JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Bioquímica

استخدام تحسين الفلورية المستحث بالبروتين الذي تم حله زمنيا لتحديد التركيبات المحلية المستقرة α-Synuclein Monomer في كل مرة

Published: May 30, 2021
doi:
10.3791/62655
,
1Department of Biological Chemistry, The Alexander Silberman Institute of Life Sciences, Faculty of Mathematics & Science, The Edmond J. Safra Campus,The Hebrew University of Jerusalem, 2The Center for Nanoscience and Nanotechnology,The Hebrew University of Jerusalem

Summary

الوقت حل واحد جزيء البروتين الناجم عن تعزيز الفلورية هو مفيد مضان مطيافية القرب الاستشعار حساسة للتغيرات الهيكلية المحلية في البروتينات. هنا نظهر أنه يمكن استخدامه للكشف عن تشكيلات محلية مستقرة في α-Synuclein ، والتي تعرف باسم غير منظم وغير مستقر كروي عند قياسه باستخدام مسطرة FRET طويلة المدى.

Abstract

استخدام المساطر الطيفية لتتبع تشكيلات متعددة من الجزيئات الحيوية واحدة ودينامياتها قد أحدثت ثورة في فهم الديناميات الهيكلية ومساهماتها في علم الأحياء. في حين أن المسطرة المستندة إلى FRET تقارير عن المسافات بين الصبغة في نطاق 3-10 نانومتر، تقنيات الطيفية الأخرى، مثل تعزيز الفلورية الناجمة عن البروتين (PIFE)، تقرير عن القرب بين صبغة وسطح البروتين في أقصر 0-3 نانومتر المدى. وبغض النظر عن الطريقة المفضلة، فإن استخدامها في قياس الجزيئات الحيوية المنتشرة بحرية واحدة تلو الثانية يسترجع المدرجات التكرارية للمعلمة التجريبية التي تسفر عن مجموعات فرعية منفصلة موزعة مركزيا من الجزيئات الحيوية، حيث يمثل كل مجموعة فرعية إما تشكيلا واحدا بقي دون تغيير داخل ميلي ثانية، أو تشكيلات متعددة تتقاطع أسرع بكثير من ميلي ثانية، وبالتالي مجموعة فرعية متوسطة. في FRET أحادي الجزيء ، حيث المعلمة المبلغ عنها في المدرجات التكرارية هي كفاءة FRET بين الصبغات ، تم الإبلاغ سابقا عن α بروتين فرعي متوسط واحد من التركيبات المتعددة التي تتشابك بسرعة. في حين أن هذه النتائج السابقة تعتمد على نطاق 3-10 نانومتر من المسطرة القائمة على FRET ، سعينا إلى وضع هذا البروتين على المحك باستخدام PIFE أحادي الجزيء ، حيث نتتبع عمر الفلورية لبروتينات sCy3 المحددة لموقع معين α-Synuclein واحدة في كل مرة. ومن المثير للاهتمام ، وذلك باستخدام هذا أقصر مدى مستشعر القرب الطيفي ، sCy3 المسمى α – Synuclein معارض عدة مجموعات فرعية مدى الحياة مع مختلفة بوضوح متوسط العمر التي تتقاطع في 10-100 مللي ثانية. وتبين هذه النتائج أنه على الرغم من أن α سينوكلين قد يكون مضطربا على الصعيد العالمي، فإنه يحقق مع ذلك هياكل محلية مستقرة. باختصار، في هذا العمل نسلط الضوء على ميزة استخدام أجهزة استشعار القرب الطيفية المختلفة التي تتبع التغيرات الهيكلية المحلية أو العالمية الجزيئات الحيوية واحد في وقت واحد.

