Summary

Microinjection CRISPR/Cas9 protein i kanalen Gråsteinbit, Ictalurus punctatus, embryo for Gene Editing

Published: January 20, 2018
doi:

Summary

En enkel og effektiv microinjection protokoll for genet redigering i kanalen Gråsteinbit embryoer bruker CRISPR/Cas9 systemet er presentert. I denne protokollen, guide RNAs og Cas9 protein var microinjected i eggeplomme av en celle embryo. Denne protokollen er validert av banke ut to kanalen Gråsteinbit immun-relaterte gener.

Abstract

Komplett genomet av kanalen steinbit, Ictalurus punctatus, har blitt sekvensert, fører til større muligheter for å studere kanalen Gråsteinbit gen funksjon. Gene knockout har blitt brukt til å studere disse genet funksjoner i vivo. De klynget regelmessig interspaced kort palindromic gjentar/CRISPR tilknyttet protein 9 (CRISPR/Cas9) er et kraftig verktøy som brukes til å redigere genomisk DNA-sekvenser for å endre gen funksjon. Mens den tradisjonelle tilnærmingen har vært å innføre CRISPR/Cas9 mRNA i én celle embryo gjennom microinjection, kan dette være en langsom og ineffektiv prosess i steinbit. Her er en detaljert protokoll for microinjection av kanalen Gråsteinbit embryo med CRISPR/Cas9 protein beskrevet. Kort, egg og sperm var samlet og deretter kunstig befruktning utført. Befruktede egg ble overført til en Petriskål inneholder Holtfreters løsning. Injeksjon ble kalibrert og deretter lede RNAs/Cas9 rettet mot toll/interleukin 1 reseptor domenet inneholder kort molekyl (TICAM 1) gene og rhamnose bindende Lektiner (RBL) genet ble microinjected i eggeplomme av en celle embryo. Den gene knockout var vellykket indeler ble bekreftet av DNA sekvensering. Anslåtte protein sekvens endringer på grunn av disse mutasjonene inkludert frameshift og avkortet protein på grunn av tidlig stopp kodon.

Introduction

Microinjection er en vanlig laboratoriet teknikken brukes til å levere en liten mengde av et stoff som DNA, RNA, protein og andre makromolekyler i celler eller embryo gjennom glass kapillær1. Microinjection utføres med spesialutstyr installasjonen inkludert en microinjector, micromanipulator og et mikroskop2. Teknikken har blitt brukt av forskere genetisk endre mange organismer gjennom generasjon transgenics, gene fortrenging og genterapi, med sikte på å forstå dynamikken i intracellular komponentene3,4 , 5.

Kanalen Gråsteinbit (Ictalurus punctatus) er den mest populære steinbit arten innen akvakultur og fritidsfiske aktiviteter i USA. Det er et økende behov for å studere funksjonell genomforskning i kanalen Gråsteinbit sekvensering av komplett genomet av kanalen Gråsteinbit forbedrer nytten av nylige fremskritt i genomet redigering verktøy6,7. Forstå gen funksjon ville ikke bare berike forskningen som blir gjennomført steinbit, men kan også føre til mer effektiv genetisk forbedring programmer å forbedre steinbit industrien. Når kritiske gener for en gitt egenskap av interesse er identifisert, kan de brukes til å forbedre genetisk steinbit produksjon gjennom genomet redigering for å generere gunstig alleler, valg for disse alleler, undertrykke de ødeleggende alleler, overføre de gunstige alleler gjennom transgenesis, eller en kombinasjon av disse alternativene. Kombinere beste genene for ulike kommersielt nyttige egenskaper fra ulike arter i en fisk ville forbedre produktiviteten og lønnsomheten av fisk produksjon operasjoner8.

Gene knockout er en direkte metode å studere genet funksjoner i vivo. Mutasjoner på DNA nivå vil bli arvet av fremtidige generasjoner som vil lette studiet av deres effekter i ulike generasjoner. Forskjellige genomet redigeringsverktøy er utviklet inkludert sink finger nucleases (ZFNs), transkripsjon aktivator som effektor nucleases (TALENs), og gruppert regelmessig interspaced kort palindromic gjentar/CRISPR-assosiert protein 9 (CRISPR/Cas9 ) systemet9,10,11,12.

