Summary

Optogenetic Stimulering av hørselsnerven

Published: October 08, 2014
doi:

Summary

Cochleaimplantat (CI) mulig høre ved direkte elektrisk stimulering av hørselsnerven. Men dårlig frekvens og intensitet oppløsning begrenser kvaliteten på høring med CIS. Her beskriver vi optogenetic stimulering av hørselsnerven i mus som en alternativ strategi for auditiv forskning og utvikle fremtidige CIS.

Abstract

Direkte elektrisk stimulering av spiral ganglion nevroner (SGNs) av cochleaimplantat (CIS) gjør det mulig åpen tale forståelse i de fleste implanterte døve fag 1- seks. Ikke desto mindre lyd koding med gjeldende CI'er har dårlig frekvens og intensitet oppløsning på grunn av bred strøm spredning fra hver elektrodekontakt aktivere et stort antall SGNs langs tonotopic aksen av cochlea 7- 9. Optisk stimulering er foreslått som et alternativ til elektrisk stimulering som løfter romlig mer begrenset aktivering av SGNs og dermed høyere frekvens oppløsning av koding. I de senere årene har direkte infrarød belysning av cochlea blitt brukt til å fremkalle reaksjoner i hørselsnerven 10. Likevel det krever høyere energier enn elektrisk stimulering 10,11 og det er fortsatt usikkerhet om den underliggende mekanismen 12. Her beskriver vi en metode basert på optogenetics å stimulere SGNsmed lav intensitet blått lys, ved hjelp av transgene mus med nevronale uttrykk for channelrhodopsin 2 (ChR2) 13 eller virus-mediert uttrykk for ChR2-variant Catch 14. Vi brukte micro-light emitting diodes (μLEDs) og fiber kombinert lasere for å stimulere ChR2-uttrykke SGNs gjennom en liten kunstig åpning (cochleostomy) eller det runde vinduet. Vi analysert svarene ved hodebunnen opptak av lys-fremkalt respons (optogenetic auditive hjernestammen respons: oABR) eller ved microelectrode opptak fra hørselsbanen og sammenlignet dem med akustisk og elektrisk stimulering.

Introduction

Ifølge Verdens helseorganisasjon, 360 millioner mennesker verden over lider av hørselstap. I døve fag, direkte elektrisk stimulering av SGNs fra IT aktivere åpen tale forståelse i de fleste av dem 1,2,4,5. Selv om CI'er har blitt implantert i mer enn 200.000 mennesker, derfor er det mest vellykkede neuroprosthesis, lyd koding drevet av dagens cochleaimplantat er begrenset. SUS er basert på elektrisk stimulering av et visst antall elektroder hvor hver enkelt aktiverer en tonotopic regionen i hørselsnerven og dermed omgå dysfunksjonell sensoriske organ Corti i sneglehuset. Normal hørsel lyttere kan diskriminere mer enn 2000 frekvenser, men dagens CI'er bruker bare opp til 12-22 frekvenskanaler fire. Dette er på grunn av utstrakt strømgjennomgang fra hver stimulerende elektrode 7,9, aktivere et stort antall SGNs som representerer mange forskjellige lydfrekvenser 8,15. DetteBegrensningen kan forbedres ved hjelp av multipolar stimulering, men på bekostning av høyere strømforbruk 16,17. Deres produksjon dynamisk område for lyd intensitet er også begrenset, vanligvis under 6-20 dB 4,18. For disse grunner, bedre frekvens og intensitet oppløsning er viktige mål for å øke CI ytelse for å bøte talegjenkjenning i støyende omgivelser, prosodi forståelse og musikk persepsjon.

Et annet alternativ for å stimulere hørselsnerven er optisk stimulering. Lys kan være beleilig fokusert for å målrette en liten SGN befolkning, lovende bedre romlig innesperring, økende frekvens oppløsning og også utvide dynamisk område, noe som resulterer i en bedre intensitet oppløsning. Faktisk har cochlea stimulering med infrarødt lys vist utmerket frekvensoppløsning i dyremodeller 10,11,19. En ulempe ved denne type stimulering er at den krever høyere energier enn elektrisk stimulering <sup> 10,11. Videre har bekymringer om muligheten av metoden stimulere direkte auditive nevroner blitt reist 12,20.

