Summary
GABAergic presynaptisk hämning är en kraftfull inhiberande mekanism i ryggmärgen viktigt för motorisk och sensorisk signal integration i ryggmärgs nät. Underliggande primära afferenta depolarisation kan mätas genom registrering av dorsala potentialer (DRP). Här visar vi en metod för att in vivo-inspelning av DRP i möss.
Abstract
Presynaptisk hämning är en av de mest kraftfulla hämmande mekanismer i ryggmärgen. Den bakomliggande fysiologiska mekanismen är en depolarisation av primära afferenta fibrer som förmedlas av GABAergiska AXO-axonal synapser (primära afferenta depolarisation). Styrkan hos primära afferenta depolarisation kan mätas genom registrering av volymfördes potentialer vid den dorsala (dorsala potentialer, DRP). Patologiska förändringar av presynaptiska hämning är avgörande i det onormala centrala bearbetningen av vissa smärttillstånd och i vissa störningar i motor hyperexcitabilitet. Här beskriver vi en metod för inspelning DRP in vivo i möss. Beredningen av ryggmärgs dorsala rötter i den sövda djur och registreringsförfarande med hjälp av sug elektroder förklaras. Denna metod gör det möjligt att mäta GABAergic DRP och därmed uppskatta spinal presynaptisk hämning i den levande mus. I kombination med transgena musmodeller får DRP inspelning SErve som ett kraftfullt verktyg för att undersöka sjukdomsassocierade spinal patofysiologi. In vivo-inspelning har flera fördelar jämfört med ex vivo isolerade ryggmärgs preparat, t.ex. möjligheten till samtidig inspelning eller manipulation av supraspinala nätverk och induktion av DRP genom stimulering av perifera nerver.
Introduction
Presynaptisk hämning är en av de mest kraftfulla hämmande mekanismer i ryggmärgen. Det hämmar excitatoriska postsynaptiska potentialer (EPSPS) i monosynaptically glada motoneuroner utan att ändra postsynaptiska membranpotentialen och retbarhet av motoneurons 1-3. Primära afferenta depolarisation (PAD) inducerad av GABAergiska AXO-axonal synapser på sensoriska presynaptiska fibrer är den bakomliggande mekanismen 4-7 (se även Figure1a). Dessa synapser innehåller GABA A-och GABA-B-receptorer (GABA A R och GABA B R). GABAA-R-aktivitet leder till en ökning i kloridkonduktans som framkallar PAD grund av den lokala jon distribution. Denna depolarisation blockerar spridning av aktionspotentialer i axon terminaler och minskar sin styrka som leder till en minskad Ca2 +-inflöde och en minskning av transmittorfrisättning. Aktivering av GABA-B-receptorer gör ingent bidra till PAD men leder till en minskning av Ca2 +-inflöde därmed öka presynaptiska inhibition. Även om aktiveringen av GABA A R verkar vara inblandade i korttids hämning, är GABA B R inblandade i långsiktiga module 8-10. Förutom GABA, som står för den största delen av PAD och presynaptisk hämning kan andra sändare system också modulera och bidra till denna mekanism 11,12.
Patologiska förändringar i presynaptiska hämning verkar vara avgörande i flera sjukdomstillstånd, t.ex. perifer inflammation och neuropatisk smärta 13,14, liksom onormal central smärta bearbetning 15, ryggmärgsskada 16, och CNS-sjukdom med motor hyperexcitabilitet förmedlas av defekt GABAergic överföring 17, 18. Således uppskatta presynaptisk hämning är värt att undersöka experimentella sjukdomstillstånd på ryggmärgen nivå in vivo 7.
De första mätningarna av DRP har rapporterats hos katter och grodor 19 och var intensivt studerat hos katter från Eccles, Schmidt, och andra i början av 1970-talet 3,4,20,21. Medan in vivo-inspelningar av DRP hos katter 22 och råttor 23 har använts i stor utsträckning, mätningar i möss har nästan uteslutande utförts i ex vivo isolerade ryggmärgen förberedelser 15,24. Här beskriver vi en metod för att spela in DRP i bedövade möss in vivo tillåter ett direkt mått på presynaptisk hämning i den intakta organismen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla experimentella procedurer som nämns i följande protokoll godkändes av Thüringen statliga myndigheter (Thüringer Lande für Verbraucherschutz, Reg.-Nr. 02-044/12).