Introduction

على مدى العقدين الماضيين، أصبحت الأساليب القائمة على مضان جزيء واحد أداة قوية لقياس الجزيئات الحيوية1،2، والتحقيق في كيفية توزيع المعلمات الجزيئية الحيوية المختلفة وكذلك كيف أنها تتقاطع ديناميكيا بين المجموعات الفرعية المختلفة من هذه المعلمات في قرار sub-millisecond3،4،5. المعلمات في هذه التقنيات تشمل كفاءة نقل الطاقة في قياسات FRET 6,7, مضان anisotropy8,9, مضان غلة الكم والعمر10,11, كدالة من مختلف مضان إخماد12 أو تعزيز13 آليات. واحدة من هذه الآليات، والمعروفة باسم تحسين الفلورية الناجمة عن البروتين (PIFE)14 يقدم تعزيز العائد الكم الفلوري والعمر كدالة لعرقلة steric إلى إيزوميريس الحرة من الفلوروفور عندما تكون في حالة متحمس، الناجمة عن أسطح البروتين في محيط الصبغة14،15،16،17،18،19 . وتعتبر كل من FRET وPIFE مساطر طيفية أو مستشعرات القرب لأن معلمتهما المقاسة ترتبط مباشرة بمقياس مكاني داخل الجزيئات الحيوية المسماة تحت القياس. في حين أن كفاءة FRET ترتبط بالمسافة بين زوج من الأصباغ ضمن نطاق 3-10 نانومتر20، فإن مسارات PIFE تزيد في غلة الكم الفلوري أو العمر المرتبط بالمسافة بين الصبغة وسطح بروتين قريب في نطاق 0-3 نانومتر19.

وقد استخدمت على نطاق واسع FRET جزيء واحد لتوفير رؤى الهيكلية في العديد من أنظمة البروتين المختلفة, بما في ذلك البروتينات المضطربة في جوهرها (النازحين)21, مثل α-سينوكلين (α-سين)22. α-Syn يمكن تشكيل هياكل مرتبة بعد ربط الجزيئات الحيوية المختلفة وتحت ظروف مختلفة23،24،25،26،27،28،29،30. ومع ذلك ، عندما لا تنضم ، يتميز مونومر α سين بعدم التجانس العالي مع التوافق السريع31،32.

وقد درست سابقا تشكيلات α سين باستخدام تقنيات مختلفة مختلفة تساعد في تحديد ديناميات تشكيلية من هذه النظم البروتين غير متجانسة للغاية وديناميكية33،34،35،36،37،38،39. ومن المثير للاهتمام، جزيء واحد FRET (smFRET) قياسات α سين في العازلة ذكرت واحد FRET السكان39،40 التي هي نتيجة لمتوسط الوقت من التوافقات بشكل حيوي في بعض الأحيان أسرع بكثير من وقت الانتشار النموذجي من α سين من خلال بقعة الكونفوار (مرات أسرع من بضع ميكروثانية وأسرع من ذلك ، بالنسبة لأوقات نشر ميلي ثانية نموذجية)40، 41. ومع ذلك ، باستخدام مسطرة مطيافية FRET مع حساسية المسافة 3-10 نانومتر في بعض الأحيان تقارير فقط عن التغيرات الهيكلية الشاملة في بروتين صغير مثل α سين. ويمكن أن تبلغ قياسات جزيء واحد باستخدام أجهزة استشعار القرب الطيفي ذات الحساسيات الأقصر مسافة عن ديناميات الهياكل المحلية. هنا نقوم بإجراء قياسات PIFE جزيء واحد من α-Syn وتحديد مجموعات فرعية مختلفة من العمر الفلوري رسم الخرائط إلى هياكل محلية مختلفة مع التحولات بينهما بطيئة مثل 100 مللي ثانية. يلخص هذا العمل قياسات smPIFE التي تم حلها زمنيا لجزيئات α-Syn التي يتم نشرها بحرية واحدة في كل مرة ، في المخزن المؤقت وعندما تكون مرتبطة بالأغشية المستندة إلى SDS كمستشعر القرب الطيفي أحادي الجزيئات قصير المدى.

Protocol

1. التحول البلازميد إعداد 0.5 لتر من SOC المتوسطة وزن 10 غرام من التريبتون، 2.5 غرام من استخراج الخميرة، 0.25 غرام من كلوريد الصوديوم (NaCl)، 0.1 غرام من كلوريد البوتاسيوم (KCl). أضف الماء المقطر المزدوج (DDW) حتى الحجم الإجمالي 0.5 لتر. ضبط درجة الحموضة 7 بإضافة هيدروكسيد الصوديوم (NaOH).</l…