CRISPR/Cas9 systemet er et kraftig, effektive verktøy som er brukt til å redigere genomisk DNA-sekvenser inkludert gene knockout i fisk til RNA-guidede områdespesifikke DNA cleavage5,13. Systemet består av en guide (gRNA), som bestemmer målrettet rekkefølgen genomet og en DNA endonuclease enzym, Cas9. CRISPR/Cas9 systemet kan utformes til å målrette en sekvens i genomet med flere fordeler sammenlignet med ZFNs og TALENs: (1) lavere pris (2) lettere engineering (3) mer spesifikke binding av guide RNA til målet sekvensen, og reduserte off-målet mutasjoner (4) flere sekvenser kan være målrettet med forskjellige gRNA på samme tid (5) høyt mutagenese satsen i gener som ikke kunne være mutert ved TALENs, og (6) forbedret germline overføringshastigheten av mutasjoner for opptil 6-fold sammenlignet med ZFNs og TALENs14, 15,16,17,18.

Den viktigste alternative metoden for microinjection er electroporation, der elektriske impulser brukes embryoer eller celler å øke membran permeabilitet og opptaket av biologiske molekyler19,20. Flere transgene fisk ble generert ved hjelp av electroporation som medaka (Oryzias latipes), sebrafisk (Danio rerio), chinook laks (Oncorhynchus tshawytscha), kanalen Gråsteinbit, Brie (Sparus sarba), og felles karpe (Cyprinus carpio)21,22,23,24,25,26.

Electroporation har blitt brukt til å levere plasmider DNA, RNA og Cas9 protein for genet knockout. I pattedyrceller, Cas9/gRNA plasmider DNA, Cas9 mRNA/gRNA og Cas9 protein/gRNA komplekser ble levert med electroporation og de mutagenese prisene var høyest med Cas9 protein/gRNA komplekser for de fleste electroporation forhold testet27. I ascidian Ryggstrengdyr (Ciona intestinalis) var TALENs uttrykke konstruksjoner electroporated i befruktede egg å indusere knockout flere gener28. ZFNs uttrykke plasmider konstruksjoner var electroporated å slå ut luteiniserende hormon i kanalen Gråsteinbit29. Men når introdusert i cellen, plasmider konstruksjoner må transkribert til RNA og oversatt til funksjonelle proteiner før de kan målrette ønsket DNA sekvensen, som trolig forsinke tiden av mutagenese sammenlignet med microinjection av / protein. Som en fosteret utvikler, øker forsinket mutagenese mosaicism av injisert grunnleggere. I tillegg er transgene uttrykk usannsynlig å oppnå det uttrykket mulig med microinjection, senke mutagenese effektivitet.

Som et middel for å innføre genomet redigeringsverktøyene i celler, har microinjection flere fordeler fremfor electroporation. Genomet redigering molekyler kan bli pålitelig introdusert i celler eller embryo gjennom microinjection30. Mindre injeksjon materiale er nødvendig. Det er lett å bestemme beløpene materiale injisert. Høyere mutasjon priser med lav mosaicism i grunnlegger fisken kan være oppnådd som ville forbedre germline overføring av mutasjoner F1. Færre grunnlegger fisk må analyseres for å produsere første generasjon, på grunn av høyere Mutasjonshastigheten. I electroporation må mer grunnlegger fisk analyseres som øker kostnadene. Overlevelsen av kanalen Gråsteinbit microinjected embryoer er imidlertid lavere enn electroporated seg, selv om dette kan overvinnes ved å injisere mer embryo31,32. I kanalen Gråsteinbit, overlevelse av eggeplomme-microinjected embryo varierte fra 16 til 55%, avhengig av gener målrettet og dosering av gRNA/Cas9 protein32.

