Summary

Optogenetic Стимуляция слухового нерва

Published: October 08, 2014
doi:

Summary

Кохлеарных имплантов (ДИ) позволяют слышать прямым электрической стимуляции слухового нерва. Однако плохое частоты и разрешения, интенсивность ограничивает качество слуха с СНГ. Здесь мы опишем optogenetic стимуляции слухового нерва у мышей в качестве альтернативной стратегии для слухового исследований и разработке будущих ДИ.

Abstract

Прямая электрическая стимуляция спиральных ганглиев (SGNs) по кохлеарных имплантов (CIS) позволяет открытый понимания речи в большинстве имплантированных глухих субъектов 1- 6. Тем не менее, звук кодирование с текущими СНГ плохое разрешение и частоту интенсивности вследствие широкого распространения тока от каждого электрода контакт активирующего большое количество SGNs вдоль оси tonotopic улитки 7- 9. Оптический стимуляции предлагается в качестве альтернативы электрической стимуляцией, что обещает более ограниченном пространстве активацию SGNs и, следовательно, более высоким разрешением по частоте кодирования. В последние годы, прямой инфракрасной подсветки улитки был использован, чтобы вызвать реакцию в слухового нерва 10. Тем не менее она требует более высоких энергий, чем электрическая стимуляция 10,11 и остается неопределенность в отношении базового механизма 12. Здесь мы опишем метод, основанный на optogenetics стимулировать SGNsс низкой интенсивности синего света, используя трансгенных мышей с нейронной выражения channelrhodopsin 2 (ChR2) 13 или вируса-опосредованной экспрессии ChR2-вариант поймать 14. Мы использовали микро-светоизлучающие диоды (μLEDs) и волоконно-связанных лазеров для стимулирования ChR2-выражающие SGNs через небольшой искусственного отверстия (cochleostomy) или круглого окна. Мы анализировали ответов на волосистой части головы записями легких вызванные потенциалы (optogenetic слуховые реагирования ствола мозга: oABR) или микроэлектродов записей от слухового пути и сравнили их с акустической и электрической стимуляции.

Introduction

По данным Всемирной организации здравоохранения, 360 миллионов человек во всем мире страдают от потери слуха. В глухих субъектов, прямое электрическая стимуляция SGNs цис обеспечить открытый понимания речи в большинстве из них 1,2,4,5. Даже при том, ДИ были имплантированы в более чем 200 тысяч людей, поэтому является наиболее успешным neuroprosthesis, звук кодирования обусловлен текущими кохлеарных имплантов ограничено. ДИ на основе электрической стимуляцией с помощью определенного количества электродов, где каждый из них активирует tonotopic область слухового нерва, таким образом, минуя дисфункциональное сенсорную орган Корти в улитке. Нормальный слух слушатели могут дискриминировать более 2000 частот, однако сегодняшние ДИ использовать только до 12-22 частотных каналов 4. Это связано с широко распространенной тока от каждого стимулирующего электрода 7,9, активируя большое количество SGNs, которые представляют собой множество различных звуковых частот 8,15. Этоограничение может быть улучшена с помощью многополярного стимуляцию, но за счет более высокое энергопотребление 16,17. Их выход динамический диапазон для интенсивности звука также ограничен, как правило, ниже 6-20 дБ 4,18. По этим причинам, улучшения частоты и разрешения, интенсивность являются важными задачами для повышения производительности CI для улучшения распознавания речи в шумной обстановке, стихосложения понимания и восприятия музыки.

Другой вариант, чтобы стимулировать слуховой нерв является оптический стимуляция. Свет может быть легко направлены в целевой небольшое население SGN, обещает более пространственного ограничения, повышение разрешающей способности по частоте, а также расширение динамического диапазона, в результате чего более высоким разрешением интенсивности. Действительно, кохлеарная стимуляция инфракрасного света показал отличную частотное разрешение на животных моделях 10,11,19. Одним из недостатков этого вида стимуляции является то, что он требует более высоких энергий, чем электрической стимуляцией <suр> 10,11. Кроме того, опасения по поводу способности метода напрямую стимулировать слуховые нейроны были подняты 12,20.

