Summary

Ex Vivo Kalsium Imaging for å visualisere hjernen Svar å endokrine signalering i Drosophila

Published: June 02, 2018
doi:

Summary

Dette dokumentet beskriver en protokoll for ex vivo kalsium bildebehandling i Drosophila hjernen. I denne metoden, kan naturlige eller syntetiske forbindelser brukes til buffer teste deres evne til å aktivere bestemte nerveceller i hjernen.

Abstract

Orgel-til-orgel kommunikasjon av endokrine signalnettverk, for eksempel er fra periferien til hjernen, avgjørende for å opprettholde homeostase. Som en modell dyr for endokrine forskning, blir Drosophila melanogaster, som har sofistikerte genetisk verktøy og genom informasjon, stadig mer brukt. Denne artikkelen beskriver en metode for kalsium avbilding av Drosophila hjernen explants. Dette gjør påvisning av direkte signalene av et hormon til hjernen. Det er kjent at mange peptidhormonene handle gjennom G-protein-kombinert reseptorer (GPCRs), som aktivisering forårsaker en økning i intracellulær Ca2 +konsentrasjon. Nevrale aktivisering hever også intracellulær Ca2 + nivåer, fra Ca2 + tilstrømningen og utgivelsen av Ca2 + lagret i det endoplasmatiske retikulum (ER). En kalsium sensor, GCaMP, kan overvåke disse Ca2 + endringene. Denne metoden GCaMP uttrykkes i nervecellene i interesse, og GCaMP-uttrykke larver hjernen er dissekert og kultivert ex vivo. Test peptid brukes deretter hjernen explant og fluorescerende endringene i GCaMP er oppdaget bruker en roterende plate AC confocal mikroskop utstyrt med CCD kamera. Bruker denne metoden, et vannløselig molekyl kan testes og ulike mobilnettet hendelser knyttet neural aktivisering kan avbildes ved hjelp av de aktuelle fluorescerende indikatorene. Videre, ved å endre tenkelig kammeret, denne metoden kan brukes å image andre Drosophila organer eller organer i andre dyr.

Introduction

Orgel-til-orgel kommunikasjon er et evolusjonært bevarte strategi for å opprettholde homeostase å takle miljøendringer. Hos mennesker, en rekke hormoner arereleased fra endokrine kjertler i sirkulasjonen. Mange av disse hormonene målrette hypotalamus i hjernen, som regulerer metabolske prosesser og grunnleggende atferd som fôring1,2. Mange hormoner har blitt oppdaget med pattedyr modeller. Mekanismer for sine handlinger, spesielt interorgan nettverkene som de deltar, beholdes imidlertid i stor grad uklart.

Drosophila melanogaster har dukket opp som en nyttig modell for å studere orgel-til-orgel kommunikasjon. I insekter, er mange fysiologiske prosesser kontrollert av hormoner. Studier med fokus på vekst og metamorfose brukt store insekter. I disse studiene spådd fjerning eller transplantasjon av bestemte organer eksistensen av Inter orgel signalnettverk molekylene; senere, var Juvenile hormon (JH) og Prothoracicotropic hormon (PTTH) isoinokosterone biokjemisk renset3,4,5. Familien intercellulære signalnettverk peptider er antatt å være involvert i ulike fysiologiske hendelser under insekt livssyklus6,7. De fleste av disse peptider handle på G-protein-kombinert reseptorer (GPCRs), selv om de bestemte GPCRs var utgangspunktet er vanskelig å identifisere ved hjelp av konvensjonelle metoder. Utgivelsen av Drosophila hele genomet sekvens8 var gjennombrudd som aktivert identifikasjon av Drosophila bioaktive peptider basert på deres homologi til i andre insekter. I tillegg ble reseptorer for flere peptider identifisert fra GPCRs spådde i genomet bruker celle-kultur-baserte GPCR-ligand binding analyser. Deretter spådd uttrykk analyser orgel-til-orgel veier skapte disse peptider og reseptorer. Spesielt, er mange av antatte peptid reseptorer uttrykt i hjernen, tyder på at hjernen er et mål av peptid hormon9. Videre har avansert genetisk verktøyene i Drosophila bidratt til identifisering av fysiologiske roller av peptid-GPCR kombinasjoner. For eksempel aktiverer GAL4 og Meglos-baserte binære transcriptional systemer genet knockdown eller overuttrykte på en romlig og timelig kontrollert måte. GAL4, en transkripsjon faktor i gjær, binder seg til en bestemt cis-regulatoriske sekvens kalt oppstrøms aktivisering sekvens (UAS). I GAL4/UAS systemet, driver linjen inneholder vev-spesifikke eller scenen-spesifikke GAL4 uttrykk og responder linjen bærer UAS oppstrøms av genet av interesse eller konstruere å kjøre shRNA uttrykk. Meglos/LexAop er basert på en tilsvarende ordning. Fenotypiske analyser av vev-spesifikke peptid-knockdown og vev-spesifikke GPCR-knockdown dyr kan avsløre informasjon om peptid-GPCR signalering modus og stedet for handlingen. Konklusjonene som kan nås av genetisk data er imidlertid begrenset. Derimot, når antatte målet for en bestemt peptid hormon er smalere ned til en vev eller celle, benyttes ex vivo kalsium bildebehandling i organ explants til å belyse orgel-til-orgel kommunikasjon formidlet av peptid-GPCR signalering. Ved aktivering av en Gq-kombinert GPCR øker intracellulær Ca2 + konsentrasjonen grunn til utgivelsen av Ca2 + fra ER10. I hjernen hever nevrale aktivisering også intracellulær Ca2 + nivåer. Slike Ca2 + øker kan oppdages ved en kalsium sensor, GCaMP, som gjennomgår conformational endringer i nærvær av Ca2 + resulterer i fluorescens utslipp11.