Vanlige microinjection av steinbit embryo er teknisk krevende og tidkrevende, men en rask og effektiv CRISPR/Cas9 protein microinjection protokoll presenteres for kanalen Gråsteinbit embryoer. Denne protokollen krever mindre tid og ekspertise siden CRISPR/Cas9 protein løsningen injiseres i eggeplomme av én celle embryo. Hundrevis av befruktet egg kan injiseres i 1 h (ca tiden nødvendig for første celledeling oppstår). For å validere protokollen, slått to sykdom mottakelighet-relaterte gener ut i kanalen Gråsteinbit, toll/interleukin 1 reseptor domenet inneholder kort molekyl (TICAM1) genet og rhamnose bindende Lektiner (RBL) genet. TICAM 1 er involvert i signalveien initiert av toll-like reseptor (TLR) 3. I kanalen Gråsteinbit var TICAM 1 dramatisk upregulated etter bakteriell utfordring med Edwardsiella ictaluri, mens det var downregulated i blå steinbit, en art motstandsdyktig til E. ictaluri33. RBL spiller en viktig rolle i tidlig infeksjon med Flavobacterium columnare, den utløsende agenten for columnaris sykdom, der akutt og solid upregulation ble spilt inn i en columnaris-følsomme kanalen Gråsteinbit belastning sammenlignet med en columnaris-resistent stamme34.

Protocol

Dette eksperimentet ble gjennomført på fisk genetikk Research Unit, E. W. Shell Fisheries Research Center, Auburn University, AL. Alle eksperimentelle protokollene som brukes i dette eksperimentet ble godkjent av Auburn University institusjonelle Animal Care og bruk Committee (AU-IACUC) før forsøket ble startet. En liste av utstyr og forsyninger i dette eksperimentet kan finnes i tabellen materialer. Følgende er fremgangsmåten og prosedyrer for utarbeidelse og microinjection av kanalen Gråsteinbit en celle embryo …

Representative Results

For å demonstrere effektiviteten av microinjection-protokollen, var gRNAs ment til kanalen Gråsteinbit toll/interleukin 1 reseptor domenet inneholder kort molekyl (TICAM1) gene og rhamnose bindende Lektiner (RBL) gen microinjected. TICAM 1DNA sekvensering av vektorer fra enkelte koloniene fra gruppert, klonet PCR produkter avslørte den indel mutasjoner indusert i TICAM 1 gen. Mutasjonshastigheten var 79% …

Discussion

En detaljert protokoll for microinjection av kanalen Gråsteinbit embryo å oppnå genet knockout ble presentert. Injeksjon av CRISPR/Cas9 protein i eggeplomme er mye enklere, sparer tid og krever ikke omfattende opplæring i forhold til microinjecting blastodisc av en celle embryoet, som er den vanlige fremgangsmåten for de fleste genoverføring og gene redigering med fisk 30 , 42. gjeldende protokollen viste seg for å være vellykket i inducing indeler i kana…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne forskningen ble finansiert av USDA-NIFA prisen 2015-67015-23488 til Roger Cone. Forfatterne takker Dr. Ronald Phelps for beskrivelsen av Foreldreomsorg og yngelens lager utvalgskriterier i videoen. Ahmed Elaswad og Karim Khalil gjerne takke egyptiske kulturelle og pedagogiske byrå i Washington DC for finansiering deres doktorgrad forskning.

