Summary

Mikroskop av CRISPR/Cas9 Protein till kanal havskatt, Ictalurus punctatus, embryon för Gene Editing

Published: January 20, 2018
doi:

Summary

Ett enkelt och effektivt Mikroskop protokoll för genen redigering i kanal havskatt embryon med hjälp av CRISPR/Cas9 systemet presenteras. I detta protokoll, vägleda RNAs och Cas9 protein var microinjected in äggulan i en cell embryon. Detta protokoll har validerats genom att slå ut två kanal havskatt immunrelaterade gener.

Abstract

Hela genomet hos kanal Havskatten, Ictalurus punctatus, har varit sekvenserade, leder till större möjligheter för att studera kanal havskatt geners funktion. Gen knockout har använts för att studera dessa gen funktioner i vivo. Den klustrade regelbundet mellanliggande kort palindromic repetitioner/CRISPR associerade protein 9 (CRISPR/Cas9) systemet är ett kraftfullt verktyg som används för att redigera genomisk DNA-sekvenser för att förändra geners funktion. Den traditionella metoden har varit att införa CRISPR/Cas9 mRNA i enskild cell embryon genom Mikroskop, kan detta vara en långsam och ineffektiv process i havskatt. Här beskrivs ett detaljerat protokoll för Mikroskop kanal havskatt embryon med CRISPR/Cas9 protein. Kort, ägg och spermier var insamlade och sedan konstgjord befruktning utförs. Befruktade ägg överfördes till en petriskål innehållande Holtfreters lösning. Injektionsvolym kalibrerades och sedan leda RNAs/Cas9 inriktningen i toll/interleukin 1 receptor domän-innehållande adapter molekyl (TICAM 1) och genen rhamnos bindande lektin (RBL) var microinjected in äggulan i en cell embryon. Den gen knockout var framgångsrik som indels bekräftades av DNA-sekvensering. De förutspådda protein sequence förändringarna på grund av dessa mutationer ingår frameshift och trunkeras protein på grund av för tidig stop kodon.

Introduction

Mikroskop är en vanlig laboratorium teknik används för att leverera en liten mängd av ett ämne som DNA, RNA, proteiner och andra makromolekyler i celler eller embryon genom ett glas kapillär1. Mikroskop utförs med specialutrustning setup inklusive en microinjector, micromanipulator och en Mikroskop2. Tekniken har använts av forskare att genetiskt modifiera många organismer genom generationen av transgenics, gen knockouts och genterapi, med syftet att förstå dynamiken i intracellulära komponenter3,4 , 5.

Kanal havskatt (Ictalurus punctatus) är den mest populära havskatt arten i vattenbruket och fritidsfiske verksamhet i USA. Det finns ett ökat behov att studera funktionsgenomik i kanal havskatt och sekvensering av hela genomet hos kanal havskatt ökar nyttan av senaste framstegen i genomet redigering verktyg6,7. Förstå geners funktion skulle inte bara berika den forskning som bedrivs på havskatt, men kan också leda till effektivare genetisk förbättringsprogram att förbättra branschens havskatt. När kritiska gener för en given egenskap av intresse har identifierats, kan de användas till att genetiskt förbättra havskatt produktion genom gen editering för att skapa fördelaktiga alleler, urval för dessa alleler, undertrycka de skadliga alleler, överföra de fördelaktiga allelerna genom genmodifiering, eller någon kombination av dessa alternativ. Att kombinera de bästa generna för olika kommersiellt fördelaktigt drag från olika arter i en fisk skulle avsevärt förbättra produktivitet och lönsamhet av fisk produktion verksamhet8.

Gen knockout är en direkt metod att studera gen funktioner i vivo. Mutationer på DNA-nivå kommer att ärvas av kommande generationer som kommer att underlätta studiet av deras effekter i olika generationer. Olika genomet redigeringsverktyg har utvecklade inklusive zink finger nukleotider (motvilligt), transkription aktivator-liknande effektor nukleaser (TALENs), och klustrade regelbundet mellanliggande kort palindromic repetitioner/CRISPR-associerade protein 9 (CRISPR/Cas9 ) system9,10,11,12.

