Summary

Kombinera våta och torra Lab Tekniker Guide kristallisation av stora coiled-coil proteiner

Published: January 06, 2017
doi:

Summary

We describe a framework incorporating straightforward biochemical and computational analysis to guide the characterization and crystallization of large coiled-coil domains. This framework can be adapted for globular proteins or extended to incorporate a variety of high-throughput techniques.

Abstract

Obtaining crystals for structure determination can be a difficult and time consuming proposition for any protein. Coiled-coil proteins and domains are found throughout nature, however, because of their physical properties and tendency to aggregate, they are traditionally viewed as being especially difficult to crystallize. Here, we utilize a variety of quick and simple techniques designed to identify a series of possible domain boundaries for a given coiled-coil protein, and then quickly characterize the behavior of these proteins in solution. With the addition of a strongly fluorescent tag (mRuby2), protein characterization is simple and straightforward. The target protein can be readily visualized under normal lighting and can be quantified with the use of an appropriate imager. The goal is to quickly identify candidates that can be removed from the crystallization pipeline because they are unlikely to succeed, affording more time for the best candidates and fewer funds expended on proteins that do not produce crystals. This process can be iterated to incorporate information gained from initial screening efforts, can be adapted for high-throughput expression and purification procedures, and is augmented by robotic screening for crystallization.

Introduction

Strukturbestämning via röntgenkristallografi har gjort fundamentala bidrag till alla områden av modern biologi, tillhandahålla ett atom vy av makromolekylerna som stöder livet och hur de samverkar med varandra i en mängd olika sammanhang; tillåter oss att förstå de mekanismer som orsakar sjukdom och ger möjligheter att rationellt utforma läkemedel mot sjukdomen. Kristallografi har länge varit den dominerande experimentell teknik för att bestämma makromolekylära struktur, och står för närvarande för 89,3% av den strukturella databasen (www.rcsb.org). Denna teknik har många fördelar, inklusive möjligheten till mycket hög upplösning, förmågan att visualisera makromolekyler med ett brett intervall av storlekar, relativt lätt för datainsamling, och möjlighet att visualisera hur makromolekylen interagerar med lösningsmedel samt ligander.

Trots ett stort antal tekniska förbättringar i rekombinant proteinuttryck 1,2, purförgasning 3 och molekylärbiologi används för att generera dessa system 4, den enskilt största hindret i den kristallografiska processen fortfarande förmågan att växa diffraktion kvalitet kristaller. Detta har varit särskilt sant för proteiner som innehåller stora coiled-coil-domäner. Det har uppskattats att så mycket som 5% av alla aminosyror finns inom lindade-spolar 5,6, vilket gör detta ett mycket vanligt strukturellt drag 7, men dessa proteiner är ofta svårare att rena och kristallisera än globulära proteiner 8-10 . Detta förvärras ytterligare av det faktum att coiled-coil-domäner finns ofta inom ramen för ett större protein, därför korrekt förutsäga gränserna för dessa domäner är avgörande för att undvika införandet av ostrukturerad eller flexibel sekvens som ofta är skadlig för kristallisation.

Här presenterar vi en konceptuell ram som kombinerar webbaserad beräkningsanalyser med Experimental data från bänken, som hjälper användarna genom de inledande skedena av den kristallografiska processen inklusive: Hur man väljer proteinfragment (s) för strukturstudier, och hur man förbereder och karakterisera proteinprover före kristallisa försök. Vi fokuserar vår analys på två proteiner som innehåller stora ringlad-spiraldomäner, Shroom (SHRM) och Rho-kinas (Rock). Dessa proteiner valdes eftersom de båda innehåller coiled-coil-domäner och är kända för att bilda en biologiskt relevant komplex 11-16. Shroom och Rho-kinas (Rock) förutsägs innehålla ~ 200 och 680 rester av coiled-coil respektive många delar som har präglats strukturellt 17-20. Den metod som beskrivs här ger en strömlinjeformad arbetsflöde för att snabbt identifiera fragment av coiled-coil innehållande protein som kommer att vara mottaglig för kristallisation är emellertid den teknik som beskrivs kan lätt anpassas för de flesta protein eller proteinkomplex eller modifierad för att införliva hög genomströmning approaches som finns. Slutligen dessa metoder är i allmänhet billigt och kan utföras av användare på nästan alla erfarenheter nivåer.