Materials

Reproboost implant Center of Marine Biotechnology Luteinizing hormone releasing hormone analog (LHRHa) for induction of ovulation in channel catfish females
TRICAINE-S Western Chemical. Inc. For sedation of brood stock fish during hormone injection and egg stripping. 
Phenol red Sigma-Aldrich P0290 0.5%, sterile filtered
Stereo microscope Olympus 213709 For visualizing the eggs during microinjection
Microinjector ASI-Applied Scientific Instrumentation  Model MPPI-3 For the delivery of the injection material into the embryos
Micromanipulator ASI-Applied Scientific Instrumentation  Model MM33  For holding and controlling the movement of the injection needle. 
Eppendorf Microloader Eppendorf 5242956.003 For loading injection solution into microinjection needles.
Vertical needle puller David Kopf Instruments Model 720 For pulling microinjection needles
Cas9 protein PNA Bio Inc.  CP01 Recombinant Cas9 protein from Streptococcus pyrogenes.
Expand High FidelityPLUS PCR System  Roche Diagnostics, USA For PCR and amplification of DNA templates to be used in gRNA preparation
Borosilicate glass capillaries Fisher Scientific 1 mm outer diameter (OD), for making microinjection needles.
Petri dish VWR 25384-302 For holding the embryos during the microinjection.
Crisco The J.M. Smucker Company Vegetable shortening for coating spawning pans and petri dishes. 
Holtfreter`s solution Home Made 59 mM NaCl, 0.67 mM KCl, 2.4 mM NaHCO3, 0.76 mM CaCl2, 1.67 mM MgSO4 to incubate the microinjected embryos till hatch. 
Doxycycline hyclate USP (monohydrate) Letco Medical 690904 Antibiotic added to Holtfreter's solution to 10 ppm to prevent bacterial infections.

