Summary

Separasjon av immuncellepopulasjoner i perifere blodprøver fra barn med infeksiøs mononukleose

Published: September 07, 2022
doi:

Summary

Vi beskriver en metode som kombinerer immunmagnetiske perler og fluorescensaktivert cellesortering for å isolere og analysere definerte immuncelleunderpopulasjoner av mononukleære celler i perifert blod (monocytter, CD4+ T-celler, CD8+ T-celler, B-celler og naturlige drepeceller). Ved hjelp av denne metoden kan magnetiske og fluorescerende merkede celler renses og analyseres.

Abstract

Infeksiøs mononukleose (IM) er et akutt syndrom som hovedsakelig er forbundet med primær Epstein-Barr-virus (EBV) infeksjon. De viktigste kliniske symptomene inkluderer uregelmessig feber, lymfadenopati og signifikant økte lymfocytter i perifert blod. Den patogene mekanismen for IM er fortsatt uklar; Det er ingen effektiv behandlingsmetode for det, med hovedsakelig symptomatisk behandling tilgjengelig. Hovedspørsmålet i EBV-immunbiologi er hvorfor bare en liten delmengde av infiserte individer viser alvorlige kliniske symptomer og til og med utvikler EBV-assosierte maligniteter, mens de fleste individer er asymptomatiske for livet med viruset.

B-celler er først involvert i IM fordi EBV-reseptorer presenteres på overflaten. Natural killer (NK) celler er cytotoksiske medfødte lymfocytter som er viktige for å drepe EBV-infiserte celler. Andelen CD4 + T-celler reduseres mens CD8 + T-celler utvides dramatisk under akutt EBV-infeksjon, og utholdenheten til CD8 + T-celler er viktig for livslang kontroll av IM. Disse immuncellene spiller viktige roller i IM, og deres funksjoner må identifiseres separat. Til dette formål separeres monocytter først fra mononukleære celler i perifert blod (PBMC) av IM-individer ved bruk av CD14-mikroperler, en kolonne og en magnetisk separator.

De resterende PBMCs er farget med peridinin-klorofyll-protein (PerCP) / Cyanine 5.5 anti-CD3, allophycocyanin (APC) / Cyanine 7 anti-CD4, phycoerythrin (PE) anti-CD8, fluoresceinisotiocyanat (FITC) anti-CD19, APC anti-CD56 og APC anti-CD16 antistoffer for å sortere CD4 + T-celler, CD8 + T-celler, B-celler og NK-celler ved hjelp av et flowcytometer. Videre ble transkriptomsekvensering av fem subpopulasjoner utført for å utforske deres funksjoner og patogene mekanismer i IM.

Introduction

Epstein-Barr-virus (EBV), et γ-herpesvirus også kjent som humant herpesvirus type 4, er allestedsnærværende i den menneskelige befolkningen og etablerer livslang latent infeksjon hos mer enn 90% av den voksne befolkningen1. De fleste EBV primær infeksjon oppstår i barndommen og ungdomsårene, med en brøkdel av pasientene som manifesterer seg med infeksiøs mononukleose (IM) 2, som viser karakteristisk immunpatologi, inkludert en aktivert immunrespons med CD8 + T-celler i blod og en forbigående spredning av EBV-infiserte B-celler i oropharynx3. IM-forløpet kan vare i 2–6 uker, og de fleste pasientene blir friske4. Noen individer utvikler imidlertid vedvarende eller tilbakevendende IM-lignende symptomer med høy morbiditet og dødelighet, som er klassifisert som kronisk aktiv EBV-infeksjon (CAEBV)5. I tillegg er EBV et viktig onkogent virus, som er nært beslektet med en rekke maligniteter, inkludert epiteloid og lymfoide maligniteter som nasopharyngeal karsinom, Burkitts lymfom, Hodgkins lymfom (HL) og T/NK-cellelymfom6. Selv om EBV har blitt studert i over 50 år, har patogenesen og mekanismen som induserer spredning av lymfocytter ikke blitt fullstendig belyst.