CRISPR/Cas9 systemet är ett kraftfullt och effektivt verktyg som har använts för att redigera genomisk DNA-sekvenser som bland annat gene knockout i fisk genom RNA-guidad platsspecifika DNA klyvning5,13. Systemet består av en guide-RNA (gärna), som bestämmer den rikta sekvensen i arvsmassan och en DNA endonukleasenzymet, Cas9. CRISPR/Cas9 systemet kan vara utformade för att rikta någon sekvens i genomet med flera fördelar över motvilligt och TALENs: (1) lägre kostnad (2) enklare teknik (3) mer specifik bindning av guide RNA till målet sekvensen, och minskad off-target mutationer (4) flera sekvenser kan riktas med olika gärna i samma tid (5) hög mutagenes takt i gener som inte kunde vara muterad av TALENs och (6) förbättrad könsceller dataöverföringen klassar av mutationer för upp till 6 gånger jämfört med motvilligt och TALENs14, 15,16,17,18.

Den huvudsakliga alternativa metoden för Mikroskop är elektroporation, där elektriska impulser tillämpas på embryon eller celler att öka membran permeabilitet och upptaget av biologiska molekyler19,20. Flera transgen fisk genererades med elektroporation såsom medaka (Oryzias latipes), zebrafisk (Danio rerio), chinook lax (Oncorhynchus tshawytscha), kanal havskatt, havsruda (Sparus sarba), och vanlig karp (Cyprinus carpio)21,22,23,24,25,26.

Elektroporation har använts för att leverera plasmid DNA, RNA och Cas9 protein för genen knockout. I däggdjursceller Cas9/gärna plasmid DNA, Cas9 mRNA/gärna och Cas9 protein/gärna komplex levererades med elektroporation och mutagenes var högsta använda Cas9 protein/gärna komplex för de flesta elektroporation villkor testade27. I den ascidian Ryggsträngsdjur (Ciona intestinalis) var TALENs uttrycker konstruktioner electroporated i befruktade ägg att inducera knockout av flera gener28. Motvilligt att uttrycka plasmid konstruktioner var electroporated att slå ut luteiniserande hormon i kanal havskatt29. Men när förs in i cellen, plasmid konstruktioner måste transkriberas till RNA och översättas till funktionella proteiner innan de kan rikta den önskade DNA-sekvens, vilket sannolikt skulle fördröja tiden för mutagenes jämfört med Mikroskop av RNA / protein. Som ett embryo utvecklas, ökar fördröjd mutagenes mosaicism av injicerade grundare. Transgena uttrycket är dessutom osannolikt att uppnå uttryck möjligt med Mikroskop, sänka mutagenes effektivitet.

Som ett medel för att införa genomet redigeringsverktyg i celler, har Mikroskop flera fördelar jämfört med elektroporation. Genomet redigering molekyler kan föras på ett tillförlitligt sätt in celler eller embryon genom Mikroskop30. Mindre injektion material behövs. Det är lätt att fastställa beloppen av materiellt injiceras. Högre mutation priser med låg mosaicism i grundare fisken kan vara uppnått som skulle förbättra könsceller överföring av mutationer i F1. Färre grundare fisk behöver analyseras för att producera den första generationen, på grund av den högsta mutationshastighet. I elektroporation behöver mer grundare fisk analyseras som kommer att öka kostnaderna. Överlevnaden av kanal havskatt microinjected embryon är dock lägre än electroporated sådana, men detta kan lösas genom att injicera fler embryon31,32. I kanal havskatt, överlevnad av äggula-microinjected embryon varierade mellan 16 och 55%, beroende på de gener som riktas och doseringen av gärna/Cas9 protein32.

