Summary

A<em> Ex Vivo</em> Método for Imaging Time-Lapse of cultivadas Rato Mesentéricas microvasculares Networks

Published: February 09, 2017
doi:

Summary

Angiogenesis involves multi-cell, multi-system interactions that need to be investigated in a physiologically relevant environment. The objective of this study is to demonstrate the ability of the rat mesentery culture model to make time-lapse comparisons of intact microvascular networks during angiogenesis.

Abstract

A angiogénese, definido como o crescimento de novos vasos sanguíneos a partir de vasos pré-existentes, envolve células endoteliais, pericitos, células musculares lisas, células do sistema imunológico, bem como a coordenação com vasos linfáticos e nervos. A multi-celular, as interacções multi-sistema exige a investigação de angiogénese num ambiente fisiologicamente relevante. Assim, enquanto o uso de modelos de cultura celular in vitro proporcionaram conhecimentos mecanicistas, uma crítica comum é que eles não recapitular a complexidade associada com uma rede microvascular. O objetivo deste protocolo é o de demonstrar a capacidade de fazer comparações de lapso de tempo de redes microvasculares intactas antes e após a estimulação da angiogénese em tecidos mesentério de rato cultivadas. tecidos cultivados contêm redes microvasculares que mantêm a sua hierarquia. imunohistoquímica confirma a presença de células endoteliais, células musculares lisas, pericitos, vasos sanguíneos e vasos linfáticos. Em umddition, rotulando tecidos com BSI-lectina permite a comparação de lapso de tempo de regiões de rede local antes e após a estimulação fator de soro ou crescimento caracterizada pelo aumento da germinação capilar e densidade de vasos. Em comparação com os modelos de cultura de células comuns, este método proporciona uma ferramenta para estudos de linhagens de células endoteliais e avaliação de medicamentos angiogénica do tecido específico em redes microvasculares fisiologicamente relevantes.

Introduction

O crescimento da rede microvascular e remodelação são denominadores comuns para a função do tecido, cicatrização de feridas, e patologias múltiplas e um processo chave é a angiogénese, definido como o crescimento de novos vasos sanguíneos a partir dos existentes 1, 2. Para Engenharia de Tecidos novos navios ou projetar terapias baseadas angiogénicos, compreendendo a importância da dinâmica celulares envolvidos na angiogênese é crítica. No entanto, este processo é complexo. Ela pode variar em locais específicos dentro de uma rede microvascular e envolve vários tipos de células (isto é, células endoteliais, células musculares lisas, pericitos, macrófagos, as células estaminais) e múltiplos sistemas (redes linfáticas e redes neurais). Embora os modelos in vitro têm contribuído enormemente para examinar a relação entre diferentes células envolvidas na angiogênese 3, a sua relevância fisiológica pode ser prejudicada devido à thei r complexidade limitada eo fato de que eles não refletem de perto um cenário in vivo. Para superar estas limitações, os sistemas de cultura tridimensionais 3, ex vivo modelos de tecido 4, sistemas de microfluidos 5, 6, 7 e modelos computacionais foram desenvolvidos e introduzidos nos últimos anos. No entanto, ainda existe uma necessidade para um modelo com capacidade de lapso de tempo para investigar a angiogénese em redes microvasculares intactas ex vivo. A criação de novos modelos de lapso de tempo para estudos de angiogênese com esse nível de complexidade irá fornecer uma ferramenta inestimável para compreender os mecanismos subjacentes que regulam a angiogênese e para melhorar terapias.

Um modelo de potencial que permite a investigação ex vivo da angiogênese através de uma rede microvascular intacta é o modelo de cultura de mesentério de rato> 8. Em trabalho recente, temos demonstrado que o sangue e redes microvasculares linfáticos permanecer viável após o cultivo. Mais importante, o modelo de cultura de mesentério de rato pode ser usado para investigar as interações funcionais pericyte-endotelial de células, sangue e conexões das células endoteliais linfáticas e de imagem time-lapse. O objetivo deste trabalho é fornecer nosso protocolo para o método de imagem time-lapse. Os resultados representativos documentar os vários tipos de células que permanecem viáveis ​​após a estimulação de angiogénese com soro e oferecem exemplos da utilização deste método para a quantificação de respostas angiogénicas específicas dos tecidos, bem como estudos de acompanhamento de células endoteliais.