Flere studier har undersøkt molekylære signaturer for immunpatologi av EBV-infeksjon ved transkriptomsekvensering. Zhong og medarbeidere analyserte hel-transkriptomprofilering av mononukleære celler i perifert blod (PBMC) fra kinesiske barn med IM eller CAEBV for å finne at CD8+ T-celleutvidelse hovedsakelig ble funnet i IM-gruppe7, noe som tyder på at CD8+ T-celler kan spille en viktig rolle i IM. Tilsvarende fant en annen studie lavere andel EBV-spesifikke cytotoksiske T- og CD19+ B-celler og høyere prosentandel CD8+ T-celler hos pasienter med IM forårsaket av primær EBV-infeksjon enn hos pasienter med IM forårsaket både av EBV-reaktivering og andre midler8. B-celler er først involvert i IM fordi EBV-reseptorer presenteres på overflaten. Al Tabaa og medarbeidere fant at B-celler var polyklonalt aktiverte og differensierte intoplasmablaster (CD19+, CD27+ og CD20−, og CD138−-celler) og plasmaceller (CD19+, CD27+ og CD20, og CD138+) under IM 9. Videre fant Zhong og medarbeidere at monocyttmarkørene CD14 og CD64 ble oppregulert i CAEBV, noe som tyder på at monocytter kan spille en viktig rolle i den cellulære immunresponsen til CAEBV gjennom antistoffavhengig cellulær cytotoksisitet (ADCC) og hyperaktiv fagocytose7. Alka og medarbeidere karakteriserte transkriptomet til MACS sorterte CD56dim CD16+ NK-celler fra fire pasienter med IM eller HL og fant at NK-celler fra både IM og HL hadde nedregulert medfødt immunitet og kjemokinsignaleringsgener, som kunne være ansvarlig for hyporesponsiviteten til NK-celler10. I tillegg analyserte Greenough og medarbeidere genuttrykk av sorterte CD8+ T-celler fra 10 PBMCs av individer med IM. De rapporterte at en stor andel av CD8 + T-celler i IM var virusspesifikke, aktiverte, delte og primet for å utøve effektoraktiviteter11. Både T-cellemedierte, EBV-spesifikke responser og NK-cellemedierte, uspesifikke responser spiller viktige roller under primær EBV-infeksjon. Imidlertid undersøkte disse studiene bare transkriptomresultatene av den mangfoldige blandingen av immunceller eller bare en viss underpopulasjon av lymfocytter, noe som ikke er tilstrekkelig for den omfattende sammenligningen av molekylære egenskaper og funksjoner av forskjellige immuncelleunderpopulasjoner hos barn med IM ved samme sykdomstilstand.

Dette papiret beskriver en metode som kombinerer immunomagnetiske perler og fluorescensaktivert cellesortering (FACS) for å isolere og analysere definerte immuncelleunderpopulasjoner av PBMCs (monocytter, CD4 + T-celler, CD8 + T-celler, B-celler og NK-celler). Ved hjelp av denne metoden kan magnetiske og fluorescerende merkede celler renses ved hjelp av en magnetisk separator og FACS eller analyseres ved strømningscytometri. RNA kan ekstraheres fra de rensede cellene for transkriptomsekvensering. Denne metoden vil muliggjøre karakterisering og genuttrykk av forskjellige immunceller i samme sykdomstilstander hos personer med IM, noe som vil utvide vår forståelse av immunpatologien til EBV-infeksjon.

Protocol

Det ble tatt blodprøver av pasienter med i.m. (n = 3), friske EBV-bærere (n = 3) og EBV-uinfiserte barn (n = 3). Frivillige ble rekruttert fra Beijing Children’s Hospital, Capital Medical University, og alle studier ble etisk godkjent. Etisk godkjenning ble innhentet av den etiske komiteen for Beijing Children’s Hospital, Capital Medical University (godkjenningsnummer: [2021]-E-056-Y). Informert samtykke fra pasienter ble frafalt da studien bare brukte de resterende prøvene til klinisk testing. Alle data ble fullstend…

