Summary

Острая Диссоциация миноги ретикулоспинальных Аксоны активировать запись от выпуска Face мембраны отдельных функциональных пресинаптических окончаниях

Published: October 01, 2014
doi:

Summary

Recording Ca2+ currents at the presynaptic release face membrane is key to a precise understanding of Ca2+ entry and neurotransmitter release. We present an acute dissociation of the lamprey spinal cord that yields functional isolated reticulospinal axons, permitting recording directly from the release face membrane of individual presynaptic terminals.

Abstract

Синаптической передачи является чрезвычайно быстрый процесс. Действие потенциал приводом приток Са 2 + в пресинаптических окончаний, через напряжения закрытого кальциевых каналов (VGCCs), расположенных в релизе лица мембраны, является триггером для слияния пузырьков и высвобождение нейромедиаторов. Решающее значение для быстроты синаптической передачи является пространственная и временная синхронизация между прибытием потенциала действия, VGCCs и высвобождение нейромедиатора машин. Возможность напрямую записывать Ca 2 + токи от выпуска номинальной мембраны отдельных пресинаптических окончаний необходимо для точного понимания взаимосвязи между пресинаптической Са 2 + и высвобождения нейромедиатора. Доступ к пресинаптической релиз лица мембраны для электрофизиологические записи не доступен в большинстве препаратов и пресинаптической Са 2 + запись была охарактеризована с помощью методов визуализации и макроскопического тока MeasureMeНТС – методы, которые не имеют достаточного временное разрешение для визуализации запись Ca 2 +. Характеристика VGCCs непосредственно на отдельных пресинаптических окончаний не удалось в центральных синапсах и до сих пор успешно достигнуто только в чашечки типа синапса куриного мерцательной ганглии и в крысиных чашечек. Мы успешно решили эту проблему в гигантском ретикулоспинальных синапса миноги спинного мозга, разработав остро диссоциированную подготовку спинного мозга, что дает отдельные ретикулоспинальных аксоны с функциональными пресинаптических окончаниях, лишенных постсинаптических структур. Мы можем флуоресцентно маркировать и идентифицировать отдельные пресинаптические терминалы и нацелить их для записи. Использование этого препарата, мы охарактеризовали VGCCs непосредственно на выпуск лице отдельных пресинаптических терминалов, использующих иммуногистохимии и электрофизиологии подходы. Ca 2 + токи были записаны непосредственно на выпуск лица мембраны OF отдельные пресинаптические терминалы, первый такой записи будет осуществляться в центральных синапсах.

Introduction

Синаптической передачи является чрезвычайно быстрый и точный процесс. Действие потенциал вторжение в пресинаптических окончаний приводит к открытию VGCCs расположенных в релиз лица мембраны, что привело к росту пресинаптической Са 2 +, действующей в качестве триггера для слияния пузырьков и высвобождение нейромедиаторов 1. Все эти шаги происходят в течение сотен микросекунд 2, и, следовательно, требуют жесткой пространственной сцепление VGCCs в слияния пузырьков машин 3. Пресинаптические Са 2 + потоки были, прежде всего, характеризуется через визуализации подходов с использованием Са 2 + чувствительные красители 4. Включение Са 2 + буферы, которые модулируют Са 2 + в пресинаптических нейронов был использован, чтобы косвенным образом характеризует соотношение между кальцием и пресинаптических нервных импульсов 3. Кроме того, модуляции пресинаптическое бесплатно Ca 2 + концентрации по uncaging Са 2 + 5 или записи macroscopiС Са 2 + токи были использованы в сочетании с мерами слияния пузырьков и / или высвобождения; такие как измерения емкости 6 или постсинаптические ответы 2 для решения тот же вопрос. Однако, характеризуя Ca 2 + токи непосредственно на выпуск лица, специализированный раздел пресинаптической мембраны, где деполяризация мембраны переводится в Са 2 + токи вызове синаптических везикул слияние и высвобождение нейромедиаторов, является неотъемлемой точно измерить в Са 2 + Требование синаптических пузырьков слияния. Кроме того, способность непосредственно характеризуют Ca2 + токи на отдельных пресинаптических окончаний, в сочетании с точной одновременных измерений слияния пузырьков и выпуска позволяет точным выяснение временной зависимости между временем ходе потенциала действия, пресинаптического Ca2 + тока, слияния пузырьков и релиз. Доступ к релиз лица мембраныне доступен в большинстве пресинаптических окончаний за счет близко друг к другу на постсинаптических дендритов. Это недоступность является одним из основных препятствий в характеристике VGCCs так как это предотвращает прямые измерения тока на отдельных пресинаптических окончаний. Прямая характеристика пресинаптических Ca 2 + токов в отдельных пресинаптических окончаний до сих пор не удалось в центральных синапсах и удалось осуществить только в двух пресинаптических окончаний calyceal типа; Чашечка типа синапса из куриных мерцательная ганглий 7-10 и крысы чашечек 11,12. Во всех других пресинаптических окончаний включая гигантского ретикулоспинальных синапса в миноги спинного мозга 13, отсутствие доступа к пресинаптической релиз лица мембраны потребовало использование непрямых подходов, таких как изображения Ca 2 + до изучения пресинаптические Ca 2 + потоков.

