Summary

Выделение человеческих миобластов, оценка миогенной дифференциации и контроль потребления кальция в магазине

Published: July 26, 2017
doi:

Summary

Здесь мы опишем методологию получения чистой популяции человеческих миобластов из мышечной ткани взрослого человека. Эти клетки используются для изучения дифференцировки скелетных мышц in vitro и, в частности, для изучения белков, участвующих в передаче сигналов Ca 2+ .

Abstract

Спутниковые клетки (SC) представляют собой мышечные стволовые клетки, расположенные между плазматической мембраной мышечных волокон и окружающей базальной пластинкой. Они необходимы для регенерации мышц. При травме, которая часто встречается в скелетных мышцах, активируются СК. Они размножаются как миобласты и дифференцируются для восстановления мышечных повреждений. Среди многих событий, которые происходят во время мышечной дифференциации, цитозольные сигналы Ca 2+ имеют большое значение. Эти сигналы Ca 2+ возникают из-за выделения Ca 2+ из внутренних хранилищ Ca 2+ , а также из Ca 2 + -входа из внеклеточного пространства, в частности, в хранилище Ca 2+, хранящегося в магазине (SOCE). В этой статье описывается методология, используемая для получения чистой популяции миобластов человека из образцов мышц, собранных после ортопедической хирургии. Ткань механически и ферментативно расщепляется, и клетки амплифицируются, а затем сортируются по проточной цитометрии в зависимости от наличия специфическихFic мембранные маркеры. После получения человеческие миобласты расширяются и привержены дифференциации путем удаления факторов роста из культуральной среды. Уровни экспрессии специфических факторов транскрипции и иммунофлуоресценции in vitro используются для оценки процесса миогенной дифференцировки в условиях контроля и после нейтрализации белков, участвующих в передаче сигналов Ca 2+ . Наконец, мы подробно описываем использование Fura-2 в качестве рациометрического зонда Ca 2+, который обеспечивает надежные и воспроизводимые измерения SOCE.

Introduction

Человеческие скелетные мышцы состоят из групп сократительных, многоядерных мышечных волокон, полученных в результате слияния миогенных клеток-предшественников. Скелетные мышцы способны регенерировать после травмы благодаря наличию SC, стволовых клеток скелетных мышц, расположенных между плазматической мембраной myofibers (сарколеммой) и базальной пластинкой. В неповрежденной мышце SCs в основном присутствуют в спокойном состоянии. В ответ на механические стрессы или травмы SC активируются (миобласты), размножаются и подвергаются либо дифференцировке, либо формируют новые миофибры или самообновление для пополнения пула SC 1 , 2 . На протяжении многих лет были разработаны несколько методов для выделения SC и их потомства, миобластов, из биопсий скелетных мышц. С большим пониманием маркеров клеточной поверхности, экспрессируемых на этих клетках, и методологии сортировки клеток, активированной флуоресценцией (FACS) 3, 4 , 5 , теперь можно выделить чистые популяции миобластов человека из образцов мышц.

Кальциевая сигнализация регулирует развитие скелетных мышц, гомеостаз и регенерацию. В частности, вход Са 2+ , который активируется следующим внутриклеточным истощением магазина, называется SOCE, имеет большое значения 6 для этих процессов. При стимуляции клеток, уровень Са 2+ в эндо / саркоплазматического ретикулума (ER / SR) уменьшается, что , в свою очередь , активирует плазматической мембраны Ca 2+ каналы , которые позволяют вход Ca 2+ для пополнения ER / SR 7. Двумя основными белками, участвующими в СОСЭ, являются белок ERR / SR Ca 2+ -центрирующего стромального взаимодействия 1 (STIM1) и канал Ca 2+ плазматической мембраны Orai1. Скелетные мышцы обильно выражают эти два белка, а также другие белки одних и тех же семейств (STIM2 aNd Orai2-Orai3) 8 , 9 и несколько Ca 2+ -проницаемых каналов карионического (TRPC) транзиторного рецепторного семейства 10 , 11 , 12 , 13 . Ca 2+ через канал SOCE имеет большое значение для мышечного образования / регенерации 14 . Мутации протеинов STIM1 или Orai1 оказывают вредное воздействие на функцию мышц, что в основном ведет к мышечной гипотонии 15 . Модели животных с ухудшением состояния окружающей среды также демонстрируют снижение мышечной массы и силы вместе с повышенной утомляемостью 6 , 16 , 17 . Как уже упоминалось, другие белки STIM и Orai, а также многие каналы TRPC выражены в скелетных мышцах, и их соответствующие роли пока не определены. Сбив dВладеют своим уровнем экспрессии, поэтому можно исследовать их последствия в SOCE и их роли во время дифференциации скелетных мышц человека.

