Summary

マウス海馬にオリゴマーアミロイドベータの定位注入

Published: June 17, 2015
doi:

Summary

Here, we present a protocol for direct stereotaxic brain infusion of amyloid-beta. This methodology provides an alternative in vivo mouse model to address the short-term effects of amyloid-beta on brain neurons.

Abstract

アルツハイマー病は、高齢化に影響を与える神経変性疾患です。疾患の重要な神経病理学的特徴は、アミロイドβの過剰産生と罹患個体の脳領域におけるアミロイドβ斑の沈着です。年間を通して、科学者は、アミロイドベータ病理を複製しようとする多数のアルツハイマー病のマウスモデルを生成しました。残念ながら、マウスモデルは、選択的に、疾患の特徴を模倣します。神経細胞死、アルツハイマー病患者の脳における顕著な効果は、顕著に、これらのマウスに欠けています。ニューロンに最も毒性であることが証明されているアミロイドβの形 – – 定位脳へしたがって、私たちと他の人が直接アミロイドβの可溶性オリゴマー種を注入する方法を採用しています。このレポートでは、選択脳領域におけるアミロイドベータレベルを増加させるこの手術法を文書化するために雄のC57BL / 6Jマウスを利用しています。ザ注入ターゲットは、コリン作動性回路によって接続されている前脳基底部と一緒に、この脳の構造ため、海馬の歯状回である疾患における変性の領域のいずれかを表します。細胞死における同時増加とブロカの対角バンドの垂直肢におけるコリン作動性ニューロンの損失がある間定位注入を介して歯状回におけるアミロイドβの上昇の結果は、1週間以内に歯状回におけるニューロン損失の増加を明らかに前脳基底部の。これらの効果は、2週間まで観察されます。我々のデータは、現在のアミロイドβ注入モデルは、短期的に特定の領域のニューロン死に対処するための代替的なマウスモデルを提供することを示唆しています。このモデルの利点は、アミロイドベータが、空間的および時間的な方法で上昇させることができるということです。

Introduction

アミロイドβ(Aβ1-42)で構成されているアミロイド斑沈着は、アルツハイマー病(AD)の病理の重要な特徴です。多くの研究は、組換えオリゴマーAβ1-42の高いまたは毒性レベルが神経細胞死、シナプスジストロフィー、損失および機能障害を誘発することが示されています。ならびに学習および記憶の欠損1-4。影響を受けた脳領域は、海馬、皮質、及び前脳基底核と扁桃体の5,6のような皮質下構造を含みます。これまで、ADのAβ1-42病状をシミュレートしようとする多数のトランスジェニックマウスモデルが存在します。歪みに応じてこれらの動物は、ADの病理学的特徴の選択を検討するのに有用であることが判明しています。残念ながら、2トランスジェニックライン、APP23および5XFADを除いて、これらのマウスは完全にニューロン損失、ADの重要な側面を複製することはありません。でもAPP23と5XFAD、神経細胞死のobserで観察された神経細胞の損失でVEDは、微妙な年齢依存し、いくつかの選択領域7,8に単離しました。

野生型マウスの脳へのオリゴマーAβ1-42の直接注入はamyloidopathy 1,9,10の神経細胞死の側面を複製インビボモデルに優れたを提供します。一般的に利用するトランスジェニックマウスモデルとは異なり、オリゴマーAβ1-42注入モデルは、急性空間的、時間的な方法でAβ1-42のレベルを上昇させるのに最適です。このモデルのために、野生型マウスを使用する利点は、トランスジェニックマウスの系統に導入された変異の潜在的な補償または副作用がなくなります。過去の研究では、海馬に、Aβ1-42の毒性レベルを注入すると、1週間以内に1注射部位の近傍で神経細胞死を誘発することが示されています。また、Aβ1-42は、コリン作動性ニューロン11前脳基底部に毒性の観察と一致していること海馬に突出コリン作動性ニューロン(BFCN)集団は、効果的に脳内の孤立した神経回路の検査を可能にする、マウスにおけるβアミロイド注入1,10以下の7〜14日以内に20〜50%に減少します。大部分の制御/車両とオリゴマーAβ1-42溶液のための海馬12の歯状回に同側BFCNプロジェクトので比較は左右の半球1の間で行うことを可能にする脳のいずれかの側に注入することができます。

この報告では、成人の野生型C57BL / 6Jマウスの詳細な外科的および注射の方法論を提供します。このマウス株があるため、研究での広範な使用を選択されています。技術的には、いずれかの脳の領域は、しかし、ここで私たちは技術を説明するために、ターゲットとして、海馬の歯状回を使用し、注入のために標的とすることができます。

