طريقة قوية لفحص وعزل طفرات الخط الجرثومي في مواقع محددة في Danio rerio (الزرد). ومع ذلك ، قد تكون هذه المبادئ قابلة للتكيف في أي نموذج حيث يمكن جمع الحيوانات المنوية في الجسم الحي .

Introduction

يعد نظام CRISPR (التكرارات العنقودية القصيرة المتباعدة بانتظام) / Cas أداة قوية لإجراء طفرات خاصة بالموقع وتحرير الجينوم الدقيق في نظام نموذج Danio rerio (الزرد)1،2،3،4. يتكون Cas-ribonucleoprotein (RNP) من مكونين رئيسيين: Cas endonuclease (عادة Cas9 أو Cas12a) و RNA دليل اصطناعي خاص بالموقع (sgRNA) 5. معا ، يولد Cas-RNP استراحة مزدوجة تقطعت بهم السبل (DSB) في الموضع المطلوب الذي يمكن إصلاحه بواسطة إحدى آليتي الإصلاح الجوهريتين. آلية إصلاح الانضمام النهائي غير المتماثل (NHEJ) عرضة للخطأ وغالبا ما تؤدي إلى مجموعة متنوعة من عمليات الإدراج أو الحذف (indels) حول DSB. يمكن أن تكون هذه الإندل ضارة إذا أدخلت طفرة في إزاحة الإطار أو توقفا سابقا لأوانه في تسلسل البروتين الناتج. بدلا من ذلك ، تستخدم آلية الإصلاح الموجه بالتماثل (HDR) نموذجا مانحا مع مناطق التماثل المحيطة بموقع DSB لإصلاح الضرر. يمكن للباحثين الاستفادة من نظام HDR لتوليد تعديلات جينومية دقيقة. على وجه التحديد ، يمكنهم المشاركة في حقن بنية مانحة مزدوجة الحمض النووي التي تقطعت بها السبل والتي تحتوي على التعديلات المطلوبة بالإضافة إلى مناطق التماثل التي تحيط بموقع DSB في الجينوم. وقد أدى الاقتصاد المتزايد في الحجم لمكونات كريسبر المنتجة تجاريا إلى تقليل الحواجز التي تحول دون فحص مواقع متعددة وإقامة جهود واسعة النطاق لتحرير الجينوم بدقة. ومع ذلك ، في النماذج الحيوانية التي تتكاثر جنسيا ، يتمثل عنق الزجاجة الرئيسي في تحديد وعزل الحيوانات الطافرة المستقرة للخط الجرثومي.

يظهر نظام نموذج الزرد العديد من الصفات الرئيسية التي تعزز استخدامه في الدراسات الجينية العكسية. من السهل تربيتها بأعداد كبيرة مع معدات الإسكان المائية الأساسية ، وتظهر الإناث خصوبة عالية على مدار السنة6. علاوة على ذلك ، فإن وضع البيض الخارجي والتسميد يجعلها قابلة للحقن الدقيق لمكونات CRISPR / Cas. عادة ما يتم حقن Cas-RNP في أجنة الزرد ذات المرحلة الواحدة لتوليد DSBs / إصلاح ، من الناحية النظرية ، موروثة من قبل جميع الخلايا الوليدة. ومع ذلك ، تتطلب الجينومات ثنائية الصيغة الصبغية حدثين DSB / إصلاح لإحداث طفرة في كلا الكروموسومين المتماثلين. علاوة على ذلك ، على الرغم من حقن Cas-RNP في مرحلة الخلية الواحدة ، فقد لا يحدث DSB / الإصلاح حتى نقاط لاحقة في التطوير. تساهم هذه العوامل معا في الطبيعة الفسيفسائية للأسماك المحقونة ب F0. من الممارسات الشائعة تهجين الأسماك المحقونة ب F0 وفحص ذرية F1 بحثا عن تعديلات indels / محددة. ومع ذلك ، نظرا لعدم امتلاك جميع الأسماك المحقونة ب F0 طفرات في الخط الجرثومي ، فإن هذه الممارسة تؤدي إلى العديد من التهجينات غير المنتجة التي لا تولد التعديل المطلوب. يزيد فحص الخط الجرثومي F0 بدلا من الأنسجة الجسدية F1 من احتمالية عزل تحرير الخط الجرثومي المطلوب ويقلل من عدد الحيوانات المطلوبة في هذه العملية.