Referências

  1. Hammer, R. E., et al. Production of transgenic rabbits, sheep and pigs by microinjection. Nature. 315, 680-683 (1985).
  2. Komarova, Y., Peloquin, J., Borisy, G. . Components of a microinjection system. , 935-939 (2011).
  3. Du, S. J., et al. Growth enhancement in transgenic Atlantic salmon by the use of an "all fish" chimeric growth hormone gene construct. Nat. Biotechnol. 10 (2), 176-181 (1992).
  4. Davis, B., Brown, D., Prokopishyn, N., Yannariello-Brown, J. Micro-injection-mediated hematopoietic stem cell gene therapy. Curr. Opin. Mol. Ther. 2 (4), 412-419 (2000).
  5. Jao, L. E., Wente, S. R., Chen, W. Efficient multiplex biallelic zebrafish genome editing using a CRISPR nuclease system. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110 (34), 13904-13909 (2013).
  6. Liu, Z., et al. The channel catfish genome sequence provides insights into the evolution of scale formation in teleosts. Nat. Commun. 7, (2016).
  7. Abdelrahman, H., et al. Aquaculture genomics, genetics and breeding in the United States: current status, challenges, and priorities for future research. BMC Genomics. 18 (1), 191 (2017).
  8. Dunham, R. A. . Aquaculture and Fisheries Biotechnology : Genetic Approaches. , (2011).
  9. Miller, J. C., et al. An improved zinc-finger nuclease architecture for highly specific genome editing. Nat. Biotechnol. 25 (7), 778-785 (2007).
  10. Doyon, Y., et al. Heritable targeted gene disruption in zebrafish using designed zinc-finger nucleases. Nat. Biotechnol. 26 (6), 702-708 (2008).
  11. Miller, J. C., et al. A TALE nuclease architecture for efficient genome editing. Nat. Biotechnol. 29 (2), 143-148 (2011).
  12. Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nat. Protoc. 8 (11), 2281-2308 (2013).
  13. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat. Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
  14. Cong, L., et al. Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems. Science. 339 (6121), 819-823 (2013).
  15. Cradick, T. J., Fine, E. J., Antico, C. J., Bao, G. CRISPR/Cas9 systems targeting β-globin and CCR5 genes have substantial off-target activity. Nucleic Acids Res. 41 (20), 9584-9592 (2013).
  16. Hruscha, A., et al. Efficient CRISPR/Cas9 genome editing with low off-target effects in zebrafish. Development. 140 (24), 4982-4987 (2013).
  17. Varshney, G. K., et al. High-throughput gene targeting and phenotyping in zebrafish using CRISPR/Cas9. Genome Res. 25 (7), 1030-1042 (2015).
  18. Li, M., Zhao, L., Page-McCaw, P. S., Chen, W. Zebrafish genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Trends Genet. 32 (12), 815-827 (2016).
  19. Neumann, E., Schaefer-Ridder, M., Wang, Y., Hofschneider, P. Gene transfer into mouse lyoma cells by electroporation in high electric fields. The EMBO Journal. 1 (7), 841 (1982).
  20. Powers, D. A., et al. Electroporation: a method for transferring genes into the gametes of zebrafish (Brachydanio rerio), channel catfish (Ictalurus punctatus), and common carp (Cyprinus carpio). Mol. Mar. Biol. Biotechnol. 1 (4-5), 301-308 (1991).
  21. Inoue, K., et al. Electroporation as a new technique for producing transgenic fish. Cell Differ. Dev. 29 (2), 123-128 (1990).
  22. Buono, R., Linser, P. Transient expression of RSVCAT in transgenic zebrafish made by electroporation. Mol. Mar. Biol. Biotechnol. 1 (4-5), 271-275 (1991).
  23. Sin, F., et al. Gene transfer in chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha) by electroporating sperm in the presence of pRSV-lacZ DNA. Aquaculture. 117 (1-2), 57-69 (1993).
  24. Dunham, R. A., et al. Enhanced bacterial disease resistance of transgenic channel catfish Ictalurus punctatus possessing cecropin genes. Mar. Biotechnol. 4 (3), 338-344 (2002).
  25. Lu, J. K., Fu, B. H., Wu, J. L., Chen, T. T. Production of transgenic silver sea bream (Sparus sarba) by different gene transfer methods. Mar. Biotechnol. 4 (3), 328-337 (2002).
  26. Cheng, Q., et al. Interaction of diet and the masou salmon Δ5-desaturase transgene on Δ6-desaturase and stearoyl-CoA desaturase gene expression and N-3 fatty acid level in common carp (Cyprinus carpio). Transgenic Res. 23 (5), 729-742 (2014).
  27. Liang, X., et al. Rapid and highly efficient mammalian cell engineering via Cas9 protein transfection. J. Biotechnol. 208, 44-53 (2015).
  28. Treen, N., et al. Tissue-specific and ubiquitous gene knockouts by TALEN electroporation provide new approaches to investigating gene function in Ciona. Development. 141 (2), 481-487 (2014).
  29. Qin, Z., et al. Editing of the luteinizing hormone gene to sterilize channel catfish, Ictalurus punctatus, using a modified zinc finger nuclease technology with electroporation. Mar. Biotechnol. 18 (2), 255-263 (2016).