Representative Results

Referanse til gating-strategienGating-strategien som brukes til å sortere de fire lymfocytt-subpopulasjonene er vist i figur 1. Kort fortalt velges lymfocytter (P1) på et punktplott som viser granulositet (SSC-A) versus størrelse (FSC-A). Deretter velges enkeltceller (P2) på et punktdiagram som viser størrelsen (FSC-A) kontra fremoverpunkt (FSC-H), mens dobbeltceller utelates. CD3+ T-celler (P3) og CD19+ B-celler (figur 1B<…

Discussion

Denne protokollen representerer en effektiv måte å sortere underpopulasjoner av perifere immunceller på. I denne studien ble venøse blodprøver fra pasienter med IM, friske EBV-bærere og EBV-uinfiserte barn valgt som forskningsmål. Dette arbeidet ved bruk av perifert blod hos pasienter med IM fokuserer hovedsakelig på å analysere og bestemme proporsjonene av forskjellige celleundergrupper gjennom flerfarget flowcytometri. Transkriptomsekvensering brukes hovedsakelig til påvisning og analyse av en viss underpopul…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av National Natural Science Foundation of China (82002130), Beijing Natural Science Foundation (7222059) og CAMS Innovation Fund for Medical Sciences (2019-I2M-5-026).

Materials

APC anti-human CD16 Biolegend 302012 Fluorescent antibody 
APC anti-human CD56 (NCAM) Biolegend 362504 Fluorescent antibody 
APC/Cyanine7 anti-human CD4 Biolegend 344616 Fluorescent antibody 
Automated cell counter BIO RAD TC20 Cell count
BD FACSAria fluorescence-activated flow cell sorter-cytometer (BD FACSAria II) Becton, Dickinson and Company 644832 Cell sort
CD14 MicroBeads, human Miltenyi Biotec 130-050-201 microbeads
Cell ctng slides BIO RAD 1450016 Cell count
Centrifuge tubes Falcon 35209715 15 mL centrifuge tube
EDTA (≥99%, BioPremium) Beyotime ST1303 EDTA
Ethylene diamine tetra acetic acid (EDTA) anticoagulant tubes Becton, Dickinson and Company  367862  EDTA anticoagulant tubes
FITC anti-human CD19 Biolegend 302206 Fluorescent antibody 
Gibco Fetal Bovine Serum Thermo Fisher Scientific 16000-044 Fetal Bovine Serum
 High-speed centrifuge Sigma  3K15 Cell centrifugation for 15 mL centrifuge tube
 High-speed centrifuge Eppendorf 5424R Cell centrifugation for 1.5 mL Eppendorf (EP) tube
Human lymphocyte separation medium Dakewe DKW-KLSH-0100 Ficoll-Paque
LS Separation columns Miltenyi Biotec 130-042-401 Separation columns
Microcentrifuge tubes Axygen MCT-150-C 1.5 mL microcentrifuge tube
MidiMACS Separator Miltenyi Biotec 130-042-302 Magnetic bead separator
PE anti-human CD8 Biolegend 344706 Fluorescent antibody 
PerCP/Cyanine5.5 anti-human CD3 Biolegend 344808 Fluorescent antibody 
Phosphate Buffered Saline (PBS) BI 02-024-1ACS PBS
Polystyrene round bottom tubes Falcon 352235 5 mL tube for FACS flow cytometer
TRIzol reagent Ambion 15596024 Lyse cells for RNA extraction
Trypan Blue Staining Cell Viability Assay Kit Beyotime C0011 Trypan Blue Staining