Измерение SOCE может быть выполнено с использованием двух разных подходов: электрофизиологических записей тока и измерений Ca 2+ . Электрофизиология, безусловно, является более прямым методом, поскольку она измеряет текущий интерес и связанную с ним электрофизиологическую подпись. Однако эту технику очень трудно применять к мышечным клеткам, главным образом из-за большого размера мышечных клеток и небольшого размера эндогенного тока СОЭ. Цитозолическое изображение Ca 2+ технически очень доступно, но эта мера более косвенная, так как уровень Ca 2+, измеренный в цитозоле, отражает как вход Ca 2+, так и повторное прокачивание клетки или во внутренних хранилищах.

Методология, которая включает выделение миобластов из мелких кусочков человеческого скеляЭтальной мышцы после ферментативного расщепления, амплификации и FACS объясняется в этой статье. Процесс дифференцировки мышц и протокол иммунофлюоресценции , чтобы следить за экспрессией маркеров дифференцировки с течением времени описаны 18. Наконец, объясняются измерения SOCE и роли различных ионных каналов в передаче сигналов Ca 2+ и дифференцировке скелетных мышц.

Protocol

Образцы человеческих мышц (ткани, полученные из полутяжелых мышц) были собраны во время ортопедической хирургии у здоровых пациентов в качестве хирургических отходов. Все методы, относящиеся к человеческому исследованию, были выполнены в соответствии с руководящими принципами и поло…

Representative Results

После ферментативной диссоциации образца человеческой мышцы клетки амплифицировали в GM. Человеческие миобласты, определенные как CD56 + / CD146 + / CD45- / CD34- / CD144- клетки, были получены после FACS. Миобласты представляли более 60% анализируемого населения ( рис. 1 ). Первичные челове?…

Discussion

Изоляция и культура человеческих миобластов из взрослых скелетных мышц предлагают модель in vitro для изучения дифференциации мышц и регенерации мышц. В этой статье мы предлагаем протокол, позволяющий очищать высокие урожаи человеческих миобластов простым и огран…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана Швейцарским национальным научным фондом (грант № 310030-166313), «Фондом Suisse pour la recherche sur les maladies musculaires», «Фондом Марселем Левайаном» и «Фондом за рекреацию ostéo-articulaire».

Materials

Ham’s F10 ThermoFisher Scientific 31550-023
FCS ThermoFisher Scientific 10270-106 Lot 41G5532K
BSA Sigma O5482
fetuin Sigma F3385
EGF Corning 354001
Dexamethansone Sigma D1756
Insulin Sigma I9278
Creatine Sigma 27900
Pyruvate Sigma P4562
Uridine Sigma U3003
Gentamycin ThermoFisher Scientific 15710-049
Trypsin-EDTA 0.05% ThermoFisher Scientific 25300-062
70 μm cell strainer Falcon 352350
40 μm cell strainer Falcon 352340
Falcon 50 ml tube Falcon 352070
Falcon 15 ml tube Falcon 352096
Falcon 5 ml tube (FACS) Falcon 352058
Culture medium: OPTI-MEM ThermoFisher Scientific 31985-047
Transfectant reagnt: RNAiMax ThermoFisher Scientific 1756064
PBS ThermoFisher Scientific 14190-094
Mounting medium Fluka 10981
Mouse anti-MyHC * DSHB MF20  concentrate
Mouse anti-myogenin BD Pharmigen 556358
Rabbit anti-MEF2 Santa Cruz Biotech C-21
Goat anti-mouse Alexa488 ThermoFisher Scientific A11029
Goat anti-rabbit Alexa 546 ThermoFisher Scientific A11035
Mouse anti human CD56-Alexa488 BD Pharmingen 557699
Mouse anti human CD146-PECy7 BD Pharmingen 562135
Mouse anti human CD45-PE-CF594 BD Pharmingen 562279
Mouse anti human CD34-APC BD Pharmingen 345804
Mouse anti human CD144-PE BD Pharmingen 560410
Alexa Fluor 488 mouse IgG1k BD Pharmingen 557702
PECy7 mouse IgG1k BD Pharmingen 557872
PE-CF594 mouse IgG1k BD Pharmingen 562292
APC mouse IgG1k BD Pharmingen 550854
PE mouse IgG1k BD Pharmingen 556650
DAPI Sigma D9542 CAUTION:  toxic compound
Paraformaldehyde Fluka 762400
Fura-2 AM ThermoFisher Scientific F1201
Pluronic F-127 ThermoFisher Scientific P3000MP
Thapsigargin Sigma T9033 CAUTION : toxic compound 
Ratio imaging acquisition software: Metafluor 6.3 Molecular Device
* : MF 20 was deposited to the DSHB by Fischman, D.A. 