<img alt="Рисунок 1" fо: содержание-ширина = "5 дюймов" src = "/ файлы / ftp_upload / 51925 / 51925fig1highres.jpg" ширина = "500" />
Рис.1 миноги гигант ретикулоспинальных синапс. (А) Сечение миноги спинного мозга с указанием Dorso-вентральной ориентацию. Ретикулоспинальных аксоны выделены зеленым звездочкой. (Б) 3-D реконструкция ретикулоспинальных синапса в миноги спинного мозга, показывая пресинаптическое ретикулоспинальных аксон делает многочисленные мимоходом контактов (отмечены зелеными стрелками) на постсинаптического нейрона 13. Пресинаптические терминалы были помечены с Alexa Fluor 488 гидразида с сопряженными фаллоидином (зеленый), в то время как постсинаптического нейрона была заполнена Alexa Fluor 568 гидразида (красный).

Минога гигантские ретикулоспинальных аксоны, расположенные в брюшной области спинного мозга параллельно ростральной-каудальной оси рисунке 1a, образованию многочисленных мимоходом синаптических контактов на нейронахспинного вентральной рог 14 Рисунок 1б 13. Макроскопическая цельноклеточные Са 2 + токи были записаны с ретикулоспинальных аксонов в неповрежденной спинного мозга 13,15. Тем не менее, предыдущие слепые попытки прямого измерения Са 2 + токи в ретикулоспинальных аксонов в неповрежденной миноги спинного мозга с использованием методики патч зажим клеток-прилагается оказались безуспешными 13 в связи с отсутствием доступа к пресинаптической релиз лица мембраны вследствие противостоящих постсинаптических процессов Рисунок 1б. Высвобождение лицо мембраны были ранее доступны удалением постсинаптического нейрона 11, механическое возмущение синапсе перед записью 12 или ферментативной обработки в сочетании с механической диссоциации 16. Учитывая сложный организация спинного мозга, было бы оказаться чрезвычайно трудно определить постсинаптического нейрона и убрать его механически или возмутить гоэ синапс. Таким образом, мы решили использовать ферментативную обработку 17 с последующим механической диссоциации.

Используя этот подход, мы разработали остро диссоциированную подготовку миноги спинного мозга, что дает жизнеспособные изолированных ретикулоспинальных аксоны с функциональными пресинаптических окончаниях, лишенных любых постсинаптических процессов, тем самым обеспечивая неограниченный доступ к отдельным пресинаптических окончаний. В сочетании со стандартным перевернутый микроскоп и флуоресцентных изображений, это позволяет нам выявить и против отдельных флуоресцентно-определены пресинаптические терминалы, с помощью патча пипетки, содержащую раствор записи, который изолирует Ca 2 + токи Фиг.4С и рисунок 4d, для записи с помощью сотового прилагается метода фиксации. Са 2 + токи были записаны непосредственно на пресинаптической релиз лица мембраны индивидуального пресинаптических окончаний рисунке 4е. Это significaнт прорыв в области синаптической передачи, так как это первый такой записи будет осуществляться в центральных синапсах.

Protocol

1 Получение поли-D-лизина гидробромида Подготовка 1 мг / мл поли-D-лизина гидробромид в 0,1 М боратного буфера (рН 8,5). Алиготе и хранить при температуре -20 ° С. 2 Поли-лизин Покрытие покровные Примечание: Выполняйте все чистящие и покрытий шаги в ка?…

Representative Results

Это дает протокола диссоциации здоровые и функциональные изолированные ретикулоспинальных аксоны лишенные постсинаптической прогнозы рис 2F, но которые тем не менее сохраняют функциональные пресинаптические терминалы, способные вызвала синаптических пузырьков экзо-и э…

Discussion

Наш протокол диссоциации Показательно, уступая изолированных ретикулоспинальных аксоны лишенные постсинаптической прогнозы рис 2F, но которые тем не менее сохраняют функциональную пресинаптическое терминалы Рисунок 4с и рисунок 4d. Отсутствие постсинаптич…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work has been supported by NINDS, RO1NS52699 and MH84874 to SA.