Representative Results

كما المشردين داخليا، عندما لا يكون ملزما إلى الجزيئات الحيوية آخر، α سين معارض الديناميات الهيكلية بين تشكيلات متعددة، مع التحولات في عدد قليل من ميكروثانية40 وحتى في مئات نانو ثانية41. عندما يعبر α سين بقعة الكونفوجال ، قد يخضع لآلاف التحولات بين التركيبات. في ال?…

Discussion

أجريت دراسات كيميائية حيوية وبيولوجية واسعة لدراسة الخصائص الهيكلية αسين وطبيعته المضطربة33و34و35و36و37و38. وقد استخدمت العديد من الأعمال بالفعل smFRET نشر بحرية للتحقيق في الديناميات د…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وpT-t7 البلازميد ترميز A56C α سين متحولة أعطيت لنا كهدية من الدكتور عساف غروبي، الدكتور دان أمير والدكتور إليشا هاس. تم دعم هذه الورقة من قبل المعاهد الوطنية للصحة (NIH، منحة R01 GM130942 إلى E.L. باعتبارها سوباوارد)، ومؤسسة العلوم الإسرائيلية (منحة 3565/20 داخل KillCorona – كبح برنامج أبحاث فيروس كورونا)، وصندوق ميلنر والجامعة العبرية في القدس (أموال بدء التشغيل).

