Summary

Acute Dissociatie van Lamprey Reticulospinal Axonen naar Opnemen inschakelen van de Release Gezicht Membraan van individuele functionele Presynaptische Terminals

Published: October 01, 2014
doi:

Summary

Recording Ca2+ currents at the presynaptic release face membrane is key to a precise understanding of Ca2+ entry and neurotransmitter release. We present an acute dissociation of the lamprey spinal cord that yields functional isolated reticulospinal axons, permitting recording directly from the release face membrane of individual presynaptic terminals.

Abstract

Synaptische transmissie is een zeer snel proces. Actiepotentiaal gedreven instroom van Ca 2 + in de presynaptische terminal, door middel van spanningsafhankelijke calciumkanalen (VGCCs) gelegen in de release gezicht membraan, is de trigger voor de vesikel fusie en de afgifte van neurotransmitters. Cruciaal voor de snelheid van de synaptische transmissie is de ruimtelijke en temporele synchronie tussen de aankomst van de actiepotentiaal, VGCCs en de neurotransmitter vrijkomen machines. De mogelijkheid om direct op te nemen Ca 2 + stromen vanaf de release gezicht membraan van individuele presynaptische terminals is absoluut noodzakelijk voor een juist begrip van de relatie tussen de presynaptische Ca 2 + en neurotransmitters. Toegang tot de presynaptische vrijlating gezicht membraan voor elektrofysiologische opname is niet beschikbaar in de meeste bereidingen en presynaptische Ca 2 + bericht is gekenmerkt met behulp van beeldvormende technieken en macroscopische huidige meteNTS – technieken die niet beschikken over voldoende tijdsresolutie om Ca 2 + toegang te visualiseren. De karakterisering van VGCCs direct bij enkele presynaptische terminals niet mogelijk was in het centrum van synapsen en is tot nu toe met succes alleen bereikt in de kelk-achtige synaps van het kuiken ciliaire ganglion en in kelken rat. We hebben met succes aangepakt dit probleem in de gigantische reticulospinal synaps van de lamprei ruggenmerg door het ontwikkelen van een acuut gedissocieerde voorbereiding van het ruggenmerg dat geïsoleerde reticulospinal axonen levert met functionele presynaptische terminals verstoken van postsynaptische structuren. We kunnen fluorescent labelen en identificeren van individuele presynaptische terminals en richten ze voor opname. Met behulp van deze voorbereiding, hebben we direct gekenmerkt VGCCs bij de release gezicht van individuele presynaptische terminals met behulp van immunohistochemie en elektrofysiologie benaderingen. Ca 2 + stromingen zijn rechtstreeks opgenomen in de release gezicht membraan of individuele presynaptische terminals, de eerste van die opname uit te voeren bij de centrale synapsen uitgevoerd.

Introduction

Synaptische transmissie is een zeer snelle en nauwkeurige werkwijze. Actiepotentiaal invasie van de presynaptische terminal leidt tot het openen van VGCCs gelegen in de release gezicht membraan, de daaruit voortvloeiende toename van de presynaptische Ca 2 + als de trigger voor de vesikel fusie en de afgifte van neurotransmitters 1. Al deze stappen uitgevoerd binnen honderden microseconden 2, en dus vereisen strakke ruimtelijke koppeling van VGCCs aan de vesikel fusie machine 3. Presynaptische Ca 2 + fluxen zijn voornamelijk gekenmerkt door beeldvorming benaderingen met behulp van Ca 2 + gevoelige kleurstoffen 4. Integratie Ca2 + buffers dat Ca2 + moduleren in presynaptische neuronen is gebruikt om het verband tussen presynaptische calcium en neurotransmissie 3 indirect karakteriseren. Bovendien moduleren presynaptische vrije Ca2 + concentratie uncaging Ca2 + 5 of opname macroscopic Ca 2 + stromingen zijn gebruikt in combinatie met de maatregelen van de vesikel fusie en / of vrijgave; zoals capaciteit metingen 6 of postsynaptische reacties 2 op dezelfde vraag aan te pakken. Echter, het karakteriseren van Ca 2 + stromen direct bij de release gezicht, de gespecialiseerde afdeling van de presynaptische membraan waar membraandepolarisatie wordt vertaald in Ca 2 + stromen triggering synaptische vesikel fusie en de neurotransmitter release, is een integraal onderdeel van het verkrijgen van een nauwkeurige meting van de Ca 2 + vereiste voor synaptische vesikel fusie. Bovendien is de mogelijkheid om direct te karakteriseren Ca2 + stromingen individuele presynaptische terminals, in combinatie met nauwkeurige simultaanmeting van vesikel fusie en vrijheid maakt een nauwkeurige opheldering van de timing tussen het tijdsverloop van de actiepotentiaal, presynaptische Ca2 + stroom, vesikel fusie en de release. De toegang tot de release gezicht membraanis niet beschikbaar in de meeste presynaptische terminals worden gesloten en aanhechting van de postsynaptische dendrieten. Deze ontoegankelijkheid is een belangrijk obstakel in de karakterisering van VGCCs omdat het voorkomt directe metingen van stroom bij individuele presynaptische terminals. Directe karakterisering van presynaptische Ca 2 + stromen op individueel presynaptische terminals is tot nu toe niet mogelijk geweest in het centrum van synapsen en is alleen op twee calyceal soort presynaptische terminals; kelk-achtige synaps van het kuiken ciliaire ganglion 7-10 en rat kelken 11,12. In alle andere presynaptische terminals waaronder de reus reticulospinal synaps in de lamprei ruggenmerg 13, heeft het gebrek aan toegang tot de presynaptische vrijlating gezicht membraan het gebruik van indirecte benaderingen noodzakelijk zoals Ca 2 + imaging aan presynaptische Ca 2 + fluxen te bestuderen.