В качестве альтернативы инфракрасной стимуляции, мы используем optogenetics оказывать SGNs чувствительна к свету. Optogenetics является новым подходом, который сочетает в себе генетические и оптические методы неинвазивного и специально контрольными клетками с высоким временным точностью (отзывы 21- 23). В настоящее время наиболее часто используется модальность использует выражение микробного channelrhodopsin 2 (ChR2) гена Chlamydomonas reinhardtii и их варианты, кодирующую легкую закрытого катионов канал 24. ChR2 является 7-трансмембранный-спираль белок, который, когда трансдуцированных в нейроны и активируется синим светом, выступает в качестве неселективного канал катион, таким образом, деполяризации клеток 24- 27. ChR2 был хорошо охарактеризован 24,28- 31 и многие варианты были разработаны, чтобы изменить ACTIOн спектр, стробирующие свойства и проницаемость 32,33. Целью нашей работы является установление кохлеарного optogenetics для активации слухового пути. Отметим, что optogenetic подход к стимулируют слуховой нерв требуется генетическую манипуляцию спирального ганглия для выражения channelrhodopsin. Работа с мышами и крысами позволяет использовать доступные трансгенных животных 13,34,35, которые обеспечивают экспрессию channelrhodopsin с небольшой изменчивостью вдоль оси tonotopic и через 36 животных. Сочетание условных аллелей 37 с соответствующими CRE-строк предусматривает выражения клеточно-специфической. Перенос гена в спирального ганглия других животных требует использования вируса, таких как адено-ассоциированный вирус, который является стандартным подходом в optogenetics 38, и что мы показали свою эффективность в мышей 36. Генетические манипуляции и выражение трансгенов, кодирующих чужеродные протеины несут риски для побочных эффектов, таких как IMMUпе ответы и / или распространение, угрозу состояние или даже смерть генетически модифицированных клеток. Для этой демонстрации мы используем трансгенных мышей, экспрессирующих ChR2 в спиральных нейронов ганглиев под Thy-1 промотора 13 оптически стимулировать слуховые пути. Отметим, что другие варианты channelrhodopsin могут быть использованы с той же целью, как мы показали, используя вирус-опосредованной передаче варианта поймать 14 в SGNs 39.

В то время как кохлеарная optogenetics требуется генетические манипуляции, он предлагает молекулярную настройки для оптимизации стимуляции SGN и обещания улучшить частоту и разрешение интенсивности по сравнению с электрической стимуляции. Optogenetic стимуляция слухового пути очень важен для слуха исследования. Например, он обещает успехи в изучении деятельности зависит от уточнения tonotopy в процессе разработки, в анализе потребности в спектральной интеграции в звуковой localizatионов и от степени взаимодействия частотно-специфических афферентных проекций в центральной слуховой системы.

Protocol

Все эксперименты, представленные в этой работе были проведены с этическими стандартами, определенными законодательством Германии для защиты подопытных животных. Университет Геттингена доска для благополучия животных и благополучия животных офис земли Нижняя Саксония утвердил эксп…

Representative Results

Оптимальный cochleostomy имеет решающее значение и повышает вероятность успешного эксперимента. Это означает, что окно является регулярным, небольшой, и нет травмы внутренних кохлеарных структур. Например, кровотечение указывает повреждение сосудистой полоски. Хорошим пример?…

Discussion

Описанные эксперименты демонстрируют optogenetic стимуляцию SGNs, и может, в принципе, также могут быть использованы, чтобы стимулировать внутреннюю и / или наружных волосковых клеток, при условии, что выражение опсинов. Эти эксперименты требуют большого терпения и заботы. Как упоминалось ран…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана Федеральным министерством образования и научных исследований (Бернштейн Фокус для нейротехнологиям предоставить 01GQ0810, Т. Мозер, и MED-EL Германия); Немецкий исследовательский фонд через Центр наноразмерных микроскопии и молекулярной физиологии мозга (FZT 103, Т. Мозер) и через SFB889, Н. Strenzke и Т. Мозер).