Protocol

Todos os experimentos e os procedimentos com animais foram aprovados pelo Comitê Cuidado e Uso da Universidade de Tulane Institucional Animal (IACUC). 1. Configuração Procedimento Cirúrgico instrumentos de autoclave, materiais cirúrgicos e fontes de cultura antes da cirurgia. material cirúrgico para cada rato incluem: 1 cortina, uma cortina com furo pré-cortados (0,5 pol x 1,5 pol) no centro, compressas de gaze, e um resguardo absorvente. Instrumentos cirúrgicos incluem: u…

Representative Results

Após 3 dias em cultura, os tecidos foram marcados com um kit de viabilidade / citotoxicidade Live / morto para demonstrar a viabilidade da microcirculação no mesentério de ratos modelo de cultura (Figura 2A). A maioria das células presentes no mesentério permaneceram viáveis ​​na cultura em que as células endoteliais foram identificados com base na sua localização em segmentos microvasculares. Proliferação de células endoteliais foi também confirmada po…

Discussion

Este protocolo documenta um método para usar o modelo de cultura de mesentério de rato como uma ferramenta ex vivo para geração de imagens de lapso de tempo de crescimento da rede microvascular. Trabalhos anteriores em nosso laboratório estabeleceu a utilização do nosso modelo para 1) angiogênese 8, 2) lymphangiogenesis 8, 3) interações celulares pericyte-endotelial 8 e 4) teste de drogas anti-angiogênico 9.</su…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by National Institutes of Health Grant 5-P20GM103629 to WLM and the Tulane Center for Aging. We would like to thank Matthew Nice for his help with editing the protocol text.

Materials

Drape Cardinal Health 4012 12”x12” Bio-Shield Regular Sterilization Wraps
Scalpel Handle Roboz Surgical Instrument RS-9843 Scalpel Handle, #3; Solid; 4" Length
Sterile Surgical Blade Cincinnati Surgical 0110 Stainless Steel; Size 10
Culture Dish (60mm) Thermo Scientific 130181 10/Sleeve
Graefe Forcep (curved tweezers) Roboz Surgical Instrument RS-5135 Micro Dissecting Forceps; Serrated; Slight Curve; 0.8mm Tip Width; 4" Length
Graefe Forcep (straight tweezers) Roboz Surgical Instrument RS-5130 Micro Dissecting Forceps; Serrated, Straight; 0.8mm Tip Width; 4" Length
Noyes Micro Scissor Roboz Surgical Instrument RS-5677 Noyes Micro Dissecting Spring Scissors;
Straight, Sharp-Blunt Points; 13mm Cutting Edge; 0.25mm Tip Width, 4 1/2" Overall Length
Gauze Pads FisherBrand 13-761-52 Non-Sterile Cotton Gauze Sponges; 4"x4" 12-Ply
Cotton-Tippled Applicators FisherBrand 23-400-124 6" Length; Wooden Shaft; Single Use Only
6-Well Plate Fisher Scientific 08-772-49 Flat Bottom with Low Evaporation Lid; Polystyrene; Non-Pyrogenic
Sterile Syring 5ml Fisher Scientific 14-829-45 Luer-Lok Tip
Sterile Bowl Medical Action Industries Inc. 01232 32 oz. Peel Pouch; Blue; Sterile Single Use
6-Well Plate Inserts (CellCrown Inserts) SIGMA Z681792-3EA 6-Well Plate Inserts; Non-Sterile
Polycarbonate Filter Membrane SIGMA TMTP04700 Isopore Membrane Filter; Polycarbonate; Hydrophilic; 5.0 µm, 47 mm, White Plain
Name Company Catalog Number Comments/Description
Beuthanasia Schering-Plough Animal Health Corp. Union (Ordered from MWI Veterinary Supply) MWI #: 011168 Active Ingredient: Per 100mL, 390 mg pentobarbital sodium, 50mg phenytoin sodium 
Ketamine Fort Dodge Animal Health (Ordered from MWI Veterinary Supply) MWI #: 000680 Kateset 100 mg/ml
Xylazine LLOYD. Inc. (Ordered from MWI Veterinary Supply) MWI #: 000680 Anased 100 mg/ml
Saline Baxter 2F7122
PBS Invitrogen 14040-133
MEM Invitrogen 11095080
PenStrep Invitrogen 15140-122
FBS Invitrogen 16000-044
BSA Jackson ImmunoResearch 001-000-162
Saponin  SIGMA S7900-100G
Isopropyl Alcohol Fisher Scientific S25372
Povidone-Iodine Operand 82-226
Hydrochloric Acid SIGMA 320331
Methanol Fisher Scientific 67-56-1
Glycerol Fisher Scientific 56-81-5
FITC-conjugated Lectin SIGMA L9381-2MG
Anti-NG2 Chondroitin Sulfate Proteoglycan Antibody SIGMA AB5320
PECAM (CD31) Antibody BD Biosciences 555026
LYVE-1 Antibody AngioBio Co. 11-034
Goat Anti-Rabbit Cy2-conjugated Antibody Jackson ImmunoResearch 111-585-144
Goat Anti-Mouse Cy3-conjugated Antibody Jackson ImmunoResearch 115-227-003
Streptavidin Cy3-conjugated Antibody Jackson ImmunoResearch 016-160-084
Live/Dead Viability/Cytotoxicity Kit Invitrogen L3224
Normal Goat Serum  Jackson ImmunoResearch 005-000-121
5-Bromo-2'-Deoxyuridine SIGMA B5002
Monoclonal Mouse Anti-Bromodeoxyuridine                        Clone Bu20a Dako M074401-8
Mouse Anti-Rat CD11b  AbD Serotec MCA275R