Protocol

注:すべての動物実験では、実験動物の管理と使用のための制度や国のガイドラインに従いました。 1.外科手術器具およびソリューションの準備すべてのステンレス鋼の外科手術用器具をオートクレーブ。 無菌の分子等級脱イオン蒸留水で200プルーフ無水エタノールを希釈することにより、70%エタノールを調製します。 ハミルトンシリンジに29 G?…

Representative Results

ヒト組換えオリゴマーAβ1-42の調製本発明の方法は、モノマー、ダイマー、トリマー、およびテトラマー( 図1A)からなる可溶性オリゴマー種をもたらします。これらの低分子量のAβ1-42の種ではなく、原線維およびプラークは、ニューロン1,4,9,17-19に最も毒性であることが、多数の設定で示されています。オリゴマーAβ1-42は、マウスの脳内の神経?…

Discussion

成功したAβ1-42注入を達成するために、実験者または外科医は、必要があります:1)無菌技術を使用します。 2)正しく、正確な座標を持つ対象の脳領域を特定します。 3)適切にAPとML軸に水平に脳と定位フレームにマウスを確保することができます。 4)精度のマイクロマニピュレーターを操作する能力を有します。 5)適切な術後ケアを確保します。これらの重要なステップに従っ…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品は、神経疾患や脳卒中の助成金(CMT)にNS081333の国立研究所によってサポートされていました、アルツハイマー病協会の助成金NIRG-10から171721と国立精神衛生研究所(UHに)MH096702を付与し、高齢化資金によるアルツハイマー病研究に関する国立研究所(YYJとJBに)コロンビア大学パイロットグラントAG008702でセンター。