1. Förberedelser för experiment
- Tillverkning av sug elektroder
- Dra en mikropipett med en vanlig borosilikatglas kapillär med en mikropipett avdragare, till exempel en vanlig patchelektrod.
- Bromsar elektroden tippa diameter 0,5-1 mm (något större än diametern hos de dorsala rötter) med användning av en diamant-fil.
- Värme polera spetsen så att den inte kommer att skada dorsala när det sugs i. En vanlig labb fackla kommer att vara lämpliga.
- Montera glasfilament på en elektrodhållare som är ansluten till en spruta genom vilken undertryck kan tillämpas.
- Beredning av lösningar
- Injektion anestesi för möss: Blanda 0,75 ml ketamin 10%, 0,24 ml xylazin 2% pernd 5 ml 0,9% koksaltlösning. 10 | il / g kroppsvikt (BW) av lösningen kommer att injiceras intraperitonealt (ip).
- Konstgjord cerebrospinalvätska (aCSF): Späd i dubbeldestillerat vatten följande salter (i mM): NaCl 134, KCl 3, KH 2 PO 4 1,25; MgSO 4 • H 2 O 2, NaHCOs 3 25, CaCl2 2, D- glukos 10. Lägg H 2 O 2 till en slutlig koncentration av 0,003%. Använd alltid nygjord lösning.
- Beredning av inspelningsinställningar (figur 2)
- Anslut förstärkaren till en PC-gränssnitt för att digitalisera data.
- Använd en PC-baserat program eller en analog timer för att utlösa en fyrkantig puls stimulator och datainsamling på datorns hårddisk.
- Använd klorerad silverwires anslutna till standardglaselektrodhållare som för stimulans och inspelning.
- Montera tre manipulatorer för stimulans, inspelning och referenselektrod respektive runt en stereotactic ram för möss, så att alla elektroder har tillgång till den förberedda ryggmärgen senare.
- Anslut slangar och sprutor till elektrodhållare som Apple att applicera negativt tryck.
2. Allmänna kommentarer för djurförsök och djur Förberedelser för inspelning Procedure
- Utför alla experiment genom att använda möss som enligt riktlinjerna i respektive institutionella Animal Care och användning kommittén. Utför all kirurgi och inspelningar under djupa anestesi garanterar att djurens lidande minimeras.
- Bedöva djuret genom ip-injektion av ketamin / xylazin (125 mg och 8 mg per g kroppsvikt av ketamin och xylazin, respektive, 10 pl / g kroppsvikt av den beredda lösningen som beskrivits ovan). Om det behövs under långa inspelningar, kan ytterligare injektioner göras ip eller im
Anmärkning: Upprepade intramuskulära injektioner av 0,05-0,1 ml av ketamin / xylazin-lösning i de övre låren har visat sig vara lämpligatt hålla djuret i djup anestesi under upp till 3 timmar. - Använd veterinär salva på ögonen för att förhindra torrhet under narkos.
- Fäst huvudet av djuret i en stereotaktisk ram och använda en värmedyna med rektal sond och reflexslinga för att reglera kroppstemperaturen hos djuret under försöket. Fixering av ryggmärgen i en stereotaktisk ram är inte nödvändigt.
- Innan du börjar beredningen, kontrollera djupet av narkos genom eyeblink reflex och ryckningar mellan tårna på möss. Reflexer bör avskaffas.
- Öppna huden längs med mittlinjen ovanför ryggmärgen från den övre bröstkorg nivå till lägre ländryggen områden för att få ett tydligt operativt fält med hjälp av en skalpell. Använd inte sax för att göra hud snitt. Försiktigt loss huden från den underliggande vävnaden. Under efterföljande steg hålla såret fuktas av 0,9% saltlösning.
- Skär senor och bindväv på båda sidan av kotorna från ländryggen till bröstkorg nivåer med hjälp av skalpell och sax. Ta spinalutskotten och resten av bindväv runt kotorna med en liten avbitartång.
