Summary

Udnyttelse af tidsforelt protein-induceret fluorescensforbedring til at identificere stabile lokale konformationer En α-Synuclein Monomer ad gangen

Published: May 30, 2021
doi:

Summary

Tidsforeltigt proteininduceret fluorescensforbedring med et enkeltmolekyle er en nyttig fluorescensspektspekter, der er følsom over for lokale strukturelle ændringer i proteiner. Her viser vi, at det kan bruges til at afdække stabile lokale konformationer i α-Synuclein, som ellers er kendt som kugleformet ustruktureret og ustabil, når den måles ved hjælp af den længere rækkevidde FRET lineal.

Abstract

Brug af spektroskopiske linealer til at spore flere konformationer af enkelte biomolekyler og deres dynamik har revolutioneret forståelsen af strukturelle dynamikker og dens bidrag til biologi. Mens den FRET-baserede lineal rapporterer om interfarveafstande i 3-10 nm-området, rapporterer andre spektroskopiske teknikker, såsom proteininduceret fluorescensforbedring (PIFE), om nærheden mellem et farvestof og en proteinoverflade i det kortere 0-3 nm-interval. Uanset valgmetoden henter dens anvendelse til måling af frit diffust biomolekyler en ad gangen histogrammer af forsøgsparameteren, der giver separate centralt fordelte underpopulationer af biomolekyler, hvor hver underpopulation enten repræsenterer en enkelt kropsbygning, der forblev uændret inden for millisekunder, eller flere konformationer, der interkonverterer meget hurtigere end millisekunder og dermed en gennemsnitlig subpopulation. I enkeltmolekyle FRET, hvor den rapporterede parameter i histogrammer er inter-dye FRET effektivitet, en iboende uordnet protein, såsom α-Synuclein monomer i buffer, blev tidligere rapporteret som udviser en enkelt gennemsnitlig-out delpopulation af flere konformationer inter konvertering hurtigt. Mens disse tidligere fund afhænger af 3-10 nm rækkevidde af FRET-baserede lineal, vi forsøgte at sætte dette protein på prøve ved hjælp af enkelt-molekyle PIFE, hvor vi spor fluorescens levetid stedspecifikke sCy3-mærket α-Synuclein proteiner én ad gangen. Interessant, ved hjælp af denne kortere rækkevidde spektroskopisk nærhed sensor, sCy3-mærket α-Synuclein udstiller flere levetid subpopulationer med tydeligt forskellige gennemsnitlige levetider, interkonvertere i 10-100 ms. Disse resultater viser, at mens α-Synuclein kan være uorden globalt, det ikke desto mindre opnår stabile lokale strukturer. Sammenfattende fremhæver vi i dette arbejde fordelen ved at bruge forskellige spektroskopiske nærhedssensorer, der sporer lokale eller globale strukturelle ændringer en biomolekyle ad gangen.

Introduction

I løbet af de sidste to årtier er fluorescensbaserede metoder med enkeltmolekyler blevet et kraftfuldt værktøj til måling af biomolekyler1,2, hvilket undersøger, hvordan forskellige biomolekylære parametre fordelersig,samt hvordan de dynamisk interkonverterer mellem forskellige underpopulationer af disse parametre ved sub millisekunders opløsning3,4,5. Parametrene i disse teknikker omfatter energieffektivitet i FRET målinger 6,7, fluorescens anisotropi8,9, fluorescens quantum udbytter oglevetider 10,11, som en funktion af forskellige fluorescens slukke12 eller ekstraudstyr13 mekanismer. En af disse mekanismer, bedre kendt som protein-induceret fluorescens ekstraudstyr (PIFE)14 introducerer forbedring af fluorescens quantum udbytte og levetid som en funktion af sterisk obstruktion til fri isomerisering af fluorophore når i ophidset tilstand, forårsaget af proteinoverflader i nærheden af farvestoffet14,15,16,17,18,19 . Både FRET og PIFE betragtes som spektroskopiske linealer eller nærhedssensorer, da deres målte parameter er direkte forbundet med en rumlig foranstaltning inden for den mærkede biomolekyle under måling. Mens FRET-effektiviteten er relateret til afstanden mellem et par farvestoffer inden for en rækkevidde på 3-10 nm20, øger PIFE-spor i fluorescens quantum udbytter eller levetider relateret til afstanden mellem farvestoffet og en overflade af et nærliggende protein i intervallet 0-3 nm19.

