Summary

Corte cerebral aguda do rato para investigar atividade espontânea da rede hipocampal

Published: August 28, 2020
doi:

Summary

Este protocolo descreve a preparação de fatias horizontais do córtex hipocampal-entorhinal (HEC) de camundongos que exibem atividade espontânea de ondulação de ondas afiadas. As fatias são incubadas em uma câmara de realização de interface simplificada e as gravações são realizadas em condições submersas com fluido cerebrospinal artificial de fluxo rápido para promover a oxigenação tecidual e o surgimento espontâneo da atividade em nível de rede.

Abstract

O corte cerebral de roedores agudos oferece uma abordagem experimental tratável para obter uma visão sobre a organização e função de circuitos neurais com resolução unicelular usando eletrofisiologia, microscopia e farmacologia. No entanto, uma grande consideração no desenho de experimentos in vitro é a extensão em que diferentes preparações de fatias recapitulam padrões naturalistas da atividade neural como observado in vivo. No cérebro intacto, a rede hipocampal gera atividade populacional altamente sincronizada refletindo o estado comportamental do animal, como exemplificado pelos complexos de ondas agudas (SWRs) que ocorrem durante o despertar de estados consumados ou sono não-REM. SWRs e outras formas de atividade de rede podem surgir espontaneamente em fatias hipocampais isoladas em condições apropriadas. Para aplicar o poderoso kit de ferramentas de fatia cerebral à investigação da atividade da rede hipocampal, é necessário utilizar uma abordagem que otimize a saúde do tecido e a preservação da conectividade funcional dentro da rede hipocampal. Os camundongos são transcardialmente perfundidos com fluido cerebrospinal artificial à base de sacarose fria. As fatias horizontais contendo o hipocampo são cortadas a uma espessura de 450 μm para preservar a conectividade sináptica. As fatias se recuperam em uma câmara estilo interface e são transferidas para uma câmara submersa para gravações. A câmara de gravação foi projetada para superfusão de superfície dupla de fluido cerebrospinal artificial a uma alta taxa de fluxo para melhorar a oxigenação da fatia. Este protocolo produz tecido saudável adequado para a investigação de atividades complexas e espontâneas da rede in vitro.

Introduction

A medição eletrofisiológica de fatias hipocampais vivas in vitro é uma abordagem experimental poderosa com inúmeras vantagens. O experimentador pode usar um microscópio, micromanipuladores e um sistema de gravação para visualizar e coletar diretamente medições de neurônios individuais no tecido. As fatias de tecido também são muito acessíveis à fotostimulação ou à entrega de medicamentos para experimentos optogenéticos, quimigênicos ou farmacológicos.

A rede hipocampal gera atividade populacional altamente síncrona in vivo,visível como oscilações no potencial de campo local extracelular1,2,3,4,5. Os métodos de fatia cerebral foram aproveitados para obter uma visão dos mecanismos celulares e de circuito subjacentes a essas oscilações da rede neuronal. O trabalho fundamental de Maier et al. demonstrou que complexos de ondas acentuadas (SWRs) podem surgir espontaneamente em fatias do hipocampo ventral6,7. Estudos subsequentes de múltiplos pesquisadores têm gradualmente elucidado muitos aspectos das SWRs, incluindo o papel dos neuromoduladores na regulação do estado de rede do hipocampo8,9,10 e os mecanismos sinápticos que impulsionam a reativação in vitro de conjuntos neuronais anteriormente ativos durante o comportamento in vivo11. Experimentos com fatias cerebrais também forneceram uma visão da oscilação da gama gama gama (30-100 Hz), um estado distinto da rede hipocampal que se acredita apoiar a codificação da memória e recordar12,13. Finalmente, reconhecendo o papel central do hipocampo e das estruturas associadas na fisiopatologia da epilepsia do lobo temporal14,15, pesquisadores têm usado preparações de fatias hipocampais para investigar a geração e propagação da atividade epilépforme. Carter et al. demonstraram que fatias combinadas de córtex hipocampal-entorhinal preparadas a partir de animais cronicamente epilépticos podem gerar espontaneamente descargas epilépticas in vitro16. Posteriormente, Karlócai et al. exploraram os mecanismos subjacentes às descargas epilépformas em fatias hipocampais usando fluido cerebrospinal artificial modificado (ACSF) com concentrações de íons alteradas (Mg2+ ou K+elevados ) ou drogas adicionadas (4AP ou gabazina)17.