يمكن بسهولة جمع الحيوانات المنوية من الزرد المحقون ب F0 دون الحاجة إلى القتل الرحيم. تسمح هذه الميزة بالحفظ بالتبريد وإعادة اشتقاق مخزون الحيوانات المنوية المجمدة7 ولكن يمكن أيضا استغلالها لفحص وتحديد وعزل ناقلات الخط الجرثومي للطفرات الجينومية المرغوبة بسرعة 8,9. وصف Brocal et al. (2016) سابقا طريقة قائمة على التسلسل لفحص تعديلات الخط الجرثومي في ذكور الزرد 10 المحقونة بF0. على الرغم من أن هذا النهج مفيد لتحديد الأليلات الطافرة الموجودة في الخط الجرثومي ، إلا أنه يمكن أن يصبح مكلفا في الإنتاجية العالية وقد لا يكون متاحا لجميع المختبرات. في المقابل ، يقدم البروتوكول الحالي استراتيجية سهلة الاستخدام وفعالة من حيث التكلفة قائمة على الرحلان الكهربائي لتحديد تعديلات الخط الجرثومي. على وجه التحديد ، يحدد هذا البروتوكول طريقة قوية لفحص وعزل طفرات الخط الجرثومي في مواقع محددة باستخدام الرحلان الكهربائي لهلام الأغاروز عالي الدقة. بالإضافة إلى ذلك ، يصف هذا البروتوكول استراتيجية مماثلة لتحديد التكامل الناجح لبنية مانحة تحتوي على تعديلات محددة. كما هو الحال دائما ، إذا كانت هناك حاجة إلى تعديلات محددة ، فيمكن تنفيذ الاستراتيجيات القائمة على التسلسل جنبا إلى جنب مع البروتوكول الموضح أدناه. على الرغم من أن هذا البروتوكول خاص بنظام نموذج الزرد ، إلا أن هذه المبادئ يجب أن تكون قابلة للتكيف مع أي نموذج يكون فيه جمع الحيوانات المنوية إجراء روتينيا. معا ، ستسمح هذه الاستراتيجيات بتحديد الذكور المحقونين ب F0 مع indels / edits الخط الجرثومي التي يمكن حلها على هلام بعد تفاعل البوليميراز المتسلسل القياسي (PCR) و / أو هضم التقييد.

Protocol

أجريت هذه الدراسة بما يتماشى مع المبادئ التوجيهية الواردة في دليل رعاية واستخدام المختبر للمعاهد الوطنية للصحة. تمت الموافقة على البروتوكول من قبل جامعة تكساس في لجنة أوستن لرعاية واستخدام الحيوان (AUP-2021-00254). 1. تصميم sgRNA لطفرات كريسبر الحصول على تسلسل إكسون ا?…

Representative Results

تسمح الأساليب التجريبية الموصوفة في هذا البروتوكول بتحديد أسرع لتعديلات الجينوم أو الأليلات الضارة المفترضة من خلال التركيز على تحليل آلاف الجينومات المشتقة من مجموعة الحيوانات المنوية الذكرية المحقونة ب F0. يوضح الشكل 2 كيفية تفسير النتائج التي تم الحصول عليها باستخدام …

Discussion

يصف هذا البروتوكول طريقة للتوصيف السريع لتعديلات الجينوم المفترضة أو الطفرات المستهدفة باستخدام تقنية CRISPR-Cas من خلال التحليل المركز على جينومات الحيوانات المنوية الذكرية F0. يجب أن يكون هذا البروتوكول قابلا للنماذج الحيوانية الأخرى حيث تكون الحيوانات المنوية متاحة بسهولة لأخذ العينات د?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نود أن نشكر آنا هيندز في كلية الطب بجامعة واشنطن على جهودها الأولية في الحصول على الحمض النووي الجيني للحيوانات المنوية عالي الجودة باستخدام طريقة الطلقة الساخنة. تم تمويل هذا العمل من قبل المعهد الوطني لالتهاب المفاصل وأمراض الجهاز العضلي الهيكلي والجلد التابع للمعاهد الوطنية للصحة بموجب جائزة (R01AR072009 إلى R.S.G.).