Som et alternativ til infrarød stimulering, ansetter vi optogenetics å gjengi SGNs lys sensitive. Optogenetics er en ny tilnærming som kombinerer genetiske og optiske teknikker til ikke-invasiv og spesielt kontrollere celler med høy tidsmessig presisjon (anmeldelser 21- 23). Den for tiden mest brukte modalitet anvender uttrykket av den mikrobielle channelrhodopsin 2 (ChR2) genet av Chlamydomonas reinhardtii og varianter derav, som koder for et lys-gated kation kanalen 24. ChR2 er en syv-transmembran-helix protein som, når det omformet til neuroner og aktiveres av blått lys, virker som ikke-selektivt kation-kanal, og dermed depolariserende cellene 24- 27. ChR2 har blitt godt karakterisert 24,28- 31 og mange varianter er blitt utviklet for å modifisere Action spekteret, gating og permeabilitet egenskaper 32,33. Målet med vårt arbeid er å etablere cochlea optogenetics for aktivering av hørselsbanen. Vi merker oss at den optogenetic tilnærming for å stimulere hørselsnerven krever genetisk manipulering av spiral ganglion for uttrykket av channelrhodopsin. Arbeide med mus og rotter tillater bruk av tilgjengelige transgene dyr 13,34,35, som gir uttrykk for channelrhodopsin med liten variasjon langs tonotopic akse og på tvers av 36 dyr. Kombinere betingede alleler 37 med passende Cre-linjer gir for celle-spesifikke uttrykk. Genoverføring inn i spiral ganglion av andre dyr krever bruk av virus som adenoassosiert virus som er en standard tilnærming i optogenetics 38 og at vi viste seg å fungere godt i mus 36. Genetisk manipulering og uttrykk av transgener som koder fremmede proteiner bjørn risiko for bivirkninger som immungne svar og / eller spredning, kompromittert tilstand eller død av genetisk manipulerte celler. For hensikten med denne demonstrasjonen bruker vi transgene mus som uttrykker ChR2 i spiral ganglion nevroner under Thy-en promotor 13 til optisk stimulere hørselsbanen. Vi merker oss at andre channelrhodopsin varianter kan brukes for samme formål som vi demonstrert ved hjelp av virus-mediert overføring av variant fange 14 inn SGNs 39.

Mens cochlea optogenetics krever genetisk manipulasjon, og tilbyr molekylær tuning for optimalisert SGN stimulering og løfter forbedret frekvens og intensitet oppløsning sammenlignet med elektrisk stimulering. Optogenetic stimulering av hørselsbanen er svært relevant for å høre forskning. For eksempel, lover den fremskritt i studier av aktiviteten-avhengige foredling av tonotopy under utvikling, i analysen av kravet for spektral integrering i lyd localization og av omfanget av samspillet mellom frekvensspesifikke afferente anslag i det sentrale auditive system.

Protocol

Alle eksperimenter som presenteres i dette arbeidet ble gjennomført med de etiske standarder definert av tysk lov for beskyttelse av forsøksdyr. Universitetet i Gött styret for dyrevelferd og dyrevelferd kontor i delstaten Niedersachsen godkjent forsøkene. 1. Utarbeidelse av μLED-stimulator For μLEDs, først forberede μLED-stimulator. Bruk blå lysdioder med 200 av 200 mikrometer aktiv overflate (μLED, se Materialer tabell). Lodde ledningene til μLED. Deretter k…

Representative Results

En optimal cochleostomy er kritisk og øker sannsynligheten for en vellykket eksperiment. Dette betyr at vinduet er regelmessige, små, og det er ingen skade i de indre cochlea strukturer. For eksempel indikerer blødning skade av stria vascularis. Et godt eksempel er presentert i figur 1B. Bruke ChR2-transgene mus, er ChR2 uttrykt i SGNs innenfor sneglehuset (figur 1C). Blått lys belysning, enten ved μLED eller laser, utløser stor …

Discussion

De beskrevne eksperimenter demonstrerer optogenetic stimulering av SGNs, og kan i prinsippet også brukes til å stimulere indre og / eller ytre hårcellene, forutsatt at ekspresjon av opsins. Disse eksperimentene krever mye tålmodighet og omsorg. Som nevnt før, de mest kritiske trinn er en god cochleostomy / runde vindu innsetting så vel som en passende posisjon og orientering av lyskilden.

Det er begrensninger med optogenetic stimulering når du bruker ChR2. I vårt tilfelle oABR amplit…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av den tyske føderale departementet for utdanning og forskning (Bernstein Fokus for Nevro gi 01GQ0810, til T. Moser, og MED-EL Tyskland); den tyske Research Foundation gjennom Senter for nanoskala Mikros og molekylær fysiologi av hjernen (FZT 103, T. Moser) og gjennom SFB889, til N. Strenzke og T. Moser).