Os pesquisadores desenvolveram numerosas abordagens de fatias hipocampais que diferem de formas-chave: (1) a região do hipocampo contida na fatia (dorsal, intermediária ou ventral); (2) a presença ou ausência de tecidos extrahiptocampais, como o córtex entorhinal; (3) a orientação utilizada para cortar fatias (coronal, sagital, horizontal ou oblíqua); e (4) as condições sob as quais o tecido é mantido após o corte (submerso totalmente em ACSF ou mantido na interface do ACSF e ar umidificado, rico em carbogênio).

A escolha de qual abordagem de corte deve ser determinada pelo objetivo experimental. Por exemplo, fatias transversais ou coronais do hipocampo dorsal mantidas em condições submersas têm sido utilizadas de forma muito eficaz para a investigação de circuitos intrahipotecampal e plasticidade sináptica18,19,20. No entanto, tais preparações não geram espontaneamente oscilações de rede tão facilmente quanto fatias do hipocampo ventral21,22,23. Embora um estado de atividade SWR persistente possa ser induzido pela estimulação tetanica em fatias transversais do hipocampo dorsal e ventral24, swRs espontâneos são mais facilmente observados em fatias ventrais7,25.

Uma distinção fisiológica e anatômica inerente entre o hipocampo dorsal e ventral é apoiada por estudos realizados tanto in vivo quanto in vitro26. Gravações em ratos revelaram ritmos de fortemente coerentes em todo o hipocampo dorsal e intermediário, mas com pouca coerência entre a região ventral e o resto do hipocampo27. SWRs in vivo propagam-se prontamente entre o hipocampo dorsal e intermediário, enquanto os SWRs que se originam no hipocampo ventral permanecem frequentemente locais28. As projeções associacionais originárias de neurônios piramimais ca3 que residem no projeto de hipocampo dorsal e intermediário a longas distâncias ao longo do eixo longitudinal do hipocampo. As projeções de CA3 originárias de regiões ventrais permanecem relativamente locais e, portanto, são menos propensas a serem cortadas durante o processo de corte29,30. As fatias ventrais podem, portanto, preservar melhor a rede recorrente necessária para gerar sincronia populacional. A propensão de fatias ventrais para gerar atividades espontâneas de rede in vitro também pode refletir maior excitabilidade intrínseca de neurônios piramidários ou inibição mais fraca do hipocampo ventral em comparação com regiões mais dorsais31. De fato, as fatias hipocampais ventrais são mais suscetíveis à atividade epilépforme32,33. Assim, muitos estudos de fisiológicas espontâneas8,9,11,24 ou patológicos16,34,35,36 oscilações de rede têm tradicionalmente utilizado uma abordagem de corte horizontal, às vezes com um leve ângulo na direção fronto-occipital, que produz fatias de tecido paralelas ao plano transversal do hipocampo ventral.

A conectividade de rede é inevitavelmente impactada pelo procedimento de corte, pois muitas células na fatia serão cortadas. O ângulo e a espessura da fatia e o tecido retido na preparação devem ser considerados para otimizar a conectividade nos circuitos de interesse. Muitos estudos utilizaram fatias horizontais combinadas de córtex hipocampal-entorhinal (HEC) para explorar interações entre as duas estruturas no contexto de oscilações fisiológicas ou patológicas da rede. Roth et al. realizaram gravações duplas do subcampo CA1 do hipocampo e da camada V do córtex entorhinal medial para demonstrar a propagação da atividade SWR através da fatia HEC37. Muitos estudos de atividade epilepiforme têm utilizado a preparação da fatia hec para investigar como as descargas epilépformes se propagam através da rede corticohippocampal16,35,36,38. É importante notar que a preservação do laço corticohippocampal intacto não é um pré-requisito para SWRs espontâneos, descargas epilépticas ou oscilações gama; oscilações de rede podem ser geradas em fatias transversais do hipocampo dorsal ou ventral sem tecidos parahiptocampais anexados21,22,23, 25,39,40,41. Um fator mais importante para a geração espontânea de oscilações de rede em fatias hipocampais pode ser a espessura de cada fatia, pois uma fatia mais grossa (400-550 μm) preservará mais conectividade na rede recorrente CA2/CA321,22,25.