Materials

Urethane Sigma Aldrich U2500-100G Anesthetic
Xylazine HCl RXV Sedative and analgesic
Buprenorphine Reckitt Benckiser Analgesic
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11251-10 It is used to hold hard tissue, e.g. bone or materials. Never use them to hold soft delicated tissue 
Dumont #5 – Fine Forceps Fine Science Tools 11254-20 Only to be used to hold soft tissue
Fine Scissors – Sharp Fine Science Tools 14060-09 To open the skin and help with the muscle dissection
Lempert Rongeurs  Fine Science Tools 16004-16 They are very useful to easily remove the bone from the bulla
473-nm laser  Changchun New Industries MLL-III473 100 mW solid state 473 nm laser
Laser driver  Changchun New Industries DPSSL MLL 100 mW TTL operated laser driver
250 µm optical fiber Any comercial ; e.g. Thorlabs M42L05
Acousto-optical modulator Crystal Technology, Inc. PCAOM VIS Control the amount of light coupled into the fiber from the laser
Controller for Acousto-optical modulator Crystal Technology, Inc. 160T1-8SAR-24-0.8 Control the acousto-optic modulator
Solo2 laser power & energy meter Gentec-EO Used to measure light intensity of the LED and the fiber coupled laser
Blue µLED Cree C470UT200 It is necessary to build several μLED devices because easily get damaged or the isolation is not good enough
TDT System  Tucker-Davis Technologies RZ6-A-P1 It can be used any system for stimulus generation  presentation and data acquisition
Single-shank, 16-channel silicon probe Neuronexus a1x16-5mm-100-177-CM16LP  These are fragile devises, must be handled carefully and cleaned after use
Omnidrill World Precision Instruments 503598 Perform craniotomy for IC recordings and reference screw implantation
Micro Drill Steel Burrs any commercial; e.g. Fine Science Tools 19007-07
Self tapping bone screw any commercial; e.g. Fine Science Tools 19010-10 Reference screw
Micromanipulator any commercial; e.g. Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 axis Positioning of recording probe