- Försiktigt knäcka kotor med avbitartång från ländryggen nivåer (L4/L5) under ett dissekera mikroskop. Shove spetsen av avbitartång i utrymmet mellan kotorna och ryggmärg och lyft bendelarna isär. Skada inte dura och undviker tryck på ryggmärgen. Båda är avgörande för framgång. Håll ryggmärgen fuktats under hela förfarandet. Gå vidare till mitten av bröstkorg nivåer.
3. Separering av ryggfenan Rötter och DRP inspelning (figur 2)
- Öppna dura mater försiktigt med hjälp av en tunn nål (30 G) med en böjd spets. Använd aCSF för fuktning från och med nu.
- Separera de dorsala rötter så långt som möjligt med hjälp av mätaren och skär två intilliggande rötter så distalt som möjligt. Kraftig dragande på rötterna under skilj påverkar framgången för experimentet.
- Sänk sug elektroden ner till DORsal rötter. Lägg så mycket aCSF till ryggmärgen som möjligt eftersom vätska hjälper till att suga på den dorsala rötter.
- Suga den skurna änden av en dorsal i en glaspipetter genom att applicera negativt tryck via en spruta. Om det behövs, flytta den dorsala rot framför elektrodöppningen med hjälp av en fin nål.
- Om dorsala ligger torr inuti sug elektroden, lägga till några aCSF till sin spets medan försiktigt suger tills pipetten är tillräckligt fylld med aCSF.
- Efter det dorsala sugs in, höja elektrodspetsen från ryggmärgen. Se till att inget "vatten bro" mellan pipettspetsen och ryggmärgen kortslutning inspelningen / stimuleringselektrod.
- Upprepa steg 3,3-3,6 för en ipsilateral angränsande rot.
- Placera referenselektrod så nära som möjligt till de dorsala rötter och hålla den fuktig genom att tillämpa aCSF.
- Genom att etablera inspelningsinställningar, är en rot redan valt för stimulans, denandra för inspelning. Öka spänningen stegvis under inspelning från den andra dorsala sker i strömtång läge. Man kan märka en kort nedåtgående nedböjning som följs av en långsam, långvarig uppåtgående nedböjning representerar DRP.
- Justera stimulus spänningen till supramaximal nivåer och spela in flera svep (åtminstone 20 - 30 svep / dorsala vid 0,1 Hz, filtrera mellan 0,3 Hz till 3 kHz).
- Spela in korta tåg av tre stimuli (100 Hz) för att få information om den tidsberoende summering av DRP.
- Växla inspelning och stimulans plats för ytterligare kontra inspelningar.
- Djur är inte avsedda att överleva förfarandet. Offra djur efter sista inspelningen genom halshuggning medan fortfarande under djup anestesi (ketamin / xylazin, se ovan, steg 2,2).
4. Dataanalys
- Överför data till analysprogrammet (t.ex. Sigma Plot, Igor Pro, eller MATLAB).
- Beräkna genomsnittliga traces frOM 20-30 svep.
- Ta den maximala amplituden för spänningen nedböjning (från baslinjen, DRP topp amplitud) för vidare analys (Figur 3).
- Beräkna förhållandet mellan DRP topp amplitud efter tre pulser och enstaka puls för att få ett mått på den beroende summering av efterföljande potentialer tid.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Typiska DRP spår visas i figur 3. Den framträdande stimulans artefakt följs vanligen av en kort nedåtgående nedböjning. Därefter en långsam, långvarig uppåtgående nedböjning, som representerar DRP är klart urskiljbara. I en undergrupp av inspelningar, dorsala reflexer syns som små spikar på toppen av DRP. I normala vildtyp möss, dorsala reflexer visas oftast när stimuleringsspänningen är överdriven. Eftersom de dorsala reflexer inte kan framkallas med en hög reproducerbarhet i denna beredning, var de inte tas för analys och omsorg togs för att minska stimuleringsspänningen till lägsta, men ändå supramaximal styrka. För analys av DRP toppamplituder genomsnitt spår av 20-30 efterföljande svep används (figur 3a). De DRP toppamplituder kan beräknas i förhållande till utgångsvärdet före stimuleringen artefakt.