Enkeltmolekyle FRET har været meget udbredt til at give strukturel indsigt i mange forskellige proteinsystemer, herunder iboende uorganiseret proteiner (IIV’er)21, såsom α-Synuclein (α-Syn)22. α-Syn kan danne ordnede strukturer efter binding til forskellige biomolekyler og under forskellige forhold23,24,25,26,27,28,29,30. Men når den er ubundet, er α-Syn-monomer karakteriseret ved høj kropsbygnings heterogenitet med hurtigt interkonverterende konformationer31,32.

Overensstemmelserne mellem α-Syn er tidligere blevet undersøgt ved hjælp af forskellige teknikker, der hjælper med at identificere kropsbygningsdynamikken i sådanne meget heterogene og dynamiske proteinsystemer33,34,35,36,37,38,39. Interessant, enkelt-molekyle FRET (smFRET) målinger af α-Syn i buffer rapporterede en enkelt FRET befolkning39,40, der er et resultat af tid-gennemsnit af konformationer dynamisk interkonvertere til tider meget hurtigere end den typiske diffusion tid α-Syn gennem confocal stedet (gange så hurtigt som få mikrosekunder og endnu hurtigere end det, i forhold til typiske millisekunder diffusion gange)40, 41. Men ved hjælp af en FRET spektroskopisk lineal med 3-10 nm afstand følsomhed undertiden rapporterer kun om generelle strukturelle ændringer i et lille protein som α-Syn. Målinger med enkeltmolekyler, der anvender spektroskopiske nærhedssensorer med kortere afstandsfølsomhed, har potentiale til at rapportere om dynamikken i lokale strukturer. Heri udfører vi enkeltmolekylet PIFE-målinger af α-Syn og identificerer forskellige underpopulationer af fluorescens levetid kortlægning til forskellige lokale strukturer med overgange mellem dem så langsomt som 100 ms. Dette arbejde opsummerer tidsforbestemte smPIFE-målinger af frit diffuserende α-Syn-molekyler en ad gangen, i buffer og når de er bundet til SDS-baserede membraner som en kortrækkende enkeltmolekylespektroskopisk nærhedssensor.

Protocol

1. Plasmid transformation Fremstilling af 0,5 L SOC medium 10 g tryptone, 2,5 g gærekstrakt, 0,25 g natriumchlorid (NaCl), 0,1 g kaliumchlorid (KCl). Tilsæt dobbeltdestilleret vand (DDW) indtil det samlede volumen på 0,5 L. Juster til pH 7 ved tilsætning af natriumhydroxid (NaOH). Forbered lager aliquots på 100 mL og autoklave. Før du bruger, tilsættes 0,5 mL steril magnesiumchlorid (MgCl2) og 1,8 mL steril glukose til 100 mL SOC. …

Representative Results

Som en IDP, når det ikke er bundet til en anden biomolekyle, α-Syn udviser strukturelle dynamik mellem flere konformationer, med overgange på få mikrosekunder40 og selv på hundredvis af nanosekunder41. Når α-Syn krydser det konfokale sted, kan det gennemgå tusindvis af overgange mellem konformationer. Dette var faktisk tilfældet , da smFRET blev brugt39,40. Her udfører vi smPIFE-målinger for at sondere de…

Discussion

Omfattende biokemiske og biofysiske undersøgelser blev udført for at studere de strukturelle egenskaber ved α-Syn og dens uordnede natur33,34,35,36,37,38. Flere værker har allerede brugt frit diffuserende smFRET til at undersøge den intra-molekylære dynamik i α-Syn monomer fri for binding. Disse værker rapporterede de…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Den pT-t7 plasmid kodning A56C α-Syn mutant blev givet til os som en gave fra Dr. Asaf Grupi, Dr. Dan Amir og Dr. Elisha Haas. Dette papir blev støttet af National Institutes of Health (NIH, tilskud R01 GM130942 til E.L. som en subaward), Israel Science Foundation (tilskud 3565/20 inden for KillCorona – Curbing Coronavirus Research Program), Milner Fonden og Hebrew University of Jerusalem (start midler).