Materials

Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Units Merc C7715 cutoff: 100 kDa
ammonium sulfate Sigma-Aldrich A4418
BSA Sigma-Aldrich A9647
cysteamine Sigma-Aldrich 30070
dialysis bags – MEGA GeBaFlex-tube Gene Bio-Application MEGA320
dithiothreitol (DTT) Sigma-Aldrich 43815
ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) Sigma-Aldrich E5134
Fast SeeBand staining solution Gene Bio-Application SB050
Glycine Sigma-Aldrich 50046
D-Glucose Sigma-Aldrich G7021
HEPES Sigma-Aldrich 54457
HiTrap Desalting 5 mL Sigma-Aldrich GE17-1408
6-hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchroman-2-carboxylic acid (TROLOX) Sigma-Aldrich 238813
isopropyl β-d-1-thiogalactopyranoside (IPTG) Sigma-Aldrich I5502
LB broth Sigma-Aldrich L3152
Magnesium chloride Sigma-Aldrich 63068
MonoQ column Sigma-Aldrich 54807
protein LoBind tube Sigma-Aldrich EP0030108094 0.5 mL
Rinse a µ-slide 18 Ibidi 81816
SDS Sigma-Aldrich 75746
Sodium acetate Sigma-Aldrich S2889
Sodium hydroxide Sigma-Aldrich S8045
Sodium phosphate monobasic monohydrate Sigma-Aldrich 71507
Sterile Cell spreaders, Drigalski spatulas mini-plast 815-004-05-001
streptomycin sulfate Sigma-Aldrich S9137
sulfo-Cy3 maleimide abcam ab146493
Tris(2-carboxyethyl)phosphine hydrochloride (TCEP) Sigma-Aldrich 75259
Tris-HCl Sigma-Aldrich 93363
Tryptone Sigma-Aldrich T7293
Yeast Extract Sigma-Aldrich Y1625
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Gust, A., et al. A starting point for fluorescence-based single-molecule measurements in biomolecular research. Molecules. 19 (10), 15824-15865 (2014).
  2. Weiss, S. Fluorescence spectroscopy of single biomolecules. Science. 283 (5408), 1676-1683 (1999).
  3. Haran, G. Single-molecule fluorescence spectroscopy of biomolecular folding. Journal of Physics Condensed Matter. 15 (32), R1291 (2003).
  4. Schuler, B., Lipman, E. A., Eaton, W. A. Probing the free-energy surface for protein folding with single-molecule fluorescence spectroscopy. Nature. 419 (6908), 743-747 (2002).
  5. Michalet, X., Weiss, S., Jäger, M. Single-molecule fluorescence studies of protein folding and conformational dynamics. Chemical Reviews. 106 (5), 1785-1813 (2006).
  6. Ha, T., Enderle, T., Ogletree, D. F., Chemla, D. S., Selvin, P. R., Weiss, S. Probing the interaction between two single molecules: Fluorescence resonance energy transfer between a single donor and a single acceptor. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (13), 6264-6268 (1996).
  7. Deniz, A. A., et al. Single-molecule protein folding: Diffusion fluorescence resonance energy transfer studies of the denaturation of chymotrypsin inhibitor 2. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (10), 5179-5184 (2000).
  8. Bialik, C. N., Wolf, B., Rachofsky, E. L., Ross, J. B. A., Laws, W. R. Dynamics of biomolecules: Assignment of local motions by fluorescence anisotropy decay. Biophysical Journal. 75 (5), 2564-2573 (1998).
  9. Jameson, D. M., Sawyer, W. H. Fluorescence anisotropy applied to biomolecular interactions. Methods in Enzymology. 246, 283-300 (1995).
  10. Kempe, D., Schöne, A., Fitter, J., Gabba, M. Accurate Fluorescence Quantum Yield Determination by Fluorescence Correlation Spectroscopy. Journal of Physical Chemistry B. 119 (13), 4668-4672 (2015).
  11. Callis, P. R., Liu, T. Quantitative Prediction of Fluorescence Quantum Yields for Tryptophan in Proteins. Journal of Physical Chemistry B. 108, 4248-4259 (2004).
  12. Lehrer, S. S. Solute Perturbation of Protein Fluorescence. The Quenching of the Tryptophyl Fluorescence of Model Compounds and of Lysozyme by Iodide Ion. Bioquímica. 10 (17), 3254-3263 (1971).
  13. Xie, K. X., Liu, Q., Jia, S. S., Xiao, X. X. Fluorescence enhancement by hollow plasmonic assembly and its biosensing application. Analytica Chimica Acta. 1144, 96-101 (2021).
  14. Stennett, E. M. S., Ciuba, M. A., Lin, S., Levitus, M. Demystifying PIFE: The Photophysics behind the Protein-Induced Fluorescence Enhancement Phenomenon in Cy3. Journal of Physical Chemistry Letters. 6 (10), 1819-1823 (2015).
  15. Nguyen, B., Ciuba, M. A., Kozlov, A. G., Levitus, M., Lohman, T. M. Protein Environment and DNA Orientation Affect Protein-Induced Cy3 Fluorescence Enhancement. Biophysical Journal. 117 (1), 66-73 (2019).
  16. Song, D., Graham, T. G. W., Loparo, J. J. A general approach to visualize protein binding and DNA conformation without protein labelling. Nature Communications. 7, 10976 (2016).