Regelbundna Mikroskop av havskatt embryon är tekniskt krävande och tidsödande, men en snabb och effektiv CRISPR/Cas9 protein Mikroskop protokoll presenteras för kanal havskatt embryon. Detta protokoll kräver mindre tid och expertis eftersom CRISPR/Cas9 protein lösningen injiceras i äggulan i en cell embryon. Hundratals befruktade ägg kan injiceras i 1 h (ungefär den tid som behövs för den första celldelningen förekommer). För att validera protokollet, slogs två känslighet-relaterade sjukdomsgener ut i kanal havskatt, toll/interleukin 1 receptor domän-innehållande adapter molekyl (TICAM1) genen och rhamnos bindning lectin (RBL) genen. TICAM 1 är involverad i den signalväg som initierats av toll-liknande receptorer (TLR) 3. I kanal havskatt var TICAM 1 dramatiskt uppreglerad efter Bakterieutmaningen med Edwardsiella ictaluri, medan det var nedreglerade i blå havskatt, en art som är resistent till E. ictaluri33. RBL spelar en viktig roll i tidiga infektion med Flavobacterium columnare, vilka smittämnen av columnaris sjukdom, där akut och robust uppreglering spelades in i en columnaris-mottagliga kanal havskatt stam jämfört med en columnaris-resistent stam34.

Protocol

Detta experiment utfördes vid forskningsenheten fisk genetik, E. W. Shell fiske Research Center, Auburn University, AL. Alla experimentella protokoll som används i detta experiment godkändes av Auburn University institutionella djur vård och användning kommittén (AU-IACUC) innan experimentet initierades. En lista över den utrustning och förnödenheter som används i detta experiment kan hittas i tabellen material. Följande är de steg och procedurer för beredning och Mikroskop kanal havskatt en-cell embryon som…

Representative Results

För att demonstrera effektiviteten av protokollet Mikroskop, var gRNAs utformade för att rikta den kanal havskatt toll/interleukin 1 receptor domän-innehållande adapter molekyl (TICAM1) och genen rhamnos bindande lektin (RBL) microinjected. TICAM 1DNA-sekvensering av vektorer från enskilda kolonier från poolade, klonade PCR-produkter avslöjade de ditsatta mutationer framkallas i TICAM 1-genen. Mutatio…

Discussion

Ett detaljerat protokoll för Mikroskop kanal havskatt embryon att uppnå gen knockout presenterades. Injektion av CRISPR/Cas9 protein i äggulan är mycket enklare, sparar tid och kräver inte omfattande utbildning jämfört med microinjecting blastodisc av en-cell embryot, som är den gemensamma tekniken för de flesta genöverföring och gen redigering med fisk 30 , 42. det nuvarande protokollet visat sig vara framgångsrika i att förmå indels i kanal havska…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denna forskning har finansierats av USDA-NIFA award 2015-67015-23488 till Roger Cone. Författarna vill tacka Dr Ronald Phelps för beskrivningen av barnaskara lager urvalskriterier i videon. Ahmed Elaswad och Karim Khalil vill tacka den egyptiska kulturella och pedagogiska presidiet i Washington DC för att finansiera sin Ph.D. forskning.