Referências

  1. Carmeliet, P., Jain, R. K. Angiogenesis in cancer and other diseases. Nature. 407 (6801), 249-257 (2000).
  2. Carmeliet, P. Angiogenesis in life, disease and medicine. Nature. 438 (7070), 932-936 (2005).
  3. Kaunas, R., Kang, H., Bayless, K. J. Synergistic Regulation of Angiogenic Sprouting by Biochemical Factors and Wall Shear Stress. Cell Mol Bioeng. 4 (4), 547-559 (2011).
  4. Pitulescu, M. E., Schmidt, I., Benedito, R., Adams, R. H. Inducible gene targeting in the neonatal vasculature and analysis of retinal angiogenesis in mice. Nat Protoc. 5 (9), 1518-1534 (2010).
  5. Song, J. W., Munn, L. L. Fluid forces control endothelial sprouting. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (37), 15342-15347 (2011).
  6. Chan, J. M., et al. Engineering of in vitro 3D capillary beds by self-directed angiogenic sprouting. PLoS One. 7 (12), e50582 (2012).
  7. Peirce, S. M., Mac Gabhann, F., Bautch, V. L. Integration of experimental and computational approaches to sprouting angiogenesis. Curr Opin Hematol. 19 (3), 184-191 (2012).
  8. Stapor, P. C., Azimi, M. S., Ahsan, T., Murfee, W. L. An angiogenesis model for investigating multicellular interactions across intact microvascular networks. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304 (2), H235-H245 (2013).
  9. Azimi, M. S., et al. An ex vivo model for anti-angiogenic drug testing on intact microvascular networks. PLoS One. 10 (3), e0119227 (2015).
  10. Nicosia, R. F., Ottinetti, A. Growth of microvessels in serum-free matrix culture of rat aorta. A quantitative assay of angiogenesis in vitro. Lab Invest. 63 (1), 115-122 (1990).
  11. Hutter-Schmid, B., Kniewallner, K. M., Humpel, C. Organotypic brain slice cultures as a model to study angiogenesis of brain vessels. Front Cell Dev Biol. 3, 52 (2015).
  12. Sawamiphak, S., Ritter, M., Acker-Palmer, A. Preparation of retinal explant cultures to study ex vivo tip endothelial cell responses. Nat Protoc. 5 (10), 1659-1665 (2010).
  13. Unoki, N., Murakami, T., Ogino, K., Nukada, M., Yoshimura, N. Time-lapse imaging of retinal angiogenesis reveals decreased development and progression of neovascular sprouting by anecortave desacetate. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (5), 2347-2355 (2010).
  14. Norrby, K. In vivo models of angiogenesis. J Cell Mol Med. 10 (3), 588-612 (2006).
  15. Kelly-Goss, M. R., Sweat, R. S., Azimi, M. S., Murfee, W. L. Vascular islands during microvascular regression and regrowth in adult networks. Front Physiol. 4, 108 (2013).
  16. Kelly-Goss, M. R., et al. Cell proliferation along vascular islands during microvascular network growth. BMC Physiol. 12, 7 (2012).
  17. Skalak, T. C., Price, R. J. The role of mechanical stresses in microvascular remodeling. Microcirculation. 3 (2), 143-165 (1996).
  18. Kadohama, T., Nishimura, K., Hoshino, Y., Sasajima, T., Sumpio, B. E. Effects of different types of fluid shear stress on endothelial cell proliferation and survival. J Cell Physiol. 212 (1), 244-251 (2007).
  19. Milkiewicz, M., Brown, M. D., Egginton, S., Hudlicka, O. Association between shear stress, angiogenesis, and VEGF in skeletal muscles in vivo. Microcirculation. 8 (4), 229-241 (2001).
  20. Corliss, B. A., Azimi, M. S., Munson, J. M., Peirce, S. M., Murfee, W. L. Macrophages: An Inflammatory Link Between Angiogenesis and Lymphangiogenesis. Microcirculation. 23 (2), 95-121 (2016).

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Citar este artigo
Azimi, M. S., Motherwell, J. M., Murfee, W. L. An Ex Vivo Method for Time-Lapse Imaging of Cultured Rat Mesenteric Microvascular Networks. J. Vis. Exp. (120), e55183, doi:10.3791/55183 (2017).

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