Den tidsberoende summering av DRP kan analyseras från repetitiva stimulations (3 stimuli, 100 Hz, Figur 3b). Topp amplitud beräknas enligt den enda stimulans experimentet. Förhållandet mellan amplituderna efter en enda och tre stimuleringar vid hög frekvens ger en uppskattning av den tidsberoende summering av PAD.
Figur 1. Schematiska ritningar av PAD-associerade ryggmärgsvägar och inspelningsinställningar. En. Diagrammet visar den schematiska reaktionsvägen av presynaptisk hämning i ryggmärgen efter stimulering av en dorsal root (3). Primär afferent depolarisation (PAD) medieras genom aktivering av en pool av första ordningens neuroner (1) och i följd GABAergic inhibition genom en hämmande interneuron med ett axo-axonal synaps på IA afferenta fibrer (2). Dorsala potentialer (DRP) återspeglar PAD, spridas elektroniskt längs ryggens rot och registrerades nära dess inträde till ryggmärgen (4). B.. Datainsamling sker genom en personlig dator som kör patchmaster programvara (1) med hjälp av en LIH 8 +8 datorgränssnitt (2). Spänningssignaler från ELC universalförstärkare (7) digitaliseras vid 10 kHz. Stimulering utlöses av en TTL-signal styra en S88 dubbel utgång torget puls stimulator (3). Spänningspulserna anbringas genom en sug-elektrod (4). Den registrerande elektroden är ansluten till en förförstärkare (6). En klorerad silvertråd används för jordning (5). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2.DRP inspelning på plats. En. Ryggmärgen av anestetiserad mus exponeras, dura mäter avlägsnades och fuktas med artificiell cerebrospinalvätska. Sug elektroder (1: stimulerande elektrod, 2: inspelning elektrod) är placerade på ryggmärgen. Den infällda bilden visar ryggmärgen (svart pil) och de dorsala rötter (blå pilar). De dorsala rötter separeras, klippa, och sugs in i de tips av elektroderna (1,2). B.. Spetsarna på pipetterna som innehåller de dorsala rötter (inlägg, gula pilar) måste noggrant förhöjda från ryggmärgen yta så att de inte är i kontakt med den omgivande vätskan. Stretching av de dorsala rötter och röra ryggmärgen bör undvikas (i a och b: stimuleringselektrod 1, inspelning elektrod 2, referenselektrod 3). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3. Representativa resultat. En. Averaged inspelning (till vänster) av 28 på varandra följande spår (högra panelen) från ett par av dorsala rötter. Den stimulans artefakt (1) följs av en långvarig negativ potential (2, uppåt), vilket avspeglar DRP. I vissa inspelningar, är hjärtslag (EKG) ses som en artefakt (högra panelen, röda pilar) men kan klart skiljas från DRP. Spår med överlappande EKG artefakter lagda till DRP måste undantas från analysen. B.. Repetitiv stimulering (3 stimuli, 10 Hz) leder till ett tidsberoende summering av DRP (abskissan förstoras för att klargöra tids summering). C.. Exempel inspelningar av DRP före (svart linje) och 5 min efter (röd linje) lokaltillämpning av GABAergic blockerare bicucullin (0,5 mM, 500 | il) på den exponerade ryggmärgen. Blockering av lokala GABAergic intern leder till en markant nedgång av DRP topp amplitud GABAergic ursprung inspelade potential bekräftar (observera artefakten av 50 Hz sinusvåg i den röda kurvan som ibland uppstår under DRP in vivo inspelning och ibland kan inte hindras ens av korrekt jordning och skärmning).