Summary

analysera<em> In Vivo</em> Cell Migration använder Cell Transplantationer och Time-lapse avbildning i Zebrafish embryon

Published: April 29, 2016
doi:

Summary

Combining cell transplantation, cytoskeletal labeling and loss/gain of function approaches, this protocol describes how the migrating zebrafish prospective prechordal plate can be used to analyze the function of a candidate gene in in vivo cell migration.

Abstract

Cell migration is key to many physiological and pathological conditions, including cancer metastasis. The cellular and molecular bases of cell migration have been thoroughly analyzed in vitro. However, in vivo cell migration somehow differs from in vitro migration, and has proven more difficult to analyze, being less accessible to direct observation and manipulation. This protocol uses the migration of the prospective prechordal plate in the early zebrafish embryo as a model system to study the function of candidate genes in cell migration. Prechordal plate progenitors form a group of cells which, during gastrulation, undergoes a directed migration from the embryonic organizer to the animal pole of the embryo. The proposed protocol uses cell transplantation to create mosaic embryos. This offers the combined advantages of labeling isolated cells, which is key to good imaging, and of limiting gain/loss of function effects to the observed cells, hence ensuring cell-autonomous effects. We describe here how we assessed the function of the TORC2 component Sin1 in cell migration, but the protocol can be used to analyze the function of any candidate gene in controlling cell migration in vivo.

Introduction

I flercelliga organismer, är cellmigration viktigt både för utvecklingen av embryot där det garanterar att organisera celler i vävnader och organ, och för vuxenlivet, där det tar del vävnadshomeostas (sårläkning) och immunitet. Förutom dessa fysiologiska funktioner, är cellmigration också involverad i olika patologiska situationer, inklusive i synnerhet cancermetastaser.

Cellmigration har analyserats in vitro i årtionden, vilket ger en övergripande förståelse för de molekylära mekanismer som säkerställer cellrörelser på plana ytor. In vivo dock celler inför en mer komplex miljö. Det framgick tydligt under de senaste åren att migration inom en organism kan påverkas av yttre signaler såsom den extracellulära matrisen, angränsande celler eller utsöndrade kemokiner vägledande migration, och att de mekanismer som driver cellmigration kan variera från vad som har beskrivits <em> In vitro 1,2. Mekanismerna som säkerställer in vivo cell migration har fått mindre uppmärksamhet hittills, främst på grund av den ökade tekniska svårigheter, jämfört med in vitro-studier. In vivo analys av cellmigration i synnerhet kräver direkt optisk access till migrerande celler, tekniker för att märka unika celler i för att se deras dynamik och morfologi samt vinst eller förlust av funktion metoder för att testa rollen av kandidatgener. Hittills har endast ett fåtal modellsystem som härbärgerar dessa egenskaper använts för att dissekera in vivo cell migration 3.

Vi använde nyligen migreringen av den blivande prechordal plattan i början av zebrafisk embryon som en ny bekväm modell för att bedöma funktionen av kandidatgener för att kontrollera in vivo cell migration 4,5. Prospektiv prechordal platta (även känd som främre mesendoderm) är en grupp av celler som bildar vid uppkomsten av gastrulation på den dorsala sidan av embryot. Under gastrulation denna grupp migrerar kollektivt mot djuret pol av embryot 6-8, för att bilda den prechordal platta, en mesendodermal förtjockning, anterior till notokorden, och ligger till grund för neurala plattan. Den främre delen av prechordal plattan kommer att ge upphov till kläckning körtel, medan dess bakre del bidrar sannolikt att leda mesoderm 9. Tack vare den externa utvecklingen och optisk klarhet av fisken embryot, kan cellmigration direkt och lätt observeras i denna struktur.