Materials

Urethane Sigma Aldrich U2500-100G Anesthetic
Xylazine HCl RXV Sedative and analgesic
Buprenorphine Reckitt Benckiser Analgesic
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11251-10 It is used to hold hard tissue, e.g. bone or materials. Never use them to hold soft delicated tissue 
Dumont #5 – Fine Forceps Fine Science Tools 11254-20 Only to be used to hold soft tissue
Fine Scissors – Sharp Fine Science Tools 14060-09 To open the skin and help with the muscle dissection
Lempert Rongeurs  Fine Science Tools 16004-16 They are very useful to easily remove the bone from the bulla
473-nm laser  Changchun New Industries MLL-III473 100 mW solid state 473 nm laser
Laser driver  Changchun New Industries DPSSL MLL 100 mW TTL operated laser driver
250 µm optical fiber Any comercial ; e.g. Thorlabs M42L05
Acousto-optical modulator Crystal Technology, Inc. PCAOM VIS Control the amount of light coupled into the fiber from the laser
Controller for Acousto-optical modulator Crystal Technology, Inc. 160T1-8SAR-24-0.8 Control the acousto-optic modulator
Solo2 laser power & energy meter Gentec-EO Used to measure light intensity of the LED and the fiber coupled laser
Blue µLED Cree C470UT200 It is necessary to build several μLED devices because easily get damaged or the isolation is not good enough
TDT System  Tucker-Davis Technologies RZ6-A-P1 It can be used any system for stimulus generation  presentation and data acquisition
Single-shank, 16-channel silicon probe Neuronexus a1x16-5mm-100-177-CM16LP  These are fragile devises, must be handled carefully and cleaned after use
Omnidrill World Precision Instruments 503598 Perform craniotomy for IC recordings and reference screw implantation
Micro Drill Steel Burrs any commercial; e.g. Fine Science Tools 19007-07
Self tapping bone screw any commercial; e.g. Fine Science Tools 19010-10 Reference screw
Micromanipulator any commercial; e.g. Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 axis Positioning of recording probe