Embora as fatias de HEC horizontais angulares (cortadas com ângulo de aproximadamente 12° na direção fronto-occipital) tenham sido utilizadas para estudar a conectividade funcional do laço corticohippocampal11,16,34,35,42, tais preparações angulares não são necessárias para a atividade espontânea da rede43,44,45. No entanto, o uso de um plano de corte angular permite ao investigador fazer seletivamente fatias que melhor preservem o lamellae transversalmente orientado do hipocampo ventral ou intermediário, dependendo se um ângulo para baixo ou para cima é aplicado(Figura 1). Esta abordagem é conceitualmente semelhante à usada por Papatheodoropoulos et al., 2002, que dissecou cada hipocampo livre e depois usou um helicóptero de tecido para criar fatias transversais ao longo de todo o eixo dorsal-ventral21. À luz das distinções funcionais acima mencionadas entre o hipocampo ventral e dorsal-intermediário, os pesquisadores devem considerar a origem anatômica das fatias ao projetar experimentos ou interpretar resultados. O uso de uma rampa de ágar durante o procedimento de corte é uma maneira simples de produzir preferencialmente fatias do hipocampo intermediário ou ventral.

As fatias hipocampais podem ser mantidas em uma câmara submersa (com o tecido totalmente imerso em ACSF), ou em uma câmara de estilo interface (por exemplo, câmara de Oslo ou Haas, com fatias cobertas apenas por uma fina película de mídia fluindo). A manutenção da interface aumenta a oxigenação do tecido, o que promove a sobrevivência neuronal e permite altos níveis sustentados de atividade interneuronal. Tradicionalmente, as condições de gravação submersas utilizam uma taxa de fluxo ACSF mais lenta que não fornece oxigenação adequada do tecido para uma expressão estável de oscilações em nível de rede. Em fatias hipocampais submersas, as oscilações gama induzidas por carbachol são observadas apenas transitoriamente46,47, enquanto podem ser mantidas de forma estável nas câmaras de gravação de interface10,48,49. Como tal, muitos estudos de atividade espontânea complexa in vitro têm se apoiado em câmaras de gravação de interface para investigar complexos de ondas agudas6,7,8,9,10,25,37, oscilações gama10,13, e atividade epilépforma16,38,45,47.

Em uma câmara de gravação de estilo submerso, um objetivo de microscópio de imersão pode ser usado para visualizar células individuais e direcionar seletivamente células de aparência saudável para gravações. A preparação submersa também permite um bom controle sobre o meio celular, pois a submersão facilita a rápida difusão de drogas ou outros compostos para o tecido. Assim, uma metodologia modificada na qual as oscilações estáveis da rede são mantidas em condições submersas representa uma abordagem experimental poderosa. Esta abordagem é exemplificada pelo trabalho de Hájos et al., no qual as fatias hipocampais se recuperam em uma câmara de retenção simplificada no estilo interface por várias horas antes da transferência para uma câmara de gravação submersa modificada com uma alta taxa de fluxo de ACSF (~6 mL/min) para aumentar o fornecimento de oxigênio ao tecido12,48,49. Nessas condições, altos níveis de atividade interneuron e oscilações estáveis da rede espontânea podem ser mantidos em uma câmara de gravação submersa. Esta abordagem modificada permite que os pesquisadores realizem gravações de grampos de remendo de células inteiras visualmente guiadas e caracterizem a contribuição de tipos de células morfologicamente identificadas para as oscilações gama induzidas por carbachol12. SwRs também podem ocorrer espontaneamente em fatias hipocampais submersas com uma taxa de fluxo rápida de ACSF11,48,49. Maier et al. demonstraram que as fatias hipocampais que se recuperaram em uma câmara de interface antes da transferência para uma câmara de gravação submersa exibiam de forma confiável SWRs espontâneas, enquanto as fatias que se recuperavam submersas em um béquer antes da transferência para uma câmara de gravação submersa apresentaram respostas de campo evocadas menores, níveis mais baixos de correntes sinápticas espontâneas, e apenas muito raramente exibiam SWRs espontâneos43. Schlingloff et al. utilizaram essa metodologia aprimorada para demonstrar o papel das células cestos expressas por parvalbumin na geração de SWRsespontâneas 44.