Materials

Ketamine HCl (100mg/ml) Henry Schein Medical 1049007 100 mg ketamine per 1 kg animal
Xylazine (20mg/ml) Henry Schein Medical not available 10 mg xylazine per 1 kg animal
Buprenex (0.3mg/ml) Henry Schein Medical 1217793 0.1 mg buprenex per 1 kg animal
1-42 David Teplow/UCLA not available 100 μM; This amyloid was used in the paper
1-42 Bachem H-1368 Can be used in place of amyloid from the Teplow lab
1-42 American Peptide 62-0-80B Can be used in place of amyloid from the Teplow lab
Scrambled Aβ1-42 American Peptide 62-0-46B Can be used as control peptide for comparing Aβ1-42
NU4 Antibody (Oligomeric Amyloid Antibody) Gift from William Klein/Northwestern U. not available 1:2000 dilution
Anti-Amyloid Oligomeric Antibody  (Polyclonal Rabbit) EMD Millipore AB9234 May be used in place of Nu4; needs to  be tested by the end user
6E10 Antibody (Monoclonal Mouse) (Amyloid Antibody) Biolegend sig-39320 1:1000 dilution
ChAT Antibody (Polyclonal Goat) Millipore AB144P 1:100 dilution
DeadEnd Fluorometric TUNEL system Promega G3250 Follow manufacturer's directions for use
Prolong Gold Antifade Reagent with DAPI Invitrogen P36935 Use when coverslipping slides
Fluorogold Fluorochrome, LLC not available 2% solution
Absolute Ethanol (200 proof) Fisher Scientific BP2818-4 For making 70% ethanol for sanitizing and disinfecting
Novex 10-20% Tricine gel Life Technologies EC6625BOX For separating Aβ1-42
Novex Tricine SDS Running Buffer (10X) Life Technologies LC1675 For running 10-20% Tricine gels
Novex Tris-Glycine Transfer Buffer (25X) Life Technologies LC3675 For transferring 10-20% Tricine gels
SuperSignal Western Blot Enhancer Thermo Scientific 46640 For enhancing Aβ1-42 signal; follow manufacturer's protocol
Protran BA79 Nitrocellulose Blotting Membrane, 0.1 μm GE Healthcare Life Sciences 10402088 For transferring 10-20% Tricine gels
Xcell SureLock Mini-Cell Life Technologies EI0001 Electrophoresis aparatus for running 10-20% Tricine gels
GenTeal Lubricant Eye Gel Novartis not available For keeping the mouse eyes moist during surgery; can be found in local pharmacy stores
Refresh Optive Lubricant Eye Drops Allergan not available For keeping the mouse eyes moist during surgery; can be found in local pharmacy stores; Can be used in place of GenTeal
Betadine Stoelting 50998 For sanitizing and disinfecting
Round/Tapered Spatula  VWR 82027-490 For opening animal mouth
Bulldog Serrefines Clamps (Jaw Dims. 9X1.6mm; Length 28mm) Fine Science Tools 18050-28 Optional; For keeping scalp skin apart during injection
Straight Fine Scissors (Cutting edge 25mm; Length 11.5cm) Fine Science Tools 14060-11 For cutting scalp
#3 Scalpel Handle Fine Science Tools 10003-12
#11 Surgical Blade Fine Science Tools 10011-00 For making scalp incision
Student Standard Pattern Forcep (Tip Dims. 2.5×1.5mm; Length 11.5cm) Fine Science Tools 91100-12 For holding scalp closed during suturing
Trimmer Combo Kit Kent Scientific CL9990-1201 For shaving hair
T/Pump Warm Water Recirculator  Kent Scientific  TP-700 For warming animal during surgery
Resusable Warmining Pad (5" x 10") Kent Scientific  TPZ-0510FEA For attaching it to the T/Pump warm water recirculator to warm the animal during surgery
Cordless Micro Drill Stoelting 58610 Use 0.8mm steel burrs to drill holes in the skull
Lab Standard Stereotaxic Instrument with Mouse & Neonatal Rat Adaptor Stoelting 51615
Just for Mouse Stereotaxic Instrument Stoelting 51730 Can use this in place of Stoelting Cat. #51615
Quintessential Stereotaxic Injector Stoelting 53311
Dry Glass Bead Sterilizer Stoelting 50287 For sterilizing stainless steel instruments
Sterile Surgical Drape (18" x 26") Stoelting 50981
Hamilton Syringe 50 ml, Model 705 RN SYR, NDL Hamilton Company 7637-01 For brain injection; use different syringes for different solutions
29 Gauge Needle, Small Hub RN NDL Hamilton Company 7803-06 For attaching to the Hamilton syringe for brain injection
1 ml BD Tuberculin Syringes VWR BD309659 For administering anesthesia and saline
30 Gauge Needle (0.5") VWR BD305106 For administering anesthesia and saline
Portable Electronic CS Series Scale (Ohaus) VWR 65500-202 For weighing animals to determine anesthesia dose
Hot plate (Top Plate Dims. 7.25×7.25in) VWR 47751-148 For warming animals post-surgery
Sofsilk Silk Suture C-1 Cutting 3/8, 12 mm Covidien S1173 For closing wound
Vetbond Tissue Adhesive (3M) Santa Cruz Biotechnology sc-361931 Optional: for aiding in wound closure; Use with suture.
Cotton-Tipped Wooden-Shaft Sterile Applicators Fisher scientific 22-029-488 For cleaning and drying surgical wound
Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides Fisher Scientific  12-550-15 For collecting brain sections
VWR Micro Cover Glass 24 X 50 mm VWR 48393241 For mounting microscope slides
Thermo Scientific Nalgene Syringe Filter 0.2 μm Fisher Scientific 194-2520 For sterilizing saline solution
Sterile dual tip skin markers by Viscot Medical Medline VIS1422SRL91 For marking coordinates on the skull