Materials

Reproboost implant Center of Marine Biotechnology Luteinizing hormone releasing hormone analog (LHRHa) for induction of ovulation in channel catfish females
TRICAINE-S Western Chemical. Inc. For sedation of brood stock fish during hormone injection and egg stripping. 
Phenol red Sigma-Aldrich P0290 0.5%, sterile filtered
Stereo microscope Olympus 213709 For visualizing the eggs during microinjection
Microinjector ASI-Applied Scientific Instrumentation  Model MPPI-3 For the delivery of the injection material into the embryos
Micromanipulator ASI-Applied Scientific Instrumentation  Model MM33  For holding and controlling the movement of the injection needle. 
Eppendorf Microloader Eppendorf 5242956.003 For loading injection solution into microinjection needles.
Vertical needle puller David Kopf Instruments Model 720 For pulling microinjection needles
Cas9 protein PNA Bio Inc.  CP01 Recombinant Cas9 protein from Streptococcus pyrogenes.
Expand High FidelityPLUS PCR System  Roche Diagnostics, USA For PCR and amplification of DNA templates to be used in gRNA preparation
Borosilicate glass capillaries Fisher Scientific 1 mm outer diameter (OD), for making microinjection needles.
Petri dish VWR 25384-302 For holding the embryos during the microinjection.
Crisco The J.M. Smucker Company Vegetable shortening for coating spawning pans and petri dishes. 
Holtfreter`s solution Home Made 59 mM NaCl, 0.67 mM KCl, 2.4 mM NaHCO3, 0.76 mM CaCl2, 1.67 mM MgSO4 to incubate the microinjected embryos till hatch. 
Doxycycline hyclate USP (monohydrate) Letco Medical 690904 Antibiotic added to Holtfreter's solution to 10 ppm to prevent bacterial infections.