O protocolo a seguir apresenta um método de corte através do qual neurônios espontaneamente ativos em fatias hipocampais horizontais podem ser recuperados em condições de interface e posteriormente mantidos em uma câmara de gravação submersa adequada para manipulações farmacológicas ou optogenéticas e gravações visualmente guiadas.

Protocol

Todos os métodos descritos aqui foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Columbia (AC-AAAU9451). 1. Preparar soluções Prepare a solução de corte de sacarose para fatiamento, conforme descrito na Tabela 1.NOTA: Após preparar 1 L de solução de sacarose, congele uma pequena quantidade (aproximadamente 100-200 mL) em uma bandeja de gelo. Estes cubos de gelo de sacarose congelados serão mistur…

Representative Results

Apresentados aqui estão gravações representativas de fatias hec preparadas como descrito neste protocolo. Após a recuperação em uma câmara de retenção de interface(Figura 1C),as fatias são transferidas individualmente para uma câmara de gravação submersa(Figura 2B). A câmara de gravação é fornecida com ACSF saturada de carbogênio usando uma bomba peristáltica(Figura 2A). A bomba primeiro atrai ACSF de um béquer d…

Discussion

Existem várias etapas neste protocolo de corte projetado para promover a saúde do tecido e favorecer o surgimento da atividade de rede naturalista espontânea: o camundongo é transcardialmente perfumado com solução de corte de sacarose resfriada; as fatias do córtex horizontal-entorhinal (HEC) são cortadas a uma espessura de 450 μm do hipocampo intermediário ou ventral; as fatias se recuperam na interface do ACSF aquecido e do ar umidificado e rico em carbogen; durante as gravações as fatias são superfundidas…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

O autor gostaria de agradecer a Steve Siegelbaum pelo apoio. O financiamento é fornecido pelo 5R01NS106983-02, bem como 1 F31 NS113466-01.