Referências

  1. Baleriola, J., et al. Axonally Synthesized ATF4 Transmits a Neurodegenerative Signal across Brain Regions. Cell. 158 (5), 1159-1172 (2014).
  2. Haass, C., Selkoe, D. J. Soluble protein oligomers in neurodegeneration: lessons from the Alzheimer’s amyloid beta-peptide. Nature reviews. Molecular cell biology. 8 (2), 101-112 (2007).
  3. Knowles, J. K., et al. The p75 neurotrophin receptor promotes amyloid-beta(1-42)-induced neuritic dystrophy in vitro and in vivo. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29 (34), 10627-10637 (2009).
  4. Troy, C. M., et al. beta-Amyloid-induced neuronal apoptosis requires c-Jun N-terminal kinase activation. Journal of neurochemistry. 77 (1), 157-164 (2001).
  5. Crews, L., Rockenstein, E., Masliah, E. APP transgenic modeling of Alzheimer’s disease: mechanisms of neurodegeneration and aberrant neurogenesis. Brain structure & function. 214 (2-3), 111-126 (2010).
  6. Gotz, J., Ittner, L. M. Animal models of Alzheimer’s disease and frontotemporal dementia. Nature reviews. Neuroscience. 9 (7), 532-544 (2008).
  7. Calhoun, M. E., et al. Neuron loss in APP transgenic mice. Nature. 395 (6704), 755-756 (1998).
  8. Oakley, H., et al. Intraneuronal beta-amyloid aggregates, neurodegeneration, and neuron loss in transgenic mice with five familial Alzheimer’s disease mutations: potential factors in amyloid plaque formation. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 26 (40), 10129-10140 (2006).
  9. Jean, Y. Y., et al. Caspase-2 is essential for c-Jun transcriptional activation and Bim induction in neuron death. The Biochemical journal. 455 (1), 15-25 (2013).
  10. Sotthibundhu, A., et al. Beta-amyloid(1-42) induces neuronal death through the p75 neurotrophin receptor. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28 (15), 3941-3946 (2008).
  11. Kar, S., Quirion, R. Amyloid beta peptides and central cholinergic neurons: functional interrelationship and relevance to Alzheimer’s disease pathology. Progress in brain research. 145, 261-274 (2004).
  12. Leranth, C., Frotscher, M. Organization of the septal region in the rat brain: cholinergic-GABAergic interconnections and the termination of hippocampo-septal fibers. The Journal of comparative neurology. 289 (2), 304-314 (1989).
  13. Fa, M., et al. Preparation of oligomeric beta-amyloid 1-42 and induction of synaptic plasticity impairment on hippocampal slices. Journal of visualized experiments : JoVE. (41), (2010).
  14. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. . The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2001).
  15. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of visualized experiments : JoVE. (65), (2012).
  16. Currle, D. S., Monuki, E. S. Flash freezing and cryosectioning E12.5 mouse brain. Journal of visualized experiments : JoVE. (4), (2007).
  17. Jin, M., et al. Soluble amyloid beta-protein dimers isolated from Alzheimer cortex directly induce Tau hyperphosphorylation and neuritic degeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (14), 5819-5824 (2011).
  18. Lambert, M. P., et al. Diffusible, nonfibrillar ligands derived from Abeta1-42 are potent central nervous system neurotoxins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (11), 6448-6453 (1998).
  19. Masters, C. L., Selkoe, D. J. Biochemistry of amyloid beta-protein and amyloid deposits in Alzheimer disease. Cold Spring Harbor perspectives in medicine. 2 (6), a006262 (2012).
  20. Chakrabarti, M., et al. Estrogen receptor agonists for attenuation of neuroinflammation and neurodegeneration. Brain research bulletin. 109C, 22-31 (2014).
  21. Cirrito, J. R., et al. In vivo assessment of brain interstitial fluid with microdialysis reveals plaque-associated changes in amyloid-beta metabolism and half-life. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 23 (26), 8844-8853 (2003).
  22. Puzzo, D., et al. Picomolar amyloid-beta positively modulates synaptic plasticity and memory in hippocampus. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 28 (53), 14537-14545 (2008).
  23. Puzzo, D., et al. Endogenous amyloid-beta is necessary for hippocampal synaptic plasticity and memory. Annals of. 69 (5), 819-830 (2011).
  24. Akpan, N., et al. Intranasal delivery of caspase-9 inhibitor reduces caspase-6-dependent axon/neuron loss and improves neurological function after stroke. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 31 (24), 8894-8904 (2011).
  25. Fulmer, C. G., et al. Astrocyte-derived BDNF supports myelin protein synthesis after cuprizone-induced demyelination. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 34 (24), 8186-8196 (2014).
  26. Thakker-Varia, S., et al. The neuropeptide VGF is reduced in human bipolar postmortem brain and contributes to some of the behavioral and molecular effects of lithium. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 30 (28), 9368-9380 (2010).
  27. Greferath, U., et al. Enlarged cholinergic forebrain neurons and improved spatial learning in p75 knockout mice. The European journal of neuroscience. 12 (3), 885-893 (2000).
  28. Brashear, H. R., Zaborszky, L., Heimer, L. Distribution of GABAergic and cholinergic neurons in the rat diagonal band. Neurociência. 17 (2), 439-451 (1986).
  29. Clarke, D. J. Cholinergic innervation of the rat dentate gyrus: an immunocytochemical and electron microscopical study. Brain research. 360 (1-2), 349-354 (1985).
  30. Garcia-Osta, A., Alberini, C. M. Amyloid beta mediates memory formation. Learning & memory. 16 (4), 267-272 (2009).

Play Video

Citar este artigo
Jean, Y. Y., Baleriola, J., Fà, M., Hengst, U., Troy, C. M. Stereotaxic Infusion of Oligomeric Amyloid-beta into the Mouse Hippocampus. J. Vis. Exp. (100), e52805, doi:10.3791/52805 (2015).

View Video