Protocol

OBS: Ett diagram av den konceptuella ramen eller arbetsflöde beskrivs i figur 1 som referens. Protokollet kan delas upp i fyra steg: computational eller sekvensbaserade förutsägelser, proteinuttryck och rening, biokemisk karakterisering, och kristallisation. Exemplen analysera Shroom SD2 domäner och / eller Shroom-Rock-komplex, men kan användas med något protein. 1. Använd Etablerad webbaserade verktyg för att generera Beräknings Förutsägelser om coiled-coil domäng…

Representative Results

Ett diagram som visar arbetsflödet som används i detta system visas i Figur 1 och omfattar tre huvudsteg. Computational analys av sekvensen utnyttjas för att utveckla hypoteser om domängränser av coiled-coil proteinet av intresse. Ett exempel på en kommenterad analys av Shrm2 SD2-domänen visas i figur 2. I detta diagram var målet att identifiera möjliga domängränser för en konserverad domän vid C-terminalen av cytoskelettala regulatorn Shroo…

Discussion

Protokollet som beskrivs här är utformad för att hjälpa användaren att identifiera domängränser inom stora coiled-coil-proteiner för att underlätta deras kristallisering. Protokollet bygger på en helhets införlivande av en mängd data från beräknings förutsägelser och andra källor för att generera en rad potentiella domängränser. Dessa följs av en uppsättning biokemiska experiment som är snabb och billig, och som används för att ytterligare förfina dessa initiala hypoteser. Med hjälp av denna m…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by grant NIH R01 GM097204 (APV and JDH). Funding for JHM was supplied by an HHMI Undergraduate Research Summer Fellowship.

Materials

BL21(DE3) Rosetta Emd Millipore 70954-3
BL21(DE3) Star ThermoFisher Scientific C601003
BL21(DE3) Codon Plus Agilent Technologies 230245
Lysozyme Spectrum Chemical Mfg Corp L3008-5GM
Ni-NTA resin Life Technologies 25216
SubtilisinA Spectrum Chemical Mfg Corp S1211-10ML
24 well Cryschem Plate Hampton research HR3-160
INTELLI-PLATE  96: Art Robbins Instruments 102-0001-03
PEG 3350 Hampton research HR2-591
PEG 8000 Hampton research HR2-515
PEG 400 Hampton research HR2-603
PEG 4000 Hampton research HR2-605
pcDNA3.1-Clover-mRuby2 Addgene 49089
Overnight Express Autoinduction System 1 Emd Millipore 71300
Lysogeny Broth powder ThermoFisher Scientific 12795027 