Referências

  1. Hammer, R. E., et al. Production of transgenic rabbits, sheep and pigs by microinjection. Nature. 315, 680-683 (1985).
  2. Komarova, Y., Peloquin, J., Borisy, G. . Components of a microinjection system. , 935-939 (2011).
  3. Du, S. J., et al. Growth enhancement in transgenic Atlantic salmon by the use of an "all fish" chimeric growth hormone gene construct. Nat. Biotechnol. 10 (2), 176-181 (1992).
  4. Davis, B., Brown, D., Prokopishyn, N., Yannariello-Brown, J. Micro-injection-mediated hematopoietic stem cell gene therapy. Curr. Opin. Mol. Ther. 2 (4), 412-419 (2000).
  5. Jao, L. E., Wente, S. R., Chen, W. Efficient multiplex biallelic zebrafish genome editing using a CRISPR nuclease system. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110 (34), 13904-13909 (2013).
  6. Liu, Z., et al. The channel catfish genome sequence provides insights into the evolution of scale formation in teleosts. Nat. Commun. 7, (2016).
  7. Abdelrahman, H., et al. Aquaculture genomics, genetics and breeding in the United States: current status, challenges, and priorities for future research. BMC Genomics. 18 (1), 191 (2017).
  8. Dunham, R. A. . Aquaculture and Fisheries Biotechnology : Genetic Approaches. , (2011).
  9. Miller, J. C., et al. An improved zinc-finger nuclease architecture for highly specific genome editing. Nat. Biotechnol. 25 (7), 778-785 (2007).
  10. Doyon, Y., et al. Heritable targeted gene disruption in zebrafish using designed zinc-finger nucleases. Nat. Biotechnol. 26 (6), 702-708 (2008).
  11. Miller, J. C., et al. A TALE nuclease architecture for efficient genome editing. Nat. Biotechnol. 29 (2), 143-148 (2011).
  12. Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nat. Protoc. 8 (11), 2281-2308 (2013).
  13. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat. Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
  14. Cong, L., et al. Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems. Science. 339 (6121), 819-823 (2013).
  15. Cradick, T. J., Fine, E. J., Antico, C. J., Bao, G. CRISPR/Cas9 systems targeting β-globin and CCR5 genes have substantial off-target activity. Nucleic Acids Res. 41 (20), 9584-9592 (2013).
  16. Hruscha, A., et al. Efficient CRISPR/Cas9 genome editing with low off-target effects in zebrafish. Development. 140 (24), 4982-4987 (2013).
  17. Varshney, G. K., et al. High-throughput gene targeting and phenotyping in zebrafish using CRISPR/Cas9. Genome Res. 25 (7), 1030-1042 (2015).
  18. Li, M., Zhao, L., Page-McCaw, P. S., Chen, W. Zebrafish genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Trends Genet. 32 (12), 815-827 (2016).
  19. Neumann, E., Schaefer-Ridder, M., Wang, Y., Hofschneider, P. Gene transfer into mouse lyoma cells by electroporation in high electric fields. The EMBO Journal. 1 (7), 841 (1982).
  20. Powers, D. A., et al. Electroporation: a method for transferring genes into the gametes of zebrafish (Brachydanio rerio), channel catfish (Ictalurus punctatus), and common carp (Cyprinus carpio). Mol. Mar. Biol. Biotechnol. 1 (4-5), 301-308 (1991).
  21. Inoue, K., et al. Electroporation as a new technique for producing transgenic fish. Cell Differ. Dev. 29 (2), 123-128 (1990).
  22. Buono, R., Linser, P. Transient expression of RSVCAT in transgenic zebrafish made by electroporation. Mol. Mar. Biol. Biotechnol. 1 (4-5), 271-275 (1991).
  23. Sin, F., et al. Gene transfer in chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha) by electroporating sperm in the presence of pRSV-lacZ DNA. Aquaculture. 117 (1-2), 57-69 (1993).
  24. Dunham, R. A., et al. Enhanced bacterial disease resistance of transgenic channel catfish Ictalurus punctatus possessing cecropin genes. Mar. Biotechnol. 4 (3), 338-344 (2002).
  25. Lu, J. K., Fu, B. H., Wu, J. L., Chen, T. T. Production of transgenic silver sea bream (Sparus sarba) by different gene transfer methods. Mar. Biotechnol. 4 (3), 328-337 (2002).
  26. Cheng, Q., et al. Interaction of diet and the masou salmon Δ5-desaturase transgene on Δ6-desaturase and stearoyl-CoA desaturase gene expression and N-3 fatty acid level in common carp (Cyprinus carpio). Transgenic Res. 23 (5), 729-742 (2014).
  27. Liang, X., et al. Rapid and highly efficient mammalian cell engineering via Cas9 protein transfection. J. Biotechnol. 208, 44-53 (2015).
  28. Treen, N., et al. Tissue-specific and ubiquitous gene knockouts by TALEN electroporation provide new approaches to investigating gene function in Ciona. Development. 141 (2), 481-487 (2014).
  29. Qin, Z., et al. Editing of the luteinizing hormone gene to sterilize channel catfish, Ictalurus punctatus, using a modified zinc finger nuclease technology with electroporation. Mar. Biotechnol. 18 (2), 255-263 (2016).