Materials

Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Units Merc C7715 cutoff: 100 kDa
ammonium sulfate Sigma-Aldrich A4418
BSA Sigma-Aldrich A9647
cysteamine Sigma-Aldrich 30070
dialysis bags – MEGA GeBaFlex-tube Gene Bio-Application MEGA320
dithiothreitol (DTT) Sigma-Aldrich 43815
ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) Sigma-Aldrich E5134
Fast SeeBand staining solution Gene Bio-Application SB050
Glycine Sigma-Aldrich 50046
D-Glucose Sigma-Aldrich G7021
HEPES Sigma-Aldrich 54457
HiTrap Desalting 5 mL Sigma-Aldrich GE17-1408
6-hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchroman-2-carboxylic acid (TROLOX) Sigma-Aldrich 238813
isopropyl β-d-1-thiogalactopyranoside (IPTG) Sigma-Aldrich I5502
LB broth Sigma-Aldrich L3152
Magnesium chloride Sigma-Aldrich 63068
MonoQ column Sigma-Aldrich 54807
protein LoBind tube Sigma-Aldrich EP0030108094 0.5 mL
Rinse a µ-slide 18 Ibidi 81816
SDS Sigma-Aldrich 75746
Sodium acetate Sigma-Aldrich S2889
Sodium hydroxide Sigma-Aldrich S8045
Sodium phosphate monobasic monohydrate Sigma-Aldrich 71507
Sterile Cell spreaders, Drigalski spatulas mini-plast 815-004-05-001
streptomycin sulfate Sigma-Aldrich S9137
sulfo-Cy3 maleimide abcam ab146493
Tris(2-carboxyethyl)phosphine hydrochloride (TCEP) Sigma-Aldrich 75259
Tris-HCl Sigma-Aldrich 93363
Tryptone Sigma-Aldrich T7293
Yeast Extract Sigma-Aldrich Y1625