Referências

  1. Studier, F. W. Stable expression clones and auto-induction for protein production in E. coli. Methods Mol Biol. 1091, 17-32 (2014).
  2. Studier, F. W., Moffatt, B. A. Use of bacteriophage T7 RNA polymerase to direct selective high-level expression of cloned genes. J Mol Biol. 189 (1), 113-130 (1986).
  3. Chapman, T. Protein purification: pure but not simple. Nature. 434 (7034), 795-798 (2005).
  4. Gibson, D. G., et al. Enzymatic assembly of DNA molecules up to several hundred kilobases. Nat Methods. 6 (5), 343-345 (2009).
  5. Lupas, A., Van Dyke, M., Stock, J. Predicting coiled coils from protein sequences. Science. 252 (5009), 1162-1164 (1991).
  6. Offer, G., Hicks, M. R., Woolfson, D. N. Generalized Crick equations for modeling noncanonical coiled coils. J Struct Biol. 137 (1-2), 41-53 (2002).
  7. Lupas, A. N., Gruber, M. The structure of alpha-helical coiled coils. Adv Protein Chem. 70, 37-78 (2005).
  8. Hernandez Alvarez, B., et al. A new expression system for protein crystallization using trimeric coiled-coil adaptors. Protein Eng Des Sel. 21 (1), 11-18 (2008).
  9. Slabinski, L., et al. The challenge of protein structure determination–lessons from structural genomics. Protein Sci. 16 (11), 2472-2482 (2007).
  10. Slabinski, L., et al. XtalPred: a web server for prediction of protein crystallizability. Bioinformatics. 23 (24), 3403-3405 (2007).
  11. Haigo, S. L., Hildebrand, J. D., Harland, R. M., Wallingford, J. B. Shroom induces apical constriction and is required for hingepoint formation during neural tube closure. Curr Biol. 13 (24), 2125-2137 (2003).
  12. Hildebrand, J. D. Shroom regulates epithelial cell shape via the apical positioning of an actomyosin network. J Cell Sci. 118 (Pt 22), 5191-5203 (2005).
  13. Dietz, M. L., Bernaciak, T. M., Vendetti, F., Kielec, J. M., Hildebrand, J. D. Differential actin-dependent localization modulates the evolutionarily conserved activity of Shroom family proteins. J Biol Chem. 281 (29), 20542-20554 (2006).
  14. Bolinger, C., Zasadil, L., Rizaldy, R., Hildebrand, J. D. Specific isoforms of drosophila shroom define spatial requirements for the induction of apical constriction. Dev Dyn. 239 (7), 2078-2093 (2010).
  15. Farber, M. J., Rizaldy, R., Hildebrand, J. D. Shroom2 regulates contractility to control endothelial morphogenesis. Mol Biol Cell. 22 (6), 795-805 (2011).
  16. Das, D., et al. The interaction between Shroom3 and Rho-kinase is required for neural tube morphogenesis in mice. Biol Open. 3 (9), 850-860 (2014).
  17. Dvorsky, R., Blumenstein, L., Vetter, I. R., Ahmadian, M. R. Structural insights into the interaction of ROCKI with the switch regions of RhoA. J Biol Chem. 279 (8), 7098-7104 (2004).
  18. Mohan, S., et al. Structure of a highly conserved domain of Rock1 required for Shroom-mediated regulation of cell morphology. PLoS One. 8 (12), e81075 (2013).
  19. Mohan, S., et al. Structure of Shroom domain 2 reveals a three-segmented coiled-coil required for dimerization, Rock binding, and apical constriction. Mol Biol Cell. 23 (11), 2131-2142 (2012).
  20. Tu, D., et al. Crystal structure of a coiled-coil domain from human ROCK I. PLoS One. 6 (3), e18080 (2011).
  21. Sievers, F., et al. Fast, scalable generation of high-quality protein multiple sequence alignments using Clustal Omega. Mol Syst Biol. 7, 539 (2011).
  22. Shapiro, A. L., Vinuela, E., Maizel, J. V. Molecular weight estimation of polypeptide chains by electrophoresis in SDS-polyacrylamide gels. Biochem Biophys Res Commun. 28 (5), 815-820 (1967).
  23. Diezel, W., Kopperschlager, G., Hofmann, E. An improved procedure for protein staining in polyacrylamide gels with a new type of Coomassie Brilliant Blue. Anal Biochem. 48 (2), 617-620 (1972).
  24. Wittig, I., Schagger, H. Advantages and limitations of clear-native PAGE. Proteomics. 5 (17), 4338-4346 (2005).
  25. Jungbauer, A., Hahn, R. Ion-exchange chromatography. Methods Enzymol. 463, 349-371 (2009).
  26. Yu, C. M., Mun, S., Wang, N. H. Theoretical analysis of the effects of reversible dimerization in size exclusion chromatography. J Chromatogr A. 1132 (1-2), 98-108 (2006).
  27. Giege, R. A historical perspective on protein crystallization from 1840 to the present day. FEBS J. 280 (24), 6456-6497 (2013).
  28. Lobley, A., Sadowski, M. I., Jones, D. T. pGenTHREADER and pDomTHREADER: new methods for improved protein fold recognition and superfamily discrimination. Bioinformatics. 25 (14), 1761-1767 (2009).
  29. Marsden, R. L., McGuffin, L. J., Jones, D. T. Rapid protein domain assignment from amino acid sequence using predicted secondary structure. Protein Sci. 11 (12), 2814-2824 (2002).
  30. Kelley, L. A., Mezulis, S., Yates, C. M., Wass, M. N., Sternberg, M. J. The Phyre2 web portal for protein modeling, prediction and analysis. Nat Protoc. 10 (6), 845-858 (2015).
  31. Elsliger, M. A., et al. The JCSG high-throughput structural biology pipeline. Acta Crystallogr Sect F Struct Biol Cryst Commun. 66 (Pt 10), 1137-1142 (2010).
  32. Bach, H., et al. Escherichia coli maltose-binding protein as a molecular chaperone for recombinant intracellular cytoplasmic single-chain antibodies. J Mol Biol. 312 (1), 79-93 (2001).
  33. Strong, M., et al. Toward the structural genomics of complexes: crystal structure of a PE/PPE protein complex from Mycobacterium tuberculosis. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (21), 8060-8065 (2006).
  34. Heras, B., Martin, J. L. Post-crystallization treatments for improving diffraction quality of protein crystals. Acta Crystallogr D Biol Crystallogr. 61 (Pt 9), 1173-1180 (2005).
check_url/pt/54886?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Zalewski, J. K., Heber, S., Mo, J. H., O’Conor, K., Hildebrand, J. D., VanDemark, A. P. Combining Wet and Dry Lab Techniques to Guide the Crystallization of Large Coiled-coil Containing Proteins. J. Vis. Exp. (119), e54886, doi:10.3791/54886 (2017).

View Video