  30. Qin, Z. . Gene editing of luteinizing hormone, follicle-stimulating hormone and gonadotropin-releasing hormone genes to sterilize channel catfish, Ictalurus punctatus, using zinc finger nuclease, transcription activator-like effector nuclease and clustered regularly interspaced short palindromic repeats/Cas9 technologies. , (2015).
  31. Dunham, R. A., Winn, R. N., Pinkert, C. A. . Transgenic Animal Technology: A Laboratory Handbook. , 308-336 (2014).
  32. Elaswad, A. . Genetic technologies for disease resistance research and enhancement in catfish. , (2016).
  33. Baoprasertkul, P., Peatman, E., Somridhivej, B., Liu, Z. Toll-like receptor 3 and TICAM genes in catfish: species-specific expression profiles following infection with Edwardsiella ictaluri. Immunogenetics. 58 (10), 817-830 (2006).
  34. Thongda, W., Li, C., Luo, Y., Beck, B. H., Peatman, E. L-rhamnose-binding lectins (RBLs) in channel catfish, Ictalurus punctatus: Characterization and expression profiling in mucosal tissues. Dev. Comp. Immunol. 44 (2), 320-331 (2014).
  35. Phelps, R. P., et al. Effects of temperature on the induced spawning of channel catfish and the production of channel× blue catfish hybrid fry. Aquaculture. 273 (1), 80-86 (2007).
  36. Poole, W., Dillane, M. Estimation of sperm concentration of wild and reconditioned brown trout, Salmo trutta L. Aquacult. Res. 29 (6), 439-445 (1998).
  37. Billard, R. Spermatogenesis and spermatology of some teleost fish species. Reprod. Nutr. Dev. 26 (4), 877-920 (1986).
  38. Coyle, S. D., Durborow, R. M., Tidwell, J. H. . Anesthetics in aquaculture. , (2004).
  39. Shah, A. N., Davey, C. F., Whitebirch, A. C., Miller, A. C., Moens, C. B. Rapid reverse genetic screening using CRISPR in zebrafish. Nat. Methods. 12 (6), 535-540 (2015).
  40. Armstrong, J., Duhon, S., Malacinski, G. . Developmental Biology of the Axolotl. , 220-227 (1989).
  41. Porazinski, S. R., Wang, H., Furutani-Seiki, M. Microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism. J. Vis. Exp. (46), (2010).
  42. Erickson, P. A., Ellis, N. A., Miller, C. T. Microinjection for transgenesis and genome editing in threespine sticklebacks. J. Vis. Exp. (111), e54055 (2016).
  43. Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of zebrafish embryos to analyze gene function. J. Vis. Exp. (25), e1115 (2009).
  44. Silverstein, J. T., Small, B. C., Tucker, C. S., Hargreaves, J. A. . Biology and Culture of Channel Catfish. 34, 69-94 (2004).
  45. Su, B., et al. Relative effectiveness of carp pituitary extract, luteininzing hormone releasing hormone analog (LHRHa) injections and LHRHa implants for producing hybrid catfish fry. Aquaculture. 372, 133-136 (2013).
  46. Aluru, N., et al. Targeted mutagenesis of aryl hydrocarbon receptor 2a and 2b genes in Atlantic killifish (Fundulus heteroclitus). Aquat. Toxicol. 158, 192-201 (2015).
  47. Chang, N., et al. Genome editing with RNA-guided Cas9 nuclease in zebrafish embryos. Cell Res. 23 (4), 465-472 (2013).
  48. Edvardsen, R. B., Leininger, S., Kleppe, L., Skaftnesmo, K. O., Wargelius, A. Targeted mutagenesis in Atlantic salmon (Salmo salar L.) using the CRISPR/Cas9 system induces complete knockout individuals in the F0 generation. PLoS ONE. 9 (9), e108622 (2014).
  49. Li, M., et al. Efficient and heritable gene targeting in tilapia by CRISPR/Cas9. Genética. 197 (2), 591-599 (2014).
  50. Zhong, Z., et al. Targeted disruption of sp7 and myostatin with CRISPR-Cas9 results in severe bone defects and more muscular cells in common carp. Sci. Rep. 6, (2016).
  51. Chakrapani, V., et al. Establishing targeted carp TLR22 gene disruption via homologous recombination using CRISPR/Cas9. Dev. Comp. Immunol. 61, 242-247 (2016).
  52. Lim, J., Ghadessy, F. J., Yong, E. A novel splice site mutation in the androgen receptor gene results in exon skipping and a non-functional truncated protein. Mol. Cell. Endocrinol. 131 (2), 205-210 (1997).
  53. Gatfield, D., Unterholzner, L., Ciccarelli, F. D., Bork, P., Izaurralde, E. Nonsense-mediated mRNA decay in Drosophila: at the intersection of the yeast and mammalian pathways. The EMBO Journal. 22 (15), 3960-3970 (2003).
  54. Talerico, M., Berget, S. M. Effect of 5’splice site mutations on splicing of the preceding intron. Mol. Cell. Biol. 10 (12), 6299-6305 (1990).
check_url/pt/56275?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Elaswad, A., Khalil, K., Cline, D., Page-McCaw, P., Chen, W., Michel, M., Cone, R., Dunham, R. Microinjection of CRISPR/Cas9 Protein into Channel Catfish, Ictalurus punctatus, Embryos for Gene Editing. J. Vis. Exp. (131), e56275, doi:10.3791/56275 (2018).

View Video