Referências

  1. Gust, A., et al. A starting point for fluorescence-based single-molecule measurements in biomolecular research. Molecules. 19 (10), 15824-15865 (2014).
  2. Weiss, S. Fluorescence spectroscopy of single biomolecules. Science. 283 (5408), 1676-1683 (1999).
  3. Haran, G. Single-molecule fluorescence spectroscopy of biomolecular folding. Journal of Physics Condensed Matter. 15 (32), R1291 (2003).
  4. Schuler, B., Lipman, E. A., Eaton, W. A. Probing the free-energy surface for protein folding with single-molecule fluorescence spectroscopy. Nature. 419 (6908), 743-747 (2002).
  5. Michalet, X., Weiss, S., Jäger, M. Single-molecule fluorescence studies of protein folding and conformational dynamics. Chemical Reviews. 106 (5), 1785-1813 (2006).
  6. Ha, T., Enderle, T., Ogletree, D. F., Chemla, D. S., Selvin, P. R., Weiss, S. Probing the interaction between two single molecules: Fluorescence resonance energy transfer between a single donor and a single acceptor. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (13), 6264-6268 (1996).
  7. Deniz, A. A., et al. Single-molecule protein folding: Diffusion fluorescence resonance energy transfer studies of the denaturation of chymotrypsin inhibitor 2. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (10), 5179-5184 (2000).
  8. Bialik, C. N., Wolf, B., Rachofsky, E. L., Ross, J. B. A., Laws, W. R. Dynamics of biomolecules: Assignment of local motions by fluorescence anisotropy decay. Biophysical Journal. 75 (5), 2564-2573 (1998).
  9. Jameson, D. M., Sawyer, W. H. Fluorescence anisotropy applied to biomolecular interactions. Methods in Enzymology. 246, 283-300 (1995).
  10. Kempe, D., Schöne, A., Fitter, J., Gabba, M. Accurate Fluorescence Quantum Yield Determination by Fluorescence Correlation Spectroscopy. Journal of Physical Chemistry B. 119 (13), 4668-4672 (2015).
  11. Callis, P. R., Liu, T. Quantitative Prediction of Fluorescence Quantum Yields for Tryptophan in Proteins. Journal of Physical Chemistry B. 108, 4248-4259 (2004).
  12. Lehrer, S. S. Solute Perturbation of Protein Fluorescence. The Quenching of the Tryptophyl Fluorescence of Model Compounds and of Lysozyme by Iodide Ion. Bioquímica. 10 (17), 3254-3263 (1971).
  13. Xie, K. X., Liu, Q., Jia, S. S., Xiao, X. X. Fluorescence enhancement by hollow plasmonic assembly and its biosensing application. Analytica Chimica Acta. 1144, 96-101 (2021).
  14. Stennett, E. M. S., Ciuba, M. A., Lin, S., Levitus, M. Demystifying PIFE: The Photophysics behind the Protein-Induced Fluorescence Enhancement Phenomenon in Cy3. Journal of Physical Chemistry Letters. 6 (10), 1819-1823 (2015).
  15. Nguyen, B., Ciuba, M. A., Kozlov, A. G., Levitus, M., Lohman, T. M. Protein Environment and DNA Orientation Affect Protein-Induced Cy3 Fluorescence Enhancement. Biophysical Journal. 117 (1), 66-73 (2019).
  16. Song, D., Graham, T. G. W., Loparo, J. J. A general approach to visualize protein binding and DNA conformation without protein labelling. Nature Communications. 7, 10976 (2016).
  17. Ploetz, E., et al. Förster resonance energy transfer and protein-induced fluorescence enhancement as synergetic multi-scale molecular rulers. Scientific Reports. 6, 33257 (2016).
  18. Hwang, H., Myong, S. Protein induced fluorescence enhancement (PIFE) for probing protein-nucleic acid interactions. Chemical Society Reviews. 43 (4), 1221-1229 (2014).
  19. Hwang, H., Kim, H., Myong, S. Protein induced fluorescence enhancement as a single molecule assay with short distance sensitivity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (18), 7414-7418 (2011).
  20. Ray, P. C., Fan, Z., Crouch, R. A., Sinha, S. S., Pramanik, A. Nanoscopic optical rulers beyond the FRET distance limit: Fundamentals and applications. Chemical Society Reviews. 43, 6370-6404 (2014).
  21. Chen, H., Rhoades, E. Fluorescence characterization of denatured proteins. Current Opinion in Structural Biology. 18 (4), 516-524 (2008).