Referências

  1. Rubinstein, J. T. Paediatric cochlear implantation: prosthetic hearing and language development. Lancet. 360 (9331), 483-485 (2002).
  2. Middlebrooks, J. C., Bierer, J. A., Snyder, R. L. Cochlear implants: the view from the brain. Current opinion in neurobiology. 15 (4), 488-493 (2005).
  3. Clark, G. M. The multiple-channel cochlear implant: the interface between sound and the central nervous system for hearing, speech, and language in deaf people-a personal perspective. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 361 (1469), 791-810 (2006).
  4. Zeng, F. G., Rebscher, S., Harrison, W., Sun, X., Feng, H. Cochlear implants: system design, integration, and evaluation. IEEE reviews in biomedical engineering. 1, 115-142 (2008).
  5. Wilson, B. S., Dorman, M. F. Cochlear implants: a remarkable past and a brilliant future. Hearing research. 242 (1-2), 3-21 (2008).
  6. Moore, D. R., Shannon, R. V. Beyond cochlear implants: awakening the deafened brain. Nature neuroscience. 12 (6), 686-691 (2009).
  7. Shannon, R. V. Multichannel electrical stimulation of the auditory nerve in man. II. Channel interaction. Hearing research. 12 (1), 1-16 (1983).
  8. Fishman, K. E., Shannon, R. V., Slattery, W. H. Speech recognition as a function of the number of electrodes used in the SPEAK cochlear implant speech processor. Journal of speech, language, and hearing research: JSLHR. 40 (5), 1201-1215 (1997).
  9. Kral, A., Hartmann, R., Mortazavi, D., Klinke, R. Spatial resolution of cochlear implants: the electrical field and excitation of auditory afferents. Hearing research. 121 (1-2), 11-28 (1998).
  10. Izzo, A. D., Suh, E., Pathria, J., Walsh, J. T., Whitlon, D. S., Richter, C. P. Selectivity of neural stimulation in the auditory system: a comparison of optic and electric stimuli. Journal of biomedical. 12 (2), 021008 (2007).
  11. Richter, C. P., Rajguru, S. M., et al. Spread of cochlear excitation during stimulation with pulsed infrared radiation: inferior colliculus measurements. Journal of neural engineering. 8 (5), 056006 (2011).
  12. Teudt, I. U., Maier, H., Richter, C. P., Kral, A. Acoustic events and “optophonic” cochlear responses induced by pulsed near-infrared laser. IEEE transactions on bio-medical engineering. 58 (6), 1648-1655 (2011).
  13. Wang, H., et al. High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (19), 8143-8148 (2007).
  14. Kleinlogel, S., Feldbauer, K., et al. Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh. Nature neuroscience. 14 (4), 513-518 (2011).
  15. Friesen, L. M., Shannon, R. V., Baskent, D., Wang, X. Speech recognition in noise as a function of the number of spectral channels: comparison of acoustic hearing and cochlear implants. The Journal of the Acoustical Society of America. 110 (2), 1150-1163 (2001).
  16. Donaldson, G. S., Kreft, H. A., Litvak, L. Place-pitch discrimination of single- versus dual-electrode stimuli by cochlear implant users (L). The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (2), 623-626 (2005).
  17. Srinivasan, A. G., Shannon, R. V., Landsberger, D. M. Improving virtual channel discrimination in a multi-channel context. Hearing research. 286 (1-2), 19-29 (2012).
  18. Zeng, F. G., et al. Speech dynamic range and its effect on cochlear implant performance. The Journal of the Acoustical Society of America. 111 (1 Pt 1), 377-386 (2002).
  19. Matic, A. I., Walsh, J. T., Richter, C. P. Spatial extent of cochlear infrared neural stimulation determined by tone-on-light masking. Journal of biomedical. 16 (11), 118002 (2011).
  20. Verma, R., Guex, A. A., et al. Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus. Hearing research. 310, 69-75 (2014).
  21. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual review of neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  22. Hegemann, P., Nagel, G. From channelrhodopsins to optogenetics. EMBO molecular medicine. 5 (2), 173-176 (2013).
  23. Packer, A. M., Roska, B., Häusser, M. Targeting neurons and photons for optogenetics. Nature neuroscience. 16 (7), 805-815 (2013).
  24. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  25. Nagel, G., Szellas, T., Kateriya, S., Adeishvili, N., Hegemann, P., Bamberg, E. Channelrhodopsins: directly light-gated cation channels. Biochemical Society transactions. 33 (Pt 4), 863-866 (2005).
  26. Nagel, G., Brauner, M., Liewald, J. F., Adeishvili, N., Bamberg, E., Gottschalk, A. Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses. Current biology: CB. 15 (24), 2279-2284 (2005).
  27. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  28. Bamann, C., Kirsch, T., Nagel, G., Bamberg, E. Spectral characteristics of the photocycle of channelrhodopsin-2 and its implication for channel function. Journal of molecular biology. 375 (3), 686-694 (2008).
  29. Ritter, E., Stehfest, K., Berndt, A., Hegemann, P., Bartl, F. J. Monitoring light-induced structural changes of Channelrhodopsin-2 by UV-visible and Fourier transform infrared spectroscopy. The Journal of biological chemistry. 283 (50), 35033-35041 (2008).
  30. Berndt, A., Prigge, M., Gradmann, D., Hegemann, P. Two open states with progressive proton selectivities in the branched channelrhodopsin-2 photocycle. Biophysical journal. 98 (5), 753-761 (2010).
  31. Kato, H. E., et al. Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel. Nature. 482 (7385), 369-374 (2012).
  32. Hegemann, P., Möglich, A. Channelrhodopsin engineering and exploration of new optogenetic tools. Nature methods. 8 (1), 39-42 (2011).
  33. Mattis, J., Tye, K. M., et al. Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins. Nature methods. 9 (2), 159-172 (2012).
  34. Arenkiel, B. R., Peca, J., et al. In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Transgenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  35. Tomita, H., Sugano, E., et al. Visual Properties of Transgenic Rats Harboring the Channelrhodopsin-2 Gene Regulated by the Thy-1.2 Promoter. PLoS ONE. 4 (11), e7679 (2009).
  36. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  37. Madisen, L., Mao, T., et al. A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing. Nature Neuroscience. 15 (5), 793-802 (2012).
  38. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  39. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  40. Gunaydin, L. A., Yizhar, O., Berndt, A., Sohal, V. S., Deisseroth, K., Hegemann, P. Ultrafast optogenetic control. Nature neuroscience. 13 (3), 387-392 (2010).
  41. Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).

Play Video

Citar este artigo
Hernandez, V. H., Gehrt, A., Jing, Z., Hoch, G., Jeschke, M., Strenzke, N., Moser, T. Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve. J. Vis. Exp. (92), e52069, doi:10.3791/52069 (2014).

View Video