<img alt="Figuur 1" fo: content-width = "5in" src = "/ files / ftp_upload / 51925 / 51925fig1highres.jpg" width = "500" />
Figuur 1 Lamprey gigantische reticulospinal synaps. (A) Dwarsdoorsnede van lamprei ruggenmerg aangeeft dorso-ventrale richting. Reticulospinal axonen zijn gemarkeerd met groene asterix. (B) 3-D reconstructie van de reticulospinal synaps in de lamprei ruggenmerg tonen presynaptische reticulospinal axon waardoor talrijke en passant contacten (gemarkeerd met groene pijlen) op de postsynaptische neuron 13. Presynaptische terminals zijn gelabeld met Alexa Fluor 488 hydrazide geconjugeerd phalloidin (groen), terwijl de postsynaptische neuron is gevuld met Alexa Fluor 568 hydrazide (rood).

Lamprei gigantische reticulospinal axonen, gelegen in het ventrale gebied van het ruggenmerg parallel aan de rostrale-caudale as Figuur 1a, vorm meerdere en passant synaptische contacten op neuronen van despinale ventrale hoorn 14 Figuur 1b 13. Macroscopische whole-cell Ca 2 + stromen zijn opgenomen vanuit reticulospinal axonen in de intacte ruggenmerg 13,15. Echter, eerdere blind pogingen directe meting van Ca2 + stromen in reticulospinal axons in de intacte lamprey ruggenmerg middels cel verbonden patch clamp techniek onsuccesvol 13 gebleken wegens gebrek aan toegang tot de presynaptische afgifte gezicht membraan wegens de tegengestelde postsynaptische processen Figuur 1b. De release gezicht membraan eerder ontsloten door verwijdering van het postsynaptische neuron 11, mechanische verstoring van de synaps vóór opname 12 of enzymatische behandeling in combinatie met mechanische dissociatie 16. Gezien de complexe organisatie van het ruggenmerg, zou het uiterst moeilijk blijkt om de postsynaptische neuron te identificeren en schuif het mechanisch of verstoren the synaps. Vandaar dat we besloten om enzymatische behandeling 17, gevolgd door mechanische dissociatie gebruiken.

Met deze aanpak hebben we een acuut gedissocieerde voorbereiding van de lamprei ruggenmerg die levensvatbare geïsoleerde reticulospinal axonen met functionele presynaptische terminals zonder enige postsynaptische processen oplevert ontwikkeld, waardoor onbeperkte toegang tot individuele presynaptische terminals. In combinatie met een standaard omgekeerde microscoop en fluorescentie beeldvorming, het stelt ons in staat om te identificeren en te richten op individuele fluorescent-geïdentificeerde presynaptische terminals, met een patch pipet met een opname oplossing die Ca 2 + stromen Figuur 4c pt figuur 4d isoleert, voor het opnemen van het gebruik van cel- bijgevoegde voltage-clamp techniek. Ca 2 + stromingen zijn rechtstreeks opgenomen in de presynaptische vrijlating gezicht membraan van individuele presynaptische terminals figuur 4f. Dit is een significant doorbraak op het gebied van synaptische transmissie omdat het het eerste opname uitgevoerd bij centrale synapsen worden uitgevoerd.