Referências

  1. Dumont, N. A., Bentzinger, C. F., Sincennes, M. C., Rudnicki, M. A. Satellite Cells and Skeletal Muscle Regeneration. Compr Physiol. 5 (3), 1027-1059 (2015).
  2. Sambasivan, R., Tajbakhsh, S. Adult skeletal muscle stem cells. Results Probl Cell Differ. 56, 191-213 (2015).
  3. Chen, W. C., et al. Isolation of blood-vessel-derived multipotent precursors from human skeletal muscle. J Vis Exp. (90), e51195 (2014).
  4. Zheng, B., et al. Isolation of myogenic stem cells from cultures of cryopreserved human skeletal muscle. Cell Transplant. 21 (6), 1087-1093 (2012).
  5. Charville, G. W., et al. Ex Vivo Expansion and In Vivo Self-Renewal of Human Muscle Stem Cells. Stem Cell Reports. 5 (4), 621-632 (2015).
  6. Stiber, J., et al. STIM1 signalling controls store-operated calcium entry required for development and contractile function in skeletal muscle. Nat Cell Biol. 10 (6), 688-697 (2008).
  7. Prakriya, M., Lewis, R. S. Store-Operated Calcium Channels. Physiol Rev. 95 (4), 1383-1436 (2015).
  8. Darbellay, B., et al. STIM1- and Orai1-dependent store-operated calcium entry regulates human myoblast differentiation. J Biol Chem. 284 (8), 5370-5380 (2009).
  9. Darbellay, B., et al. Human muscle economy myoblast differentiation and excitation-contraction coupling use the same molecular partners, STIM1 and STIM2. J Biol Chem. 285 (29), 22437-22447 (2010).
  10. Nilius, B., Owsianik, G., Voets, T., Peters, J. A. Transient receptor potential cation channels in disease. Physiol Rev. 87 (1), 165-217 (2007).
  11. Vandebrouck, C., Martin, D., Colson-Van Schoor, M., Debaix, H., Gailly, P. Involvement of TRPC in the abnormal calcium influx observed in dystrophic (mdx) mouse skeletal muscle fibers. J Cell Bio. 158 (6), 1089-1096 (2002).
  12. Antigny, F., Koenig, S., Bernheim, L., Frieden, M. During post-natal human myogenesis, normal myotube size requires TRPC1- and TRPC4-mediated Ca(2)(+) entry. J Cell Sci. 126 (11), 2525-2533 (2013).
  13. Brinkmeier, H. TRP channels in skeletal muscle: gene expression, function and implications for disease. Adv Exp Med Biol. 704, 749-758 (2011).
  14. Pan, Z., Brotto, M., Ma, J. Store-operated Ca2+ entry in muscle physiology and diseases. BMB Rep. 47 (2), 69-79 (2014).
  15. Lacruz, R. S., Feske, S. Diseases caused by mutations in ORAI1 and STIM1. Ann N Y Acad Sci. 1356, 45-79 (2015).
  16. Li, T., et al. STIM1-Ca(2+) signaling is required for the hypertrophic growth of skeletal muscle in mice. Mol Cell Biol. 32 (15), 3009-3017 (2012).
  17. Wei-Lapierre, L., Carrell, E. M., Boncompagni, S., Protasi, F., Dirksen, R. T. Orai1-dependent calcium entry promotes skeletal muscle growth and limits fatigue. Nat Commun. 4, 2805 (2013).
  18. Konig, S., et al. Membrane hyperpolarization triggers myogenin and myocyte enhancer factor-2 expression during human myoblast differentiation. J Biol Chem. 279 (27), 28187-28196 (2004).
  19. Crisan, M., et al. A perivascular origin for mesenchymal stem cells in multiple human organs. Cell Stem Cell. 3 (3), 301-313 (2008).
  20. Bigot, A., et al. Age-Associated Methylation Suppresses SPRY1, Leading to a Failure of Re-quiescence and Loss of the Reserve Stem Cell Pool in Elderly Muscle. Cell Rep. 13 (6), 1172-1182 (2015).
  21. Bettadapur, A., et al. Prolonged Culture of Aligned Skeletal Myotubes on Micromolded Gelatin Hydrogels. Sci Rep. 6, 28855 (2016).
  22. Darbellay, B., Arnaudeau, S., Bader, C. R., Konig, S., Bernheim, L. STIM1L is a new actin-binding splice variant involved in fast repetitive Ca2+ release. J Cell Biol. 194 (2), 335-346 (2011).
  23. Sauc, S., et al. STIM1L traps and gates Orai1 channels without remodeling the cortical ER. J Cell Sci. 128 (8), 1568-1579 (2015).
  24. Demaurex, N. Calcium measurements in organelles with Ca2+-sensitive fluorescent proteins. Cell Calcium. 38 (3-4), 213-222 (2005).

Play Video

Citar este artigo
Laumonier, T., Koenig, S., Saüc, S., Frieden, M. Isolation of Human Myoblasts, Assessment of Myogenic Differentiation, and Store-operated Calcium Entry Measurement. J. Vis. Exp. (125), e55918, doi:10.3791/55918 (2017).

View Video