  17. Ploetz, E., et al. Förster resonance energy transfer and protein-induced fluorescence enhancement as synergetic multi-scale molecular rulers. Scientific Reports. 6, 33257 (2016).
  18. Hwang, H., Myong, S. Protein induced fluorescence enhancement (PIFE) for probing protein-nucleic acid interactions. Chemical Society Reviews. 43 (4), 1221-1229 (2014).
  19. Hwang, H., Kim, H., Myong, S. Protein induced fluorescence enhancement as a single molecule assay with short distance sensitivity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (18), 7414-7418 (2011).
  20. Ray, P. C., Fan, Z., Crouch, R. A., Sinha, S. S., Pramanik, A. Nanoscopic optical rulers beyond the FRET distance limit: Fundamentals and applications. Chemical Society Reviews. 43, 6370-6404 (2014).
  21. Chen, H., Rhoades, E. Fluorescence characterization of denatured proteins. Current Opinion in Structural Biology. 18 (4), 516-524 (2008).
  22. Alderson, T. R., Markley, J. L. Biophysical characterization of α-synuclein and its controversial structure. Intrinsically Disordered Proteins. 1 (1), 18-39 (2013).
  23. Mane, J. Y., Stepanova, M. Understanding the dynamics of monomeric, dimeric, and tetrameric α-synuclein structures in water. FEBS Open Bio. 6 (7), 666-686 (2016).
  24. Wang, W., et al. A soluble α-synuclein construct forms a dynamic tetramer. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (43), 17797-17802 (2011).
  25. Bartels, T., Choi, J. G., Selkoe, D. J. α-Synuclein occurs physiologically as a helically folded tetramer that resists aggregation. Nature. 477 (7362), 107-110 (2011).
  26. Ulmer, T. S., Bax, A., Cole, N. B., Nussbaum, R. L. Structure and dynamics of micelle-bound human α-synuclein. Journal of Biological Chemistry. 280 (10), 9595-9603 (2005).
  27. Georgieva, E. R., Ramlall, T. F., Borbat, P. P., Freed, J. H., Eliezer, D. Membrane-bound α-synuclein forms an extended helix: Long-distance pulsed ESR measurements using vesicles, bicelles, and rodlike micelles. Journal of the American Chemical Society. 130 (39), 12856-12857 (2008).
  28. Trexler, A. J., Rhoades, E. α-Synuclein binds large unilamellar vesicles as an extended helix. Bioquímica. 48 (11), 2304-2306 (2009).
  29. Stephens, A. D., Zacharopoulou, M., Kaminski Schierle, G. S. The Cellular Environment Affects Monomeric α-Synuclein Structure. Trends in Biochemical Sciences. 44 (5), 453-466 (2019).
  30. Illes-Toth, E., Dalton, C. F., Smith, D. P. Binding of dopamine to alpha-synuclein is mediated by specific conformational states. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 24 (9), 1346-1354 (2013).
  31. Frimpong, A. K., Abzalimov, R. R., Uversky, V. N., Kaltashov, I. A. Characterization of intrinsically disordered proteins with electrospray inization mass spectrometry: Conformationl heterogeneity of α-synuciein. Proteins: Structure, Function and Bioinformatics. 78 (3), 714-722 (2010).
  32. Sandal, M., et al. Conformational equilibria in monomeric α-synuclein at the single-molecule level. PLoS Biology. 6 (1), e6 (2008).
  33. Brodie, N. I., Popov, K. I., Petrotchenko, E. V., Dokholyan, N. V., Borchers, C. H. Conformational ensemble of native α-synuclein in solution as determined by short-distance crosslinking constraint-guided discrete molecular dynamics simulations. PLoS Computational Biology. 15 (3), e1006859 (2019).
  34. Ullman, O., Fisher, C. K., Stultz, C. M. Explaining the structural plasticity of α-synuclein. Journal of the American Chemical Society. 133 (48), 19536-19546 (2011).
  35. Binolfi, A., Theillet, F. X., Selenko, P. Bacterial in-cell NMR of human α-synuclein: A disordered monomer by nature?. Biochemical Society Transactions. 40 (5), 950-954 (2012).
  36. Waudby, C. A., et al. In-Cell NMR Characterization of the Secondary Structure Populations of a Disordered Conformation of α-Synuclein within E. coli Cells. PLoS ONE. 8 (8), e72286 (2013).
  37. Yu, J., Malkova, S., Lyubchenko, Y. L. α-Synuclein Misfolding: Single Molecule AFM Force Spectroscopy Study. Journal of Molecular Biology. 384 (4), 992-1001 (2008).
  38. Guerrero-Ferreira, R., Kovacik, L., Ni, D., Stahlberg, H. New insights on the structure of alpha-synuclein fibrils using cryo-electron microscopy. Current Opinion in Neurobiology. 61, 89-95 (2020).
  39. Trexler, A. J., Rhoades, E. Single molecule characterization of α-synuclein in aggregation-prone states. Biophysical Journal. 99 (9), 3048-3055 (2010).
  40. Ferreon, A. C. M., Gambin, Y., Lemke, E. A., Deniz, A. A. Interplay of α-synuclein binding and conformational switching probed by single-molecule fluorescence. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (14), 5645-5650 (2009).