We would like to thank Dr. Dave Featherstone (Department of Biological Sciences, University for Illinois at Chicago) for providing us with the suture glue used in the immunohistochemistry work. We thank Michael Alpert for his comments and proofreading of the manuscript.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
0.2 µm syringe filter EMD Millipore SLGV004SL
22×60 mm coverslips Fisherbrand 12545J
Advasep-7 Cydex Pharmaceuticals ADV7
Alexa Fluor 488 Phalloidin Invitrogen/Life Technologies A12379
Alexa-633 conjugated goat anti-rabbit secondary antibody Invitrogen/Life Technologies A21070
Antifreeze Prestone
Boric acid Sigma-Aldrich B7660
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich A7906
Bright field light source Dolan-Jenner Fiberlite 180
Calcium chloride Sigma Aldrich C4901
Collagenase Type IA from Cloristridium histolyticum Sigma-Aldrich C9891
Cover slip Fisher-Scientific 12-545-J
Dextrose Sigma-Aldrich D9559
Digital CCD Camera Hamamatsu C8484-03G01
Dissection fine forceps Fine Science Tools 91150-20
Dissection forceps Fine Science Tools 11251-20
Dissection microscope Leica Biosystems Leica MZ 12
Dissection scissors Fine Science Tools 15025-10
Dissection scissors fine Fine Science Tools 91500-09
Dissection scissors ultra fine Fine Science Tools 15000-08
FM 1-43 Invitrogen/Life Technologies T3163
Glycine Sigma-Aldrich G7126
HEPES Sigma-Aldrich H7523
High vacuum grease Dow-Corning
Hydrochloric acid Fisherbrand SA-56-500
Immersion oil Fisher-Scientific M2000
Industrial grade Nitrogen gas tank Praxair UN1066
Insect pins Fine Science Tools 26002-10
Liquid suture glue Braun Veterinary Cair Division 8V0305 The suture glue we used in our experiments was provided to us by another lab. It is no longer manufactured. We have sourced a Histoacryl Suture Glue for future use from Aesculap (Ts1050071FP)
Magnesium chloride Sigma-Aldrich M2670
Methanol Sigma-Aldrich 154903
Non-fat dry milk Cell Signaling Technology 9999S
P-87 Micropipette puller Sutter Instruments
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148
Perfusion pump Cole-Palmer Masterflex C/L
Petri dish 100×15 mm Fisher-Scientific 875712
Petri dish 35×10 mm Fisher-scientific 875712
Poly-D-lysine hydrobromide Sigma-Aldrich P1024 MW > 300000
Potassium chloride Sigma-Aldrich P9333
Potassium phosphate monobasic Sigma-Aldrich P5379
Primary antibodiesR-type calcium channel Alomone Labs ACC-006
Protease Type XIV from Streptomyces griseus Sigma-Aldrich P5147
Scalpel blades World Precision Instruments  500240
Schot Duran Preesure Bottle Fisher-Scientific 09-841-006
Silicone tubing for glue application Cole-Palmer 07625-26
Slicing base plate Leica Biosystems 14046327404
Slicing chamber Leica Biosystems 1.4046E+10
Sodium chloride Sigma-Aldrich S7653
Sodium hydroxide S8045
Sodium phosphate dibasic Sigma-Aldrich S9763
Sodium tetraborate Sigma-Aldrich B3545
Sylgard 160 Silicone Elastomer Kit Dow Corning  SYLGARD® 160 To prepare, mix elastomer A and elastomer B 10:1 by weight
Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit Dow Corning SYLGARD® 184  To prepare, mix elastomer and curing agent 10:1 by weight
Teflon coated forceps Fine Science Tools 11626-11
Tricaine methanesulphonate Sigma-Aldrich A5040
Vibratome blades World Precision Instruments  BLADES
Xenon lamp Nikon