Referências

  1. Kwok, H., Chiang, A. K. From conventional to next generation sequencing of Epstein-Barr virus genomes. Viruses. 8 (3), 60 (2016).
  2. Bu, W., et al. Immunization with components of the viral fusion apparatus elicits antibodies that neutralize Epstein-Barr virus in B cells and epithelial cells. Immunity. 50 (5), 1305-1316 (2019).
  3. Balfour, H. H., et al. Behavioral, virology, and immunologic factors associated with acquisition and severity of primary Epstein-Barr virus infection in university students. Journal of Infectious Diseases. 207 (1), 80-88 (2013).
  4. Luzuriaga, K., Sullivan, J. L. Infectious mononucleosis. New England Journal of Medicine. 362 (21), 1993-2000 (2010).
  5. Fujiwara, S., et al. Current research on chronic active Epstein-Barr virus infection in Japan. Pediatrics International. 56 (2), 159-166 (2014).
  6. Tsao, S. W., Tsang, C. M., Lo, K. W. Epstein-Barr virus infection and nasopharyngeal carcinoma. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B: Biological Sciences. 372 (1732), 20160270 (2017).
  7. Zhong, H., et al. Whole transcriptome profiling reveals major cell types in the cellular immune response against acute and chronic active Epstein-Barr virus infection. Scientific Reports. 7 (1), 17775 (2017).
  8. Fedyanina, O. S., et al. The nature and clinical significance of atypical mononuclear cells in infectious mononucleosis caused by the Epstein-Barr virus in children. Journal of Infectious Diseases. 223 (10), 1699-1706 (2021).
  9. Al Tabaa, Y., et al. B-cell polyclonal activation and Epstein-Barr viral abortive lytic cycle are two key features in acute infectious mononucleosis. Journal of Clinical Virology. 52 (1), 33-37 (2011).
  10. M, A., et al. Natural Killer cell transcriptome during primary EBV infection and EBV associated Hodgkin Lymphoma in children-A preliminary observation. Immunobiology. 225 (3), 151907 (2020).
  11. Greenough, T. C., et al. A gene expression signature that correlates with CD8+ T cell expansion in acute EBV infection. Journal of Immunology. 195 (9), 4185-4197 (2015).
  12. Xia, Y., Gao, Y., Wang, B., Zhang, H., Zhang, Q. Optimizing the method of cell separation from bile of patients with cholangiocarcinoma for flow cytometry. Gastroenterology Research and Practice. , 5436961 (2019).
  13. Maecker, H. T., Trotter, J. Flow cytometry controls, instrument setup, and the determination of positivity. Cytometry Part A. 69 (9), 1037-1042 (2006).
  14. Byford, E., Carr, M., Pinon, L., Ahearne, M. J., Wagner, S. D. Isolation of CD4+ T-cells and analysis of circulating T-follicular helper (cTfh) cell subsets from peripheral blood using 6-color flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (143), e58431 (2019).
  15. Djaoud, Z., et al. Two alternate strategies for innate immunity to Epstein-Barr virus: One using NK cells and the other NK cells and gammadelta T cells. Journal of Experimental Medicine. 214 (6), 1827-1841 (2017).
  16. Nakid-Cordero, C., Baron, M., Guihot, A., Vieillard, V. Natural killer cells in post-transplant lymphoproliferative disorders. Cancers. 13 (8), 1836 (2021).
  17. Forrest, C., Hislop, A. D., Rickinson, A. B., Zuo, J. Proteome-wide analysis of CD8+ T cell responses to EBV reveals differences between primary and persistent infection. PLoS Pathogens. 14 (9), 1007110 (2018).
  18. Zamai, L., et al. Understanding the Synergy of NKp46 and co-activating signals in various NK cell subpopulations: paving the way for more successful NK-cell-based immunotherapy. Cells. 9 (3), 753 (2020).
  19. Lam, J. K. P., et al. Emergence of CD4+ and CD8+ polyfunctional T cell responses against immunodominant lytic and latent EBV antigens in children with primary EBV infection. Frontiers In Microbiology. 9, 416 (2018).
  20. Choi, I. K., et al. Signaling by the Epstein-Barr virus LMP1 protein induces potent cytotoxic CD4(+) and CD8(+) T cell responses. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (4), 686-695 (2018).

Play Video

Citar este artigo
Zhang, L., Liu, M., Zhang, M., Ai, J., Tian, J., Wang, R., Xie, Z. Separation of Immune Cell Subpopulations in Peripheral Blood Samples from Children with Infectious Mononucleosis. J. Vis. Exp. (187), e64212, doi:10.3791/64212 (2022).

View Video