En kalsium bildebehandling metode bruker Drosophila hjernen explants er beskrevet i denne artikkelen. For å teste muligheten for et peptid å aktivere bestemte nerveceller, brukes en test peptid GCaMP-uttrykke hjernen explant og fluorescens endringer overvåkes av AC confocal mikroskopi. Involvering av GPCR deretter bekreftet av utfører den samme analysen bruker en mutant hjernen mangler i GPCR. Denne kombinasjonen av bildebehandling og genetikk gir presis informasjon om orgel-til-orgel kommunikasjon av peptider-GPCRs mulige modifikasjoner og programmer i denne protokollen er også diskutert.

Protocol

1. forberedelse av larver hjernen Explants Gjøre en tenkelig kammer.Merk: Stabil innspillingen krever at hjernen explants bli bundet. Her, brukes en rimelig, håndlagde tenkelig kammer i den Ca2 + tenkelig system. Ved hjelp av pinsett, skrap midten nederst i en plast kultur parabol (35 mm x 10 mm) å lage en bulk for det ventrale ganglion av larver hjernen å gjøre montering enklere (trinn 1.3, figur 1). Med en tannpirker, plassere en liten dråp…

Representative Results

Bruker denne protokollen, ble aktivering av hjernen insulin-produserende celler (IPCs) av peptid hormon, CCHa2, undersøkt. IPCs av vill-type hjernen ble merket med GCaMP6s med en kombinasjon av dilp2 -GAL412 (en gave fra Dr. Rulifson) og UAS-GCaMP6s13 (en gave fra Dr. Kim). Larver hjernen explants ble behandlet med et syntetisk CCHa2 peptid og fluorescens fra GCaMP6s ble spilt i sanntid. I dette eksperimentet, ble bildene …

Discussion

Den Ca2 + imaging metoden beskrevet her er en nyttig for å teste funksjonen av hormoner i hjernen. I vivo, . hjernen mottar hormoner fra ulike endokrine organer. I tillegg oppfatter hjernen stadig stigende sensoriske informasjonen, som forårsaker spontan neuronal aktivisering. Dette ex vivo systemet eliminerer slik støy og gir en bedre signal/støy-forhold enn i vivo bildebehandling. I dette systemet, kan molekyler testes enkeltvis eller sammen. I tillegg til peptidhormonene, kan …

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av Grants-in-Aid for vitenskapelig forskning (15K 07147, 17K 07419) fra JSP (til Hiroshi Ishimoto, Hiroko Sano), en Inamori Foundation forskningsstipend (å HI), og programmet i felles bruk/Research Center for utviklingsmessige medisin, på Institutt for molekylær embryologi og genetikk, Kumamoto University (til HS). Vi takker Dr. i Azusa Kamikouchi og Mr. Daichi Yamada for deres hjelp i å bruke tenkelig systemet.

Materials

Tungsten rod A-M systems, Sequim, WA, USA 717000
Blu Tack Bostik, Paris, France 3049100 putty-like reusable adhesives
Watch glass, square, 1 5/8 in Carolina Biological Supply Company, Burlington, NC, USA 742300
PBS TAKARA Bio Inc., Kusatsu, Shiga, Japan T900 Phosphated buffered salts
CCHa2 SCRUM Inc., Tokyo, Japan Custum-synthesized peptide
Ghrerin Peptide institute Inc., Osaka, Japan 4372-s
Nociceptin Peptide institute Inc., Osaka, Japan 4313-v
Axio Imager A2 Carl Zeiss, Oberkochen, Germany Axio Imager A2 fluorescence microscope
Objective W N-Achroplan 20x/0.5 M27 Carl Zeiss, Oberkochen, Germany 420957-9900-000 water-immersion objective lens
P-725 PIFOC objective scanner with long travel range Physik Instrumente GmbH & Co. KG, Karlsruhe, Germany N/A piezoelectric-activated lens mover
Confocal Scanner Unit CSU-W1 Yokogawa Electric Corporation, Tokyo, Japan CSU-W1 spinning disc confocal head
ImagEM C9100-13 Hamamatsu Photonics, Sizuoka, Japan C9100-13 EM-CCD camera
OBIS 488 nm LS 60 mW Coherent, Santa Clara, CA, USA 1178770 488-nm laser
488/568/647 nm Yokogawa dichroic beamsplitter Semrock, Rochester, NY, USA Di01-T405/488/568/647-13x15x0.5 dichroic beam splitter
528/38 nm BrightLine single-band bandpass filter Semrock, Rochester, NY, USA FF01-528/38-25 emission filter
µManager Open Imaging, Inc. N/A https://micro-manager.org
ImageJ U. S. National Institutes of Health N/A https://imagej.nih.gov/ij/
TurboReg Philippe Thévenaz, Biomediccal Imaging Group, Swiss Federal Institute of Technology Lausanne N/A http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/turboreg/