Materials

3D printer Lulzbot LulzBot TAZ 6
Acute brain slice incubation holder NIH 3D Print Exchange 3DPX-001623 Designed by ChiaMing Lee, available at https://3dprint.nih.gov/discover/3dpx-001623
Adenosine 5′-triphosphate magnesium salt Sigma Aldrich A9187-500MG
Ag-Cl ground pellets Warner 64-1309, (E205)
agar Becton, Dickinson 214530-500g
ascorbic acid Alfa Aesar 36237
beaker (250 mL) Kimax 14000-250
beaker (400 mL) Kimax 14000-400
biocytin Sigma Aldrich B4261
blender Oster BRLY07-B00-NP0
Bonn scissors, small becton, Dickinson 14184-09
borosilicate glass capillaries with filament (O.D. 1.5 mm, I.D. 0.86 mm, length 10 cm) Sutter Instruments BF150-86-10HP Fire polished capillaries are preferable.
calcium chloride solution (1 M) G-Biosciences R040
camera Olympus OLY-150
compressed carbogen gas (95% oxygen / 5% carbon dioxide) Airgas X02OX95C2003102
compressed oxygen Airgas OX 200
constant voltage isolated stimulator Digitimer Ltd. DS2A-Mk.II
coverslips (22×50 mm) VWR 16004-314
cyanoacrylate adhesive Krazy Glue KG925 Ideally use the brush-on form for precision
data acquisition software Axograph N/A Any equivalent software (e.g. pClamp) would work.
Dell Precision T1500 Tower Workstation Desktop Dell N/A Catalog number will depend on specific computer – any computer will work as long as it can run electrophysiology acquisition software.
Digidata 1440A Molecular Devices 1-2950-0367
digital timer VWR 62344-641 4-channel Traceable timer
disposable absorbant pads VWR 56616-018
dissector scissors Fine Science Tools 14082-09
double-edge razor blades Personna BP9020
dual automatic temperature controller Warner Instrument Corporation TC-344B
dual-surface or laminar-flow optimized recording chamber N/A N/A The chamber presented in this protocol is custom made. A commercial equivalent would be the RC-27L from Warner Instruments.
equipment rack Automate Scientific FR-EQ70" A rack is not strictly necessary but useful for organizing electrophysiology
Ethylene glycol-bis(2-aminoethyiether)- N,N,N',N'-teetraacetic acid (EGTA) Sigma Aldrich 324626-25GM
filter paper Whatman 1004 070
fine scale Mettler Toledo XS204DR
Flaming/Brown micropipette puller Sutter Instruments P-97
glass petri dish (100 x 15 mm) Corning 3160-101
glucose Fisher Scientific D16-1
Guanosine 5′-triphosphate sodium salt hydrate Sigma Aldrich G8877-250MG
ice buckets Sigma Aldrich BAM168072002-1EA
isoflurane vaporizer General Anesthetic Services Tec 3
lab tape Fisher Scientific 15-901-10R
lens paper Fisher Scientific 11-996
light source Olympus TH4-100
magnesium chloride solution (1 M) Quality Biological 351-033-721EA
magnetic stir bars Fisher Scientific 14-513-56 Catalog number will be dependent on the size of the stir bar.
micromanipulator Luigs & Neumann SM-5
micromanipulator (manual) Scientifica LBM-2000-00
microscope Olympus BX51WI
microspatula Fine Science Tools 10089-11
monitor Dell 2007FPb
MultiClamp 700B Microelectrode Amplifier Molecular Devices MULTICLAMP 700B The MultiClamp 700B should include headstages, pipette holders, and a model cell.
N-(2-Hydroxyethyl)piperazine-N′-(2-ethanesulfonic acid), (HEPES) Sigma Aldrich H3375-25G
needle (20 gauge, 1.5 in length) Becton, Dickinson 305176
nylon filament YLI Wonder Invisible Thread 212-15-004 size 0.004. This cat. # is from Amazon.com
nylon mesh Warner Instruments Corporation 64-0198
perstaltic pump Harvard Apparatus 70-2027
Phosphocreatine di(tris) salt Sigma Aldrich P1937-1G
pipette holders Molecular Devices 1-HL-U
platinum wire World Precision PT0203
polylactic acid (PLA) filament Ultimaker RAL 9010
potassium chloride Sigma Aldrich P3911-500G
potassium gluconate Sigma Aldrich 1550001-200MG
potassium hydroxide Sigma Aldrich 60377-1KG
razor blades VWR 55411-050
roller clamp World Precision Instruments 14041
scale Mettler Toledo PM2000
scalpel handle Fine Science Tools 10004-13
slice harp Warner SHD-26GH/2
sodium bicarbonate Fisher Chemical S233-500
sodium chloride Sigma Aldrich S9888-1KG
sodium phosphate monobasic anhydrous Fisher Chemical S369-500
sodium pyruvate Fisher Chemical BP356-100
spatula VWR 82027-520
spatula/spoon, large VWR 470149-442
sterile scalpel blades Feather 72044-10
stirrer / hot plate Corning 6795-220
stopcock valves, 1-way World Precision Instruments 14054
stopcock valves, 3-way World Precision Instruments 14036
sucrose Acros Organics AC177142500
support for swivel clamps Fisher Scientific 14-679Q
surgical scissors, sharp/blunt Fine Science Tools 14001-12
syringe (1 mL) Becton, Dickinson 309659
syringe (60 mL with Luer-Lok tip) Becton, Dickinson 309653
three-pronged clamp Fisher Scientific 05-769-8Q
tissue forceps, large Fine Science Tools 11021-15
tissue forceps, small Fine Science Tools 11023-10
transfer pipettes Fisher Scientific 13-711-7M
tubing Tygon E-3603 ID 1/16 inch, OD 3/16 inch
tubing Tygon R-3603 ID 1/8 inch, OD 1/4 inch
vacuum grease Dow Corning 14-635-5D
vibrating blade microtome Leica VT 1200S
vibration-dampening table with faraday cage Micro-G / TMC-ametek 2536-516-4-30PE
volumetric flask (1 L) Kimax KIM-28014-1000
volumetric flask (2 L) PYREX 65640-2000
warm water bath VWR 1209
 

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Whitebirch, A. C. Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity. J. Vis. Exp. (162), e61704, doi:10.3791/61704 (2020).

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