Materials

Agarose powder  Fisher BioReagents BP1356-100
Breeding tanks Carolina Biological  161937
BstNI Restriction Enzyme NEB R0168S
Cas9 Endonuclease IDT 1081060
DNA Ladder, 100 bp  Thermo Scientific  FERSM0241
dnah10 donor construct   Sigma-Aldrich DNA Oligo in Tube; 0.025 nM, standard desalt purification, dry.
Phosphorothioate bond on the donor at the first three phosphate bonds on both the 5’ and 3’ ends (5'-CCTCTCTCCCTTTCAGAAGCTTC
TGCTCATCCGCTGCTTCTGCCT
GGACCGAGTGTACCGTGCCGTC
AGTGATTACGTCACGC-3')
dnah10 forward primer  Sigma-Aldrich DNA Oligo in Tube; 0.025 nM, standard desalt purification, dry (5'-CATGGAACTCTTTCCTAATGAGT
TTGGC-3')
dnah10 reverse primer  Sigma-Aldrich DNA Oligo in Tube; 0.025 nM, standard desalt purification, dry ('5-AGTAGAGATCACACATCAACAGA
ATACAGC-3') 
dnah10 synthetic sgRNA  Synthego  Synthetic sgRNA, target sequence: 5'-GCTCATCCGCTGCTTCAGGC-3'
Electrophoresis power supply Thermo Scientific  105ECA-115
Filter forceps Millipore XX6200006P
Fish (system) water Generic n/a
Gel electrophoresis system (including casting frame, comb, and electrophoresis chamber)  Thermo Scientific  B2
Gel imaging light box  Azure Biosystems AZI200-01
Gel stain, 10000X  Invitrogen S33102
Glass bowl, 250 mL  Generic n/a
Isolation tanks, 0.8 L  Aquaneering ZT080
Microcap capillary tube with bulb, 20 µL  Drummond 1-000-0020/CA
Minicentrifuge Bio-Rad 12011919EDU
Micropipettes, various with appropriate tips Generic  n/a
Microwave  Generic  n/a
Nuclease free water Promega P119-C
Paper towels Generic n/a
PCR tubes, 0.2 mL Bioexpress T-3196-1
Plastic spoon, with drilled holes/slots  Generic n/a
KCl solution, 0.2 M RNAse Free Sigma-Aldrich P9333
p2ry12 forward primer  Sigma-Aldrich DNA Oligo in Tube; 0.025 nM, standard desalt purification, dry (5'-CCCAAATGTAATCCTGACCAGT
-3')
p2ry12 reverse primer Sigma-Aldrich DNA Oligo in Tube; 0.025 nM, standard desalt purification, dry (5'-CCAGGAACACATTAACCTGGAT
-3') 
p2ry12 synthetic sgRNA  Synthego  Synthetic sgRNA, target sequence: 5'-GGCCGCACGAGGTCTCCGCG-3'
Restriction Enzyme 10X Buffer NEB B6003SVIAL
NaOH solution, 50 mM  Thermo Scientific  S318; 424330010
Sponge, 1-inch x 1-inch cut with small oval divot Generic  n/a
Stereomicroscope Zeiss Stemi 508
Taq polymerase master mix, 2X Promega M7122
TBE Buffer Concentrate, 10X VWR E442
Thermal Cycler Bio-Rad 1861096
Tissue paper Fisher Scientific 06-666
Tricaine-methanesulfonate solution (Syncaine, MS-222), 0.016% in fish water (pH 7.0±0.2)  Syndel 200-266
Tris Base, 1M (Buffered with HCl to ph 8.0)  Promega H5131