  30. Qin, Z. . Gene editing of luteinizing hormone, follicle-stimulating hormone and gonadotropin-releasing hormone genes to sterilize channel catfish, Ictalurus punctatus, using zinc finger nuclease, transcription activator-like effector nuclease and clustered regularly interspaced short palindromic repeats/Cas9 technologies. , (2015).
  31. Dunham, R. A., Winn, R. N., Pinkert, C. A. . Transgenic Animal Technology: A Laboratory Handbook. , 308-336 (2014).
  32. Elaswad, A. . Genetic technologies for disease resistance research and enhancement in catfish. , (2016).
  33. Baoprasertkul, P., Peatman, E., Somridhivej, B., Liu, Z. Toll-like receptor 3 and TICAM genes in catfish: species-specific expression profiles following infection with Edwardsiella ictaluri. Immunogenetics. 58 (10), 817-830 (2006).
  34. Thongda, W., Li, C., Luo, Y., Beck, B. H., Peatman, E. L-rhamnose-binding lectins (RBLs) in channel catfish, Ictalurus punctatus: Characterization and expression profiling in mucosal tissues. Dev. Comp. Immunol. 44 (2), 320-331 (2014).
  35. Phelps, R. P., et al. Effects of temperature on the induced spawning of channel catfish and the production of channel× blue catfish hybrid fry. Aquaculture. 273 (1), 80-86 (2007).
  36. Poole, W., Dillane, M. Estimation of sperm concentration of wild and reconditioned brown trout, Salmo trutta L. Aquacult. Res. 29 (6), 439-445 (1998).
  37. Billard, R. Spermatogenesis and spermatology of some teleost fish species. Reprod. Nutr. Dev. 26 (4), 877-920 (1986).
  38. Coyle, S. D., Durborow, R. M., Tidwell, J. H. . Anesthetics in aquaculture. , (2004).
  39. Shah, A. N., Davey, C. F., Whitebirch, A. C., Miller, A. C., Moens, C. B. Rapid reverse genetic screening using CRISPR in zebrafish. Nat. Methods. 12 (6), 535-540 (2015).
  40. Armstrong, J., Duhon, S., Malacinski, G. . Developmental Biology of the Axolotl. , 220-227 (1989).
  41. Porazinski, S. R., Wang, H., Furutani-Seiki, M. Microinjection of medaka embryos for use as a model genetic organism. J. Vis. Exp. (46), (2010).
  42. Erickson, P. A., Ellis, N. A., Miller, C. T. Microinjection for transgenesis and genome editing in threespine sticklebacks. J. Vis. Exp. (111), e54055 (2016).
  43. Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of zebrafish embryos to analyze gene function. J. Vis. Exp. (25), e1115 (2009).
  44. Silverstein, J. T., Small, B. C., Tucker, C. S., Hargreaves, J. A. . Biology and Culture of Channel Catfish. 34, 69-94 (2004).
  45. Su, B., et al. Relative effectiveness of carp pituitary extract, luteininzing hormone releasing hormone analog (LHRHa) injections and LHRHa implants for producing hybrid catfish fry. Aquaculture. 372, 133-136 (2013).
  46. Aluru, N., et al. Targeted mutagenesis of aryl hydrocarbon receptor 2a and 2b genes in Atlantic killifish (Fundulus heteroclitus). Aquat. Toxicol. 158, 192-201 (2015).
  47. Chang, N., et al. Genome editing with RNA-guided Cas9 nuclease in zebrafish embryos. Cell Res. 23 (4), 465-472 (2013).
  48. Edvardsen, R. B., Leininger, S., Kleppe, L., Skaftnesmo, K. O., Wargelius, A. Targeted mutagenesis in Atlantic salmon (Salmo salar L.) using the CRISPR/Cas9 system induces complete knockout individuals in the F0 generation. PLoS ONE. 9 (9), e108622 (2014).
  49. Li, M., et al. Efficient and heritable gene targeting in tilapia by CRISPR/Cas9. Genética. 197 (2), 591-599 (2014).
  50. Zhong, Z., et al. Targeted disruption of sp7 and myostatin with CRISPR-Cas9 results in severe bone defects and more muscular cells in common carp. Sci. Rep. 6, (2016).
  51. Chakrapani, V., et al. Establishing targeted carp TLR22 gene disruption via homologous recombination using CRISPR/Cas9. Dev. Comp. Immunol. 61, 242-247 (2016).
  52. Lim, J., Ghadessy, F. J., Yong, E. A novel splice site mutation in the androgen receptor gene results in exon skipping and a non-functional truncated protein. Mol. Cell. Endocrinol. 131 (2), 205-210 (1997).
  53. Gatfield, D., Unterholzner, L., Ciccarelli, F. D., Bork, P., Izaurralde, E. Nonsense-mediated mRNA decay in Drosophila: at the intersection of the yeast and mammalian pathways. The EMBO Journal. 22 (15), 3960-3970 (2003).
  54. Talerico, M., Berget, S. M. Effect of 5’splice site mutations on splicing of the preceding intron. Mol. Cell. Biol. 10 (12), 6299-6305 (1990).
check_url/pt/56275?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Elaswad, A., Khalil, K., Cline, D., Page-McCaw, P., Chen, W., Michel, M., Cone, R., Dunham, R. Microinjection of CRISPR/Cas9 Protein into Channel Catfish, Ictalurus punctatus, Embryos for Gene Editing. J. Vis. Exp. (131), e56275, doi:10.3791/56275 (2018).

View Video