Celltransplantation är en mycket potent teknik som gör det möjligt att snabbt och enkelt skapa mosaik embryon 10. Att uttrycka fluorescerande cytoskelettala markörer i transplanterade celler resulterar i märkning av isolerade celler, morfologi och dynamik som lätt kan observeras. Kombinera detta till förlust eller vinst av funktion närmar tillåter analys av cellautonoma funktioner i en burkkandidaten genen.

De presenterade protokoll beskriver hur vi bedömt funktion TORC2 komponent Sin1 i att kontrollera cellmigration och aktin dynamik in vivo 5. Men, som nämnts i resultaten och ytterligare diskuteras, det skulle kunna användas för att analysera de möjliga konsekvenserna av varje kandidatgen i att kontrollera cellmigration in vivo.

Protocol

Obs: Figur 1 visar konturerna av protokollet. 1. Framställning av nålar för injektion och transplantation Notera: Nålar kan framställas när som helst och lagras. Förvara dem i en petriskål, på ett band av modellera. Täta skålen med parafilm för att skydda mot damm. För injektionsnålar, dra en glaskapillär (ytterdiameter 1,0 mm, innerdiameter 0,58 mm, utan filament (se lista över Materials)) med en mikro…

Representative Results

De presenterade teknik användes för att analysera vilken roll Sin1, en ​​av de centrala delarna av Tor komplex 2 (TORC2), för att kontrollera in vivo cell migration. Användningen av celltransplantation tillåter märkning av isolerade celler och analys av cell autonoma effekter. Film S1 visar migreringen av transplanterade prechordal platt progenitorceller. Aktin märkning med ABP140 tillåter enkel visualisering av aktin-rika cytoplasmiska utsprång. Vi mätte deras fre…

Discussion

Detta protokoll utgör ett enkelt sätt att studera rollen av en kandidatgen i cell migration in vivo, genom att kombinera att skapa chimära embryon med hjälp av celltransplantation med levande avbildning.

Skapande av mosaik embryon

Studera dynamiken i en cell kräver visualisering av dess kontur att analysera cytoplasmiska förlängningar. Detta kan uppnås genom att märka isolerade celler i en annars omärkt – eller olika märkta – miljö, vilket ge…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank F. Bouallague and the IBENS animal facility for excellent zebrafish care. Research reported in this publication was supported by the Fondation ARC pour la recherche sur le cancer, grants N° SFI20111203770 and N° PJA 20131200143.

Materials

Glass capillaries (outside diameter 1.0 mm, inside diameter 0.58 mm) Harvard Apparatus 300085 standard thickness
Glass capillaries (outside diameter 1.0 mm, inside diameter 0.78 mm) Harvard Apparatus 300085 thin-walled
Penicillin-Streptomycin Sigma-Aldrich P4333 10 000 units penicillin and 10 mg streptomycin per ml
fine tweezers Dumont Fine Science Tools 11254-20 5F
glass bottom dishes MatTek P35G-0-10-C
Air transjector Eppendorf 5246
Micro-forge Narishige MF-900
Microgrinder Narishige EG-44
Micromanipulator (for injection) Narishige MN-151
Micromanipulator (for cell transplantation) Leica Leica Micromanipulator
Hammilton Syringe Narishige IM-9B
Micropipette puller David Kopf Instruments Model 720
Transplantation mold Adapative Science Tools PT-1
Needle holder Narishige HI-7
Tube connector Narishige CI-1
PTFE tubing Narishige CT-1