Referências

  1. Auer, T. O., Duroure, K., De Cian, A., Concordet, J. P., Del Bene, F. Highly efficient CRISPR/Cas9-mediated knock-in in zebrafish by homology-independent DNA repair. Genome Research. 24 (1), 142-153 (2014).
  2. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nature Biotechnology. 31 (3), 227-229 (2013).
  3. Jao, L. E., Wente, S. R., Chen, W. Efficient multiplex biallelic zebrafish genome editing using a CRISPR nuclease system. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (34), 13904-13909 (2013).
  4. Troutwine, B. R., et al. The Reissner fiber is highly dynamic in vivo and controls morphogenesis of the spine. Current Biology. 30 (12), 2353-2362 (2020).
  5. Xu, Y., Li, Z. CRISPR-Cas systems: Overview, innovations and applications in human disease research and gene therapy. Computational and Structural Biotechnology Journal. 18, 2401-2415 (2020).
  6. Creaser, C. W. The technic of handling the zebrafish (Brachydanio rerio) for the production of eggs which are favorable for embryological research and are available at any specified time throughout the year. Copeia. 1930 (4), 159-161 (1934).
  7. Carmichael, C., Westerfiel, M., Varga, Z. M. Cryopreservatin and in vitro fertilization at the zebrafish international resource center. Methods in Molecular Biology. 546, 45-65 (2009).
  8. Wang, Y., Troutwine, B. R., Zhang, H., Gray, R. S. The axonemal dynein heavy chain 10 gene is essential for monocilia motility and spine alignment in zebrafish. Biologia do Desenvolvimento. 482, 82-90 (2021).
  9. Gray, R. S., et al. Postembryonic screen for mutations affecting spine development in zebrafish. Biologia do Desenvolvimento. 471, 18-33 (2021).
  10. Brocal, I., et al. Efficient identification of CRISPR/Cas9-induced insertions/deletions by direct germline screening in zebrafish. BMC Genomics. 17, 259 (2016).
  11. Davis, M. W., Jorgensen, E. M. ApE, A Plasmid Editor: A freely available DNA manipulation and visualization program. Frontiers in Bioinformatics. 2, 816619 (2022).
  12. Labun, K., et al. CHOPCHOP v3: Expanding the CRISPR web toolbox beyond genome editing. Nucleic Acids Research. 47, 171-174 (2019).
  13. Hill, J. T., et al. Poly Peak Parser: Method and software for identification of unknown indels using sanger sequencing of polymerase chain reaction products. Developmental Dynamics. 243 (12), 1632-1636 (2014).
  14. Varshney, G. K., et al. High-throughput gene targeting and phenotyping in zebrafish using CRISPR/Cas9. Genome Research. 25 (7), 1030-1042 (2015).
  15. Liu, Q., et al. Hi-TOM: A platform for high-throughput tracking of mutations induced by CRISPR/Cas systems. Science China. Life Sciences. 62 (1), 1-7 (2019).
  16. Sorlien, E. L., Witucki, M. A., Ogas, J. Efficient production and identification of CRISPR/Cas9-generated gene knockouts in the model system Danio rerio. Journal of Visualized Experiments. (138), e56969 (2018).
  17. Draper, B. W., Moens, C. B. A high-throughput method for zebrafish sperm cryopreservation and in vitro fertilization. Journal of Visualized Experiments. (29), e1395 (2009).
  18. Parant, J. M., George, S. A., Pryor, R., Wittwer, C. T., Yost, H. J. A rapid and efficient method of genotyping zebrafish mutants. Developmental Dynamics. 238 (12), 3168-3174 (2009).

Play Video

Citar este artigo
Voigt, B., Minowa, R., Gray, R. S. Screening Sperm for the Rapid Isolation of Germline Edits in Zebrafish. J. Vis. Exp. (192), e64686, doi:10.3791/64686 (2023).

View Video