  22. Alderson, T. R., Markley, J. L. Biophysical characterization of α-synuclein and its controversial structure. Intrinsically Disordered Proteins. 1 (1), 18-39 (2013).
  23. Mane, J. Y., Stepanova, M. Understanding the dynamics of monomeric, dimeric, and tetrameric α-synuclein structures in water. FEBS Open Bio. 6 (7), 666-686 (2016).
  24. Wang, W., et al. A soluble α-synuclein construct forms a dynamic tetramer. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (43), 17797-17802 (2011).
  25. Bartels, T., Choi, J. G., Selkoe, D. J. α-Synuclein occurs physiologically as a helically folded tetramer that resists aggregation. Nature. 477 (7362), 107-110 (2011).
  26. Ulmer, T. S., Bax, A., Cole, N. B., Nussbaum, R. L. Structure and dynamics of micelle-bound human α-synuclein. Journal of Biological Chemistry. 280 (10), 9595-9603 (2005).
  27. Georgieva, E. R., Ramlall, T. F., Borbat, P. P., Freed, J. H., Eliezer, D. Membrane-bound α-synuclein forms an extended helix: Long-distance pulsed ESR measurements using vesicles, bicelles, and rodlike micelles. Journal of the American Chemical Society. 130 (39), 12856-12857 (2008).
  28. Trexler, A. J., Rhoades, E. α-Synuclein binds large unilamellar vesicles as an extended helix. Bioquímica. 48 (11), 2304-2306 (2009).
  29. Stephens, A. D., Zacharopoulou, M., Kaminski Schierle, G. S. The Cellular Environment Affects Monomeric α-Synuclein Structure. Trends in Biochemical Sciences. 44 (5), 453-466 (2019).
  30. Illes-Toth, E., Dalton, C. F., Smith, D. P. Binding of dopamine to alpha-synuclein is mediated by specific conformational states. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 24 (9), 1346-1354 (2013).
  31. Frimpong, A. K., Abzalimov, R. R., Uversky, V. N., Kaltashov, I. A. Characterization of intrinsically disordered proteins with electrospray inization mass spectrometry: Conformationl heterogeneity of α-synuciein. Proteins: Structure, Function and Bioinformatics. 78 (3), 714-722 (2010).
  32. Sandal, M., et al. Conformational equilibria in monomeric α-synuclein at the single-molecule level. PLoS Biology. 6 (1), e6 (2008).
  33. Brodie, N. I., Popov, K. I., Petrotchenko, E. V., Dokholyan, N. V., Borchers, C. H. Conformational ensemble of native α-synuclein in solution as determined by short-distance crosslinking constraint-guided discrete molecular dynamics simulations. PLoS Computational Biology. 15 (3), e1006859 (2019).
  34. Ullman, O., Fisher, C. K., Stultz, C. M. Explaining the structural plasticity of α-synuclein. Journal of the American Chemical Society. 133 (48), 19536-19546 (2011).
  35. Binolfi, A., Theillet, F. X., Selenko, P. Bacterial in-cell NMR of human α-synuclein: A disordered monomer by nature?. Biochemical Society Transactions. 40 (5), 950-954 (2012).
  36. Waudby, C. A., et al. In-Cell NMR Characterization of the Secondary Structure Populations of a Disordered Conformation of α-Synuclein within E. coli Cells. PLoS ONE. 8 (8), e72286 (2013).
  37. Yu, J., Malkova, S., Lyubchenko, Y. L. α-Synuclein Misfolding: Single Molecule AFM Force Spectroscopy Study. Journal of Molecular Biology. 384 (4), 992-1001 (2008).
  38. Guerrero-Ferreira, R., Kovacik, L., Ni, D., Stahlberg, H. New insights on the structure of alpha-synuclein fibrils using cryo-electron microscopy. Current Opinion in Neurobiology. 61, 89-95 (2020).
  39. Trexler, A. J., Rhoades, E. Single molecule characterization of α-synuclein in aggregation-prone states. Biophysical Journal. 99 (9), 3048-3055 (2010).
  40. Ferreon, A. C. M., Gambin, Y., Lemke, E. A., Deniz, A. A. Interplay of α-synuclein binding and conformational switching probed by single-molecule fluorescence. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (14), 5645-5650 (2009).
  41. Rezaei-Ghaleh, N., et al. Local and Global Dynamics in Intrinsically Disordered Synuclein. Angewandte Chemie – International Edition. 57 (46), 15262-15266 (2018).