Protocol

1 Bereiding van poly-D-lysine hydrobromide Bereid 1 mg / ml poly-D-lysine hydrobromide in 0,1 M boraatbuffer (pH 8,5). Aliquot en bewaar bij -20 ° C. 2 Poly-lysine Coating Coverslips Opmerking: Voer alle reiniging en coating stappen in een laminaire stroming kamer. Plaats dekglaasjes in een petrischaal met 1 N zoutzuur (HCl) gedurende 2 uur. Zuig alle HCl en spoel af met 70% ethanol (EtOH) 2-3x. Laat in 7…

Representative Results

Deze dissociatie protocol levert gezonde en functionele geïsoleerde reticulospinal axonen verstoken van postsynaptische projecties figuur 2f, maar die toch behouden functionele presynaptische terminals staat opgeroepen synaptischeblaasjeseiwit exo-en endocytose figuur 4c en figuur 4d. Secties van de geïsoleerde regio's van de reticulospinal axonen kan duidelijk worden geïdentificeerd onder een lichtmicroscoop duidelijk van alle andere neuronale processen on…

Discussion

Onze dissociatie protocol is belangrijk door het afstaan ​​van geïsoleerde reticulospinal axonen verstoken van postsynaptische projecties figuur 2f, maar die toch behouden functionele presynaptische terminals Figuur 4c pt figuur 4d. De afwezigheid van postsynaptische processen tegen de presynaptische terminal maakt directe opname toegang tot de presynaptische vrijlating gezicht membraan aan enkele presynaptische terminals, die eerder niet mogelijk in het centrum va…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work has been supported by NINDS, RO1NS52699 and MH84874 to SA.

We would like to thank Dr. Dave Featherstone (Department of Biological Sciences, University for Illinois at Chicago) for providing us with the suture glue used in the immunohistochemistry work. We thank Michael Alpert for his comments and proofreading of the manuscript.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
0.2 µm syringe filter EMD Millipore SLGV004SL
22×60 mm coverslips Fisherbrand 12545J
Advasep-7 Cydex Pharmaceuticals ADV7
Alexa Fluor 488 Phalloidin Invitrogen/Life Technologies A12379
Alexa-633 conjugated goat anti-rabbit secondary antibody Invitrogen/Life Technologies A21070
Antifreeze Prestone
Boric acid Sigma-Aldrich B7660
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich A7906
Bright field light source Dolan-Jenner Fiberlite 180
Calcium chloride Sigma Aldrich C4901
Collagenase Type IA from Cloristridium histolyticum Sigma-Aldrich C9891
Cover slip Fisher-Scientific 12-545-J
Dextrose Sigma-Aldrich D9559
Digital CCD Camera Hamamatsu C8484-03G01
Dissection fine forceps Fine Science Tools 91150-20
Dissection forceps Fine Science Tools 11251-20
Dissection microscope Leica Biosystems Leica MZ 12
Dissection scissors Fine Science Tools 15025-10
Dissection scissors fine Fine Science Tools 91500-09
Dissection scissors ultra fine Fine Science Tools 15000-08
FM 1-43 Invitrogen/Life Technologies T3163
Glycine Sigma-Aldrich G7126
HEPES Sigma-Aldrich H7523
High vacuum grease Dow-Corning
Hydrochloric acid Fisherbrand SA-56-500
Immersion oil Fisher-Scientific M2000
Industrial grade Nitrogen gas tank Praxair UN1066
Insect pins Fine Science Tools 26002-10
Liquid suture glue Braun Veterinary Cair Division 8V0305 The suture glue we used in our experiments was provided to us by another lab. It is no longer manufactured. We have sourced a Histoacryl Suture Glue for future use from Aesculap (Ts1050071FP)
Magnesium chloride Sigma-Aldrich M2670
Methanol Sigma-Aldrich 154903
Non-fat dry milk Cell Signaling Technology 9999S
P-87 Micropipette puller Sutter Instruments
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148
Perfusion pump Cole-Palmer Masterflex C/L
Petri dish 100×15 mm Fisher-Scientific 875712
Petri dish 35×10 mm Fisher-scientific 875712
Poly-D-lysine hydrobromide Sigma-Aldrich P1024 MW > 300000
Potassium chloride Sigma-Aldrich P9333
Potassium phosphate monobasic Sigma-Aldrich P5379
Primary antibodiesR-type calcium channel Alomone Labs ACC-006
Protease Type XIV from Streptomyces griseus Sigma-Aldrich P5147
Scalpel blades World Precision Instruments  500240
Schot Duran Preesure Bottle Fisher-Scientific 09-841-006
Silicone tubing for glue application Cole-Palmer 07625-26
Slicing base plate Leica Biosystems 14046327404
Slicing chamber Leica Biosystems 1.4046E+10
Sodium chloride Sigma-Aldrich S7653
Sodium hydroxide S8045
Sodium phosphate dibasic Sigma-Aldrich S9763
Sodium tetraborate Sigma-Aldrich B3545
Sylgard 160 Silicone Elastomer Kit Dow Corning  SYLGARD® 160 To prepare, mix elastomer A and elastomer B 10:1 by weight
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Dow Corning SYLGARD® 184  To prepare, mix elastomer and curing agent 10:1 by weight
Teflon coated forceps Fine Science Tools 11626-11
Tricaine methanesulphonate Sigma-Aldrich A5040
Vibratome blades World Precision Instruments  BLADES
Xenon lamp Nikon