Referências

  1. Rubinstein, J. T. Paediatric cochlear implantation: prosthetic hearing and language development. Lancet. 360 (9331), 483-485 (2002).
  2. Middlebrooks, J. C., Bierer, J. A., Snyder, R. L. Cochlear implants: the view from the brain. Current opinion in neurobiology. 15 (4), 488-493 (2005).
  3. Clark, G. M. The multiple-channel cochlear implant: the interface between sound and the central nervous system for hearing, speech, and language in deaf people-a personal perspective. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 361 (1469), 791-810 (2006).
  4. Zeng, F. G., Rebscher, S., Harrison, W., Sun, X., Feng, H. Cochlear implants: system design, integration, and evaluation. IEEE reviews in biomedical engineering. 1, 115-142 (2008).
  5. Wilson, B. S., Dorman, M. F. Cochlear implants: a remarkable past and a brilliant future. Hearing research. 242 (1-2), 3-21 (2008).
  6. Moore, D. R., Shannon, R. V. Beyond cochlear implants: awakening the deafened brain. Nature neuroscience. 12 (6), 686-691 (2009).
  7. Shannon, R. V. Multichannel electrical stimulation of the auditory nerve in man. II. Channel interaction. Hearing research. 12 (1), 1-16 (1983).
  8. Fishman, K. E., Shannon, R. V., Slattery, W. H. Speech recognition as a function of the number of electrodes used in the SPEAK cochlear implant speech processor. Journal of speech, language, and hearing research: JSLHR. 40 (5), 1201-1215 (1997).
  9. Kral, A., Hartmann, R., Mortazavi, D., Klinke, R. Spatial resolution of cochlear implants: the electrical field and excitation of auditory afferents. Hearing research. 121 (1-2), 11-28 (1998).
  10. Izzo, A. D., Suh, E., Pathria, J., Walsh, J. T., Whitlon, D. S., Richter, C. P. Selectivity of neural stimulation in the auditory system: a comparison of optic and electric stimuli. Journal of biomedical. 12 (2), 021008 (2007).
  11. Richter, C. P., Rajguru, S. M., et al. Spread of cochlear excitation during stimulation with pulsed infrared radiation: inferior colliculus measurements. Journal of neural engineering. 8 (5), 056006 (2011).
  12. Teudt, I. U., Maier, H., Richter, C. P., Kral, A. Acoustic events and “optophonic” cochlear responses induced by pulsed near-infrared laser. IEEE transactions on bio-medical engineering. 58 (6), 1648-1655 (2011).
  13. Wang, H., et al. High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (19), 8143-8148 (2007).
  14. Kleinlogel, S., Feldbauer, K., et al. Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh. Nature neuroscience. 14 (4), 513-518 (2011).
  15. Friesen, L. M., Shannon, R. V., Baskent, D., Wang, X. Speech recognition in noise as a function of the number of spectral channels: comparison of acoustic hearing and cochlear implants. The Journal of the Acoustical Society of America. 110 (2), 1150-1163 (2001).
  16. Donaldson, G. S., Kreft, H. A., Litvak, L. Place-pitch discrimination of single- versus dual-electrode stimuli by cochlear implant users (L). The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (2), 623-626 (2005).
  17. Srinivasan, A. G., Shannon, R. V., Landsberger, D. M. Improving virtual channel discrimination in a multi-channel context. Hearing research. 286 (1-2), 19-29 (2012).
  18. Zeng, F. G., et al. Speech dynamic range and its effect on cochlear implant performance. The Journal of the Acoustical Society of America. 111 (1 Pt 1), 377-386 (2002).
  19. Matic, A. I., Walsh, J. T., Richter, C. P. Spatial extent of cochlear infrared neural stimulation determined by tone-on-light masking. Journal of biomedical. 16 (11), 118002 (2011).
  20. Verma, R., Guex, A. A., et al. Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus. Hearing research. 310, 69-75 (2014).
  21. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual review of neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  22. Hegemann, P., Nagel, G. From channelrhodopsins to optogenetics. EMBO molecular medicine. 5 (2), 173-176 (2013).
  23. Packer, A. M., Roska, B., Häusser, M. Targeting neurons and photons for optogenetics. Nature neuroscience. 16 (7), 805-815 (2013).
  24. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  25. Nagel, G., Szellas, T., Kateriya, S., Adeishvili, N., Hegemann, P., Bamberg, E. Channelrhodopsins: directly light-gated cation channels. Biochemical Society transactions. 33 (Pt 4), 863-866 (2005).
  26. Nagel, G., Brauner, M., Liewald, J. F., Adeishvili, N., Bamberg, E., Gottschalk, A. Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses. Current biology: CB. 15 (24), 2279-2284 (2005).
  27. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  28. Bamann, C., Kirsch, T., Nagel, G., Bamberg, E. Spectral characteristics of the photocycle of channelrhodopsin-2 and its implication for channel function. Journal of molecular biology. 375 (3), 686-694 (2008).
  29. Ritter, E., Stehfest, K., Berndt, A., Hegemann, P., Bartl, F. J. Monitoring light-induced structural changes of Channelrhodopsin-2 by UV-visible and Fourier transform infrared spectroscopy. The Journal of biological chemistry. 283 (50), 35033-35041 (2008).
  30. Berndt, A., Prigge, M., Gradmann, D., Hegemann, P. Two open states with progressive proton selectivities in the branched channelrhodopsin-2 photocycle. Biophysical journal. 98 (5), 753-761 (2010).
  31. Kato, H. E., et al. Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel. Nature. 482 (7385), 369-374 (2012).
  32. Hegemann, P., Möglich, A. Channelrhodopsin engineering and exploration of new optogenetic tools. Nature methods. 8 (1), 39-42 (2011).
  33. Mattis, J., Tye, K. M., et al. Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins. Nature methods. 9 (2), 159-172 (2012).
  34. Arenkiel, B. R., Peca, J., et al. In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Transgenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  35. Tomita, H., Sugano, E., et al. Visual Properties of Transgenic Rats Harboring the Channelrhodopsin-2 Gene Regulated by the Thy-1.2 Promoter. PLoS ONE. 4 (11), e7679 (2009).
  36. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  37. Madisen, L., Mao, T., et al. A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing. Nature Neuroscience. 15 (5), 793-802 (2012).
  38. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  39. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  40. Gunaydin, L. A., Yizhar, O., Berndt, A., Sohal, V. S., Deisseroth, K., Hegemann, P. Ultrafast optogenetic control. Nature neuroscience. 13 (3), 387-392 (2010).
  41. Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).

Play Video

Citar este artigo
Hernandez, V. H., Gehrt, A., Jing, Z., Hoch, G., Jeschke, M., Strenzke, N., Moser, T. Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve. J. Vis. Exp. (92), e52069, doi:10.3791/52069 (2014).

View Video