  42. Ingargiola, A., Laurence, T., Boutelle, R., Weiss, S., Michalet, X. Photon-HDF5: An Open File Format for Timestamp-Based Single-Molecule Fluorescence Experiments. Biophysical Journal. 110 (1), 26-33 (2016).
  43. Ingargiola, A., Lerner, E., Chung, S. Y., Weiss, S., Michalet, X. FRETBursts: An open source toolkit for analysis of freely-diffusing Single-molecule FRET. PLoS ONE. 11 (8), e0160716 (2016).
  44. Ingargiola, A., et al. Multispot single-molecule FRET: Highthroughput analysis of freely diffusing molecules. PLoS ONE. 12 (4), e0175766 (2017).
  45. Eggeling, C., Fries, J. R., Brand, L., Günther, R., Seidel, C. A. M. Monitoring conformational dynamics of a single molecule by selective fluorescence spectroscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (4), 1556-1561 (1998).
  46. Fries, J. R., Brand, L., Eggeling, C., Köllner, M., Seidel, C. A. M. Quantitative identification of different single molecules by selective time-resolved confocal fluorescence spectroscopy. Journal of Physical Chemistry A. 102, 6601-6613 (1998).
  47. Hoffmann, A., et al. Quantifying heterogeneity and conformational dynamics from single molecule FRET of diffusing molecules: Recurrence analysis of single particles (RASP). Physical Chemistry Chemical Physics. 13 (5), 1857-1871 (2011).
  48. Eakin, C. M., Berman, A. J., Miranker, A. D. A native to amyloidogenic transition regulated by a backbone trigger. Nature Structural and Molecular Biology. 13 (3), 202-208 (2006).
  49. Jahn, T. R., Parker, M. J., Homans, S. W., Radford, S. E. Amyloid formation under physiological conditions proceeds via a native-like folding intermediate. Nature Structural and Molecular Biology. 13 (3), 195-201 (2006).
  50. Chen, D., et al. Tau local structure shields an amyloid-forming motif and controls aggregation propensity. Nature Communications. 10 (1), 2493 (2019).
  51. Lerner, E., Ploetz, E., Hohlbein, J., Cordes, T., Weiss, S. A Quantitative Theoretical Framework for Protein-Induced Fluorescence Enhancement-Förster-Type Resonance Energy Transfer (PIFE-FRET). Journal of Physical Chemistry. B. 120 (26), 6401-6410 (2016).
  52. Valuchova, S., Fulnecek, J., Petrov, A. P., Tripsianes, K., Riha, K. A rapid method for detecting protein-nucleic acid interactions by protein induced fluorescence enhancement. Scientific Reports. 6, 39653 (2016).
  53. Qiu, Y., Myong, S. Single-Molecule Imaging With One Color Fluorescence. Methods in Enzymology. 581, 33-51 (2016).
  54. Lerner, E., et al. Toward dynamic structural biology: Two decades of single-molecule Förster resonance energy transfer. Science. 359 (6373), eaan1133 (2018).
  55. Lerner, E., et al. FRET-based dynamic structural biology: Challenges, perspectives and an appeal for open-science practices. Elife. 10, e60416 (2021).
  56. Wang, W., et al. A soluble α-synuclein construct forms a dynamic tetramer. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (43), 17797-17802 (2011).
  57. Bartels, T., Choi, J. G., Selkoe, D. J. α-Synuclein occurs physiologically as a helically folded tetramer that resists aggregation. Nature. 477 (7362), 107-110 (2011).
  58. Ulmer, T. S., Bax, A., Cole, N. B., Nussbaum, R. L. Structure and dynamics of micelle-bound human α-synuclein. Journal of Biological Chemistry. 280 (10), 9595-9603 (2005).
  59. Georgieva, E. R., Ramlall, T. F., Borbat, P. P., Freed, J. H., Eliezer, D. Membrane-bound α-synuclein forms an extended helix: Long-distance pulsed ESR measurements using vesicles, bicelles, and rodlike micelles. Journal of the American Chemical Society. 130 (39), 12856-12857 (2008).
  60. Chen, J., et al. The structural heterogeneity of α-synuclein is governed by several distinct subpopulations with interconversion times slower than milliseconds. Structure. 29 (9), (2021).
check_url/pt/62655?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Zaer, S., Lerner, E. Utilizing Time-Resolved Protein-Induced Fluorescence Enhancement to Identify Stable Local Conformations One α-Synuclein Monomer at a Time. J. Vis. Exp. (171), e62655, doi:10.3791/62655 (2021).

View Video