  41. Rezaei-Ghaleh, N., et al. Local and Global Dynamics in Intrinsically Disordered Synuclein. Angewandte Chemie – International Edition. 57 (46), 15262-15266 (2018).
  42. Ingargiola, A., Laurence, T., Boutelle, R., Weiss, S., Michalet, X. Photon-HDF5: An Open File Format for Timestamp-Based Single-Molecule Fluorescence Experiments. Biophysical Journal. 110 (1), 26-33 (2016).
  43. Ingargiola, A., Lerner, E., Chung, S. Y., Weiss, S., Michalet, X. FRETBursts: An open source toolkit for analysis of freely-diffusing Single-molecule FRET. PLoS ONE. 11 (8), e0160716 (2016).
  44. Ingargiola, A., et al. Multispot single-molecule FRET: Highthroughput analysis of freely diffusing molecules. PLoS ONE. 12 (4), e0175766 (2017).
  45. Eggeling, C., Fries, J. R., Brand, L., Günther, R., Seidel, C. A. M. Monitoring conformational dynamics of a single molecule by selective fluorescence spectroscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (4), 1556-1561 (1998).
  46. Fries, J. R., Brand, L., Eggeling, C., Köllner, M., Seidel, C. A. M. Quantitative identification of different single molecules by selective time-resolved confocal fluorescence spectroscopy. Journal of Physical Chemistry A. 102, 6601-6613 (1998).
  47. Hoffmann, A., et al. Quantifying heterogeneity and conformational dynamics from single molecule FRET of diffusing molecules: Recurrence analysis of single particles (RASP). Physical Chemistry Chemical Physics. 13 (5), 1857-1871 (2011).
  48. Eakin, C. M., Berman, A. J., Miranker, A. D. A native to amyloidogenic transition regulated by a backbone trigger. Nature Structural and Molecular Biology. 13 (3), 202-208 (2006).
  49. Jahn, T. R., Parker, M. J., Homans, S. W., Radford, S. E. Amyloid formation under physiological conditions proceeds via a native-like folding intermediate. Nature Structural and Molecular Biology. 13 (3), 195-201 (2006).
  50. Chen, D., et al. Tau local structure shields an amyloid-forming motif and controls aggregation propensity. Nature Communications. 10 (1), 2493 (2019).
  51. Lerner, E., Ploetz, E., Hohlbein, J., Cordes, T., Weiss, S. A Quantitative Theoretical Framework for Protein-Induced Fluorescence Enhancement-Förster-Type Resonance Energy Transfer (PIFE-FRET). Journal of Physical Chemistry. B. 120 (26), 6401-6410 (2016).
  52. Valuchova, S., Fulnecek, J., Petrov, A. P., Tripsianes, K., Riha, K. A rapid method for detecting protein-nucleic acid interactions by protein induced fluorescence enhancement. Scientific Reports. 6, 39653 (2016).
  53. Qiu, Y., Myong, S. Single-Molecule Imaging With One Color Fluorescence. Methods in Enzymology. 581, 33-51 (2016).
  54. Lerner, E., et al. Toward dynamic structural biology: Two decades of single-molecule Förster resonance energy transfer. Science. 359 (6373), eaan1133 (2018).
  55. Lerner, E., et al. FRET-based dynamic structural biology: Challenges, perspectives and an appeal for open-science practices. Elife. 10, e60416 (2021).
  56. Wang, W., et al. A soluble α-synuclein construct forms a dynamic tetramer. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (43), 17797-17802 (2011).
  57. Bartels, T., Choi, J. G., Selkoe, D. J. α-Synuclein occurs physiologically as a helically folded tetramer that resists aggregation. Nature. 477 (7362), 107-110 (2011).
  58. Ulmer, T. S., Bax, A., Cole, N. B., Nussbaum, R. L. Structure and dynamics of micelle-bound human α-synuclein. Journal of Biological Chemistry. 280 (10), 9595-9603 (2005).
  59. Georgieva, E. R., Ramlall, T. F., Borbat, P. P., Freed, J. H., Eliezer, D. Membrane-bound α-synuclein forms an extended helix: Long-distance pulsed ESR measurements using vesicles, bicelles, and rodlike micelles. Journal of the American Chemical Society. 130 (39), 12856-12857 (2008).
  60. Chen, J., et al. The structural heterogeneity of α-synuclein is governed by several distinct subpopulations with interconversion times slower than milliseconds. Structure. 29 (9), (2021).

Tags

Time-resolvedProtein-induced Fluorescence EnhancementSingle-moleculeAlpha-synucleinStructural SubpopulationsLocal ConformationsSulfo-Cy3BSAWater Immersion ObjectiveLaser FocusPhoton DetectionFRETBurstsPhoton-HDF5

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Zaer, S., Lerner, E. Utilizing Time-Resolved Protein-Induced Fluorescence Enhancement to Identify Stable Local Conformations One α-Synuclein Monomer at a Time. J. Vis. Exp. (171), e62655, doi:10.3791/62655 (2021).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image