Referências

  1. Katz, B., Miledi, R. The timing of calcium action during neuromuscular transmission. Journal of Physiology. 189 (3), 535-544 (1967).
  2. Sabatini, B. L., Regehr, W. G. Timing of neurotransmission at fast synapses in the mammalian brain. Nature. 384 (6605), 170-172 (1996).
  3. Augustine, G. J., Adler, E. M., Charlton, M. P. The calcium signal for transmitter secretion from presynaptic nerve terminals. Annals of the New York Academy of Sciences. 635, 365-381 (1991).
  4. Zucker, R. S. Calcium and transmitter release. Journal of Physiology Paris. 87 (1), 25-36 (1993).
  5. Delaney, K. R., Shahrezaei, V. Uncaging Calcium in Neurons. Cold Spring Harbor protocols. (12), (2013).
  6. Paradiso, K., Wu, W., Wu, L. G. Methods for patch clamp capacitance recordings from the calyx. Journal of Visualized Experiments. (6), 244 (2007).
  7. Stanley, E. F. The calyx-type synapse of the chick ciliary ganglion as a model of fast cholinergic transmission. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 70, S73-S77 (1992).
  8. Church, P. J., Stanley, E. F. Single L type calcium channel conductance with physiological levels of calcium in chick ciliary ganglion neurons. The Journal of Physiology. 496 (Pt 1), 59-68 (1996).
  9. Stanley, E. F. Single calcium channels and acetylcholine release at a presynaptic nerve terminal. Neuron. 11 (6), 1007-1011 (1993).
  10. Weber, A. M., Wong, F. K., Tufford, A. R., Schlichter, L. C., Matveev, V., Stanley, E. F. N-type Ca(2+) channels carry the largest current implications for nanodomains and transmitter release. Nature Neuroscience. 13 (11), 1348-1350 (2010).
  11. He, L., Wu, X. S., Mohan, R., Wu, L. G. Two modes of fusion pore opening revealed by cell attached recordings at a synapse. Nature. 444 (7115), 102-105 (2006).
  12. Sheng, J., He, L., et al. Calcium channel number critically influences synaptic strength and plasticity at the active zone. Nature Neuroscience. 15 (7), 998-1006 (2012).
  13. Photowala, H., Freed, R., Alford, S. Location and function of vesicle clusters, active zones and Ca2+ channels in the lamprey presynaptic terminal. The Journal of Physiology. 569. 569 (Pt 1), 119-135 (2005).
  14. Rovainen, C. M. Synaptic interactions of reticulospinal neurons and nerve cells in the spinal cord of the sea lamprey. Journal of Comparative Neurology. 154 (2), 207-223 (1974).
  15. Takahashi, M., Freed, R., Blackmer, T., Alford, S. Calcium influx independent depression of transmitter release by 5 HT at lamprey spinal cord synapses. The Journal of Physiology. 532 (2), 323-336 (2001).
  16. Stanley, E. F., Goping, G. Characterization of a calcium current in a vertebrate cholinergic presynaptic nerve terminal. The Journal of Neuroscience. 11 (4), 985-993 (1991).
  17. El Manira, A., Bussières, N. Calcium channel subtypes in lamprey sensory and motor neurons. Journal of Neurophysiology. 78 (3), 1334-1340 (1997).
  18. Kay, A. R., Alfonso, A., et al. Imaging synaptic activity in intact brain and slices with FM1 43 in C elegans lamprey and rat. 24 (4), 809-817 (1999).
  19. Betz, W. J., Bewick, G. S. Optical analysis of synaptic vesicle recycling at the frog neuromuscular junction. Science. 255 (5041), 200-203 (1992).
  20. Bleckert, A., Photowala, H., Alford, S. Dual pools of actin at presynaptic terminals. Journal of Neurophysiology. 107 (12), 3479-3492 (2012).
  21. Gustafsson, J. S., Birinyi, A., Crum, J., Ellisman, M., Brodin, L., Shupliakov, O. Ultrastructural organization of lamprey reticulospinal synapses in three dimensions. The Journal of Comparative Neurology. 450 (2), 167-182 (2002).
  22. Broadie, K., Featherstone, D. E., Chen, K. Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo. Journal of Visualized Experiments. (27), (2009).
  23. Rae, J. L., Levis, R. A. A method for exceptionally low noise single channel recordings. Pflügers Archiv European Journal of Physiology. 420 (5-6), 618-620 (1992).
check_url/pt/51925?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Ramachandran, S., Alford, S. Acute Dissociation of Lamprey Reticulospinal Axons to Enable Recording from the Release Face Membrane of Individual Functional Presynaptic Terminals. J. Vis. Exp. (92), e51925, doi:10.3791/51925 (2014).

View Video