Referências

  1. Charras, G., Sahai, E. Physical influences of the extracellular environment on cell migration. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 813-824 (2014).
  2. Friedl, P., Wolf, K. Plasticity of cell migration: A multiscale tuning model. Journal of Cell Biology. 188 (1), 11-19 (2010).
  3. Friedl, P., Gilmour, D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nature reviews. Molecular cell biology. 10 (7), 445-457 (2009).
  4. Dang, I., Gorelik, R., et al. Inhibitory signalling to the Arp2/3 complex steers cell migration. Nature. , (2013).
  5. Dumortier, J. G., David, N. B. The TORC2 Component, Sin1, Controls Migration of Anterior Mesendoderm during Zebrafish Gastrulation. Plos One. 10, e0118474 (2015).
  6. Solnica-Krezel, L., Stemple, D. L., Driever, W. Transparent things: cell fates and cell movements during early embryogenesis of zebrafish. BioEssays. 17 (11), 931-939 (1995).
  7. Ulrich, F., Concha, M. L., et al. Slb/Wnt11 controls hypoblast cell migration and morphogenesis at the onset of zebrafish gastrulation. Development. 130 (22), 5375-5384 (2003).
  8. Dumortier, J. G., Martin, S., Meyer, D., Rosa, F. M., David, N. B. Collective mesendoderm migration relies on an intrinsic directionality signal transmitted through cell contacts. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , 1-6 (2012).
  9. Gritsman, K., Talbot, W. S., Schier, A. F. Nodal signaling patterns the organizer. Development. 127 (5), 921-932 (2000).
  10. Kemp, H. A., Carmany-Rampey, A., Moens, C. Generating chimeric zebrafish embryos by transplantation. Journal of visualized experiments : JoVE. (29), (2009).
  11. Westerfield, M. . The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (2000).
  12. Barry, D. J., Durkin, C. H., Abella, J. V., Way, M. Open source software for quantification of cell migration, protrusions, and fluorescence intensities. The Journal of Cell Biology. 209 (1), 163-180 (2015).
  13. Gorelik, R., Gautreau, A. Quantitative and unbiased analysis of directional persistence in cell migration. Nature Protocols. 9 (8), 1931-1943 (2014).
  14. Sacan, A., Ferhatosmanoglu, H., Coskun, H. CellTrack: An open-source software for cell tracking and motility analysis. Bioinformatics. 24 (14), 1647-1649 (2008).
  15. Tahinci, E., Symes, K. Distinct functions of Rho and Rac are required for convergent extension during Xenopus gastrulation. Developmental biology. 259 (2), 318-335 (2003).
  16. Zhang, T., Yin, C., et al. Stat3-Efemp2a modulates the fibrillar matrix for cohesive movement of prechordal plate progenitors. Development. 141 (22), 4332-4342 (2014).
  17. Riedl, J., Crevenna, A. H., et al. Lifeact: a versatile marker to visualize F-actin. Nature methods. 5 (7), 605-607 (2008).
  18. Burkel, B. M., Von Dassow, G., Bement, W. M. Versatile fluorescent probes for actin filaments based on the actin-binding domain of utrophin. Cell Motility and the Cytoskeleton. 64 (11), 822-832 (2007).
  19. Yoo, S. K., Deng, Q., Cavnar, P. J., Wu, Y. I., Hahn, K. M., Huttenlocher, A. Differential regulation of protrusion and polarity by PI3K during neutrophil motility in live zebrafish. Developmental cell. 18 (2), 226-236 (2010).
  20. Spracklen, A. J., Fagan, T. N., Lovander, K. E., Tootle, T. L. The pros and cons of common actin labeling tools for visualizing actin dynamics during Drosophila oogenesis. Developmental biology. 393 (2), 209-226 (2014).
  21. Johnson, H. W., Schell, M. J. Neuronal IP3 3-kinase is an F-actin-bundling protein: role in dendritic targeting and regulation of spine morphology. Molecular biology of the Cell. 20 (24), 5166-5180 (2009).
  22. Yi, J., Wu, X. S., Crites, T., Hammer, J. A. Actin retrograde flow and actomyosin II arc contraction drive receptor cluster dynamics at the immunological synapse in Jurkat T cells. Molecular Biology of the Cell. 23 (5), 834-852 (2012).

Play Video

Citar este artigo
Giger, F. A., Dumortier, J. G., David, N. B. Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (110), e53792, doi:10.3791/53792 (2016).

View Video