Referências

  1. Katz, B., Miledi, R. The timing of calcium action during neuromuscular transmission. Journal of Physiology. 189 (3), 535-544 (1967).
  2. Sabatini, B. L., Regehr, W. G. Timing of neurotransmission at fast synapses in the mammalian brain. Nature. 384 (6605), 170-172 (1996).
  3. Augustine, G. J., Adler, E. M., Charlton, M. P. The calcium signal for transmitter secretion from presynaptic nerve terminals. Annals of the New York Academy of Sciences. 635, 365-381 (1991).
  4. Zucker, R. S. Calcium and transmitter release. Journal of Physiology Paris. 87 (1), 25-36 (1993).
  5. Delaney, K. R., Shahrezaei, V. Uncaging Calcium in Neurons. Cold Spring Harbor protocols. (12), (2013).
  6. Paradiso, K., Wu, W., Wu, L. G. Methods for patch clamp capacitance recordings from the calyx. Journal of Visualized Experiments. (6), 244 (2007).
  7. Stanley, E. F. The calyx-type synapse of the chick ciliary ganglion as a model of fast cholinergic transmission. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 70, S73-S77 (1992).
  8. Church, P. J., Stanley, E. F. Single L type calcium channel conductance with physiological levels of calcium in chick ciliary ganglion neurons. The Journal of Physiology. 496 (Pt 1), 59-68 (1996).
  9. Stanley, E. F. Single calcium channels and acetylcholine release at a presynaptic nerve terminal. Neuron. 11 (6), 1007-1011 (1993).
  10. Weber, A. M., Wong, F. K., Tufford, A. R., Schlichter, L. C., Matveev, V., Stanley, E. F. N-type Ca(2+) channels carry the largest current implications for nanodomains and transmitter release. Nature Neuroscience. 13 (11), 1348-1350 (2010).
  11. He, L., Wu, X. S., Mohan, R., Wu, L. G. Two modes of fusion pore opening revealed by cell attached recordings at a synapse. Nature. 444 (7115), 102-105 (2006).
  12. Sheng, J., He, L., et al. Calcium channel number critically influences synaptic strength and plasticity at the active zone. Nature Neuroscience. 15 (7), 998-1006 (2012).
  13. Photowala, H., Freed, R., Alford, S. Location and function of vesicle clusters, active zones and Ca2+ channels in the lamprey presynaptic terminal. The Journal of Physiology. 569. 569 (Pt 1), 119-135 (2005).
  14. Rovainen, C. M. Synaptic interactions of reticulospinal neurons and nerve cells in the spinal cord of the sea lamprey. Journal of Comparative Neurology. 154 (2), 207-223 (1974).
  15. Takahashi, M., Freed, R., Blackmer, T., Alford, S. Calcium influx independent depression of transmitter release by 5 HT at lamprey spinal cord synapses. The Journal of Physiology. 532 (2), 323-336 (2001).
  16. Stanley, E. F., Goping, G. Characterization of a calcium current in a vertebrate cholinergic presynaptic nerve terminal. The Journal of Neuroscience. 11 (4), 985-993 (1991).
  17. El Manira, A., Bussières, N. Calcium channel subtypes in lamprey sensory and motor neurons. Journal of Neurophysiology. 78 (3), 1334-1340 (1997).
  18. Kay, A. R., Alfonso, A., et al. Imaging synaptic activity in intact brain and slices with FM1 43 in C elegans lamprey and rat. 24 (4), 809-817 (1999).
  19. Betz, W. J., Bewick, G. S. Optical analysis of synaptic vesicle recycling at the frog neuromuscular junction. Science. 255 (5041), 200-203 (1992).
  20. Bleckert, A., Photowala, H., Alford, S. Dual pools of actin at presynaptic terminals. Journal of Neurophysiology. 107 (12), 3479-3492 (2012).
  21. Gustafsson, J. S., Birinyi, A., Crum, J., Ellisman, M., Brodin, L., Shupliakov, O. Ultrastructural organization of lamprey reticulospinal synapses in three dimensions. The Journal of Comparative Neurology. 450 (2), 167-182 (2002).
  22. Broadie, K., Featherstone, D. E., Chen, K. Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo. Journal of Visualized Experiments. (27), (2009).
  23. Rae, J. L., Levis, R. A. A method for exceptionally low noise single channel recordings. Pflügers Archiv European Journal of Physiology. 420 (5-6), 618-620 (1992).
check_url/pt/51925?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Ramachandran, S., Alford, S. Acute Dissociation of Lamprey Reticulospinal Axons to Enable Recording from the Release Face Membrane of Individual Functional Presynaptic Terminals. J. Vis. Exp. (92), e51925, doi:10.3791/51925 (2014).

View Video