Referências

  1. Morton, G. J., Schwartz, M. W. Leptin and the central nervous system control of glucose metabolism. Physiological Reviews. 91 (2), 389-411 (2011).
  2. Stanley, S., Wynne, K., McGowan, B., Bloom, S. Hormonal regulation of food intake. Physiological Reviews. 85 (4), 1131-1158 (2005).
  3. Goodman, W. G., Cusson, M., Gilbert, L. I. The juvenile hormones. Insect Endocrinology. , 310-365 (2012).
  4. Lafont, R., Dauphin-Villemant, C., Warren, J. T., Rees, H., Gilbert, L. I. Ecdysteroid chemistry and biochemistry. Insect Endocrinology. , 106-176 (2012).
  5. Smith, W., Rybczynski, R., Gilbert, L. I. Protothoracicotropic hormone. Insect Endocrinology. , 1-62 (2012).
  6. Claeys, I., et al. Insect neuropeptide and peptide hormone receptors: current knowledge and future directions. Vitamins and Hormones. 73, 217-282 (2005).
  7. Gade, G., Goldsworthy, G. J. Insect peptide hormones: a selective review of their physiology and potential application for pest control. Pest Management Science. 59 (10), 1063-1075 (2003).
  8. Adams, M. D., et al. The genome sequence of Drosophila melanogaster. Science. 287 (5461), 2185-2195 (2000).
  9. Park, D., Veenstra, J. A., Park, J. H., Taghert, P. H. Mapping peptidergic cells in Drosophila: where DIMM fits in. PLoS One. 3 (3), 1896 (2008).
  10. Berridge, M. J. Inositol trisphosphate and calcium signalling. Nature. 361 (6410), 315-325 (1993).
  11. Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. A high signal-to-noise Ca(2+) probe composed of a single green fluorescent protein. Nature Biotechnology. 19 (2), 137-141 (2001).
  12. Rulifson, E. J., Kim, S. K., Nusse, R. Ablation of insulin-producing neurons in flies: growth and diabetic phenotypes. Science. 296 (5570), 1118-1120 (2002).
  13. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  14. Nassel, D. R., Kubrak, O. I., Liu, Y., Luo, J., Lushchak, O. V. Factors that regulate insulin producing cells and their output in Drosophila. Frontiers in Physiology. 4, 252 (2013).
  15. Sano, H., et al. The Nutrient-Responsive Hormone CCHamide-2 Controls Growth by Regulating Insulin-like Peptides in the Brain of Drosophila melanogaster. PLoS Genetics. 11 (5), 1005209 (2015).
  16. Tsao, C. K., Ku, H. Y., Lee, Y. M., Huang, Y. F., Sun, Y. H. Long Term Ex Vivo Culture and Live Imaging of Drosophila Larval Imaginal Discs. PLoS One. 11 (9), 0163744 (2016).
  17. Sabado, V. a. N., Nagoshi, E. Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture. Journal of Visualized Experiments. 131, e57015 (2018).
  18. Apostolopoulou, A. A., et al. Caffeine Taste Signaling in Drosophila Larvae. Frontiers in Cellular Neuroscience. 10, 193 (2016).
  19. Cao, G., et al. Genetically targeted optical electrophysiology in intact neural circuits. Cell. 154 (4), 904-913 (2013).
  20. Nikolaev, V. O., Bunemann, M., Hein, L., Hannawacker, A., Lohse, M. J. Novel single chain cAMP sensors for receptor-induced signal propagation. Journal of Biological Chemistry. 279 (36), 37215-37218 (2004).
  21. Sankaranarayanan, S., De Angelis, D., Rothman, J. E., Ryan, T. A. The use of pHluorins for optical measurements of presynaptic activity. Biophysical Journal. 79 (4), 2199-2208 (2000).
  22. Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. Journal of Neurogenetics. 18 (2), 377-402 (2004).
check_url/pt/57701?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Ishimoto, H., Sano, H. Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila. J. Vis. Exp. (136), e57701, doi:10.3791/57701 (2018).

View Video