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Extra-och intracellulära elektrofysiologiska inspelningar av nervaktivitet och synaptiska potentialer in vivo är toppmoderna tekniker för att utreda CNS-neuronala funktioner och patofysiologi. Spinal integration är avgörande för motorik, t.ex. lem rörelse och för multimodal sensorisk perception. Presynaptisk hämning är en viktig mekanism i detta beräkningsprocess säkerställer lämpliga svar på sinnesintryck. GABAergic synapser på Ia afferenta fibrer hämmar excitation av motoneuroner av PAD. Dorsala potential-inspelning in vivo öppnar möjligheten att direkt mäta PAD i det intakta djuret. Denna teknik kan vara av särskilt intresse för forskning om sjukdomstillstånd där onormal spinal inhibition är relevant såsom smärta, ryggmärgsskada, perifer nervskada, eller inflammation. I kombination med användning av genetiskt modifierade musmodeller denna teknik kan vara kraftfull för att investigate mekanismer underliggande störd spinal inhibition. Metoden här övervinner vissa begränsningar i alternativ form av DRP inspelningar i möss med användning av isolerade ryggmärgen förberedelser. Så, är vägar till supraspinala nätverk bevaras och även kombinerad analys av spinal och supraspinala nervaktivitet är möjlig. Effekten av supraspinala aktivitet på PAD kan undersökas genom parallell elektrisk stimulering av respektive centra i hjärnan. Dessutom kan DRP framkallas genom stimulering av perifera nerver direkt, vilket kan vara av betydelse i djurmodeller av perifer nervskada eller inflammation. Med hjälp av ordentlig anestesi, vaksamhet och temperaturkontroll, kan inspelningar göras i timmar i det intakta djuret under fysiologiska förhållanden.
Däremot, i jämförelse med användningen av isolerade ryggmärgen förberedelser, är in vivo-inspelning av DRP i viss utsträckning begränsad avseende kontrollerad lokal drog tillämpning och perfusion av badet sålution. Droger kan appliceras lokalt, men på grund av den osäkra diffusion in i omgivande vävnad, är det inte möjligt variabeln lösningen utbyte och mängden lösning i inspelningen förberedelse för att styra läkemedelskoncentrationen inom ryggmärgen och inspelningsplatsen. När akuta effekter av ytan program studeras, kan dessa begränsningar delvis lösas genom lokal applikation genom pipetter.
Ryggmärgen av möss är liten, mycket känslig för tryck och vridning, och kirurgi är svårt. Därför beredning av mus ryggmärgen för in vivo elektrofysiologi behöver lite träning. Det finns vissa kritiska punkter. Det är väsentligt att under framställningen dura mäter inte skadas och att företrädesvis ingen eller åtminstone mycket få tryck appliceras på ryggmärgen. Ryggmärgen måste hållas fuktiga under hela förfarandet, före och efter öppnandet av dura med NaCl och aCSF, respektive. Den signal-brus-förhållandet mellan DRP inspelningar kan ökas genom att stimulera och spela in så nära som möjligt till inflödet av respektive dorsala. Flitig jordning och skärmning av inspelnings inställning bidrar till att minska ospecifik buller, bör lampor av dissektion mikroskop stängas av eller tas bort under inspelningen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar inga konkurrerande ekonomiska intressen.
Acknowledgments
Vi tackar Manfred Heckmann för bra diskussioner under upprättandet av metoden. Vidare tackar vi Claudia Sommer för tekniskt bistånd och Frank Schubert för stöd producera video. Arbetet stöddes av förbundsministeriet för utbildning och forskning (BMBF), Tyskland, FKZ: 01EO1002 och tvärvetenskapligt center för klinisk forskning (IZKF) i Jena Universitetssjukhus.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Glass tubing (inner diameter 1.16 mm) | Science Products (Hofheim, Germany) | GB200F-10 | Other glass tubing might also be suitable |
| Superfusion solution (sterile, 0,9% NaCl) | Braun Melsungen AG | 3570350 | |
| Rompun 2% (Xylazine) | Bayer Animal Health GmbH (Leverkusen, Germany) | ||
| Ketamine 10% | Medistar GmbH (Ascheberg, Germany) | KETAMIN 10% | |
| 30 G Microneedle/ Sterican | Braun Melsungen AG | 4656300 | |
| Salts for aCSF | Sigma-Aldrich | Diverse | |
| S88 Dual Output Square Pulse | Grass Technologies (Warwick, USA) | S88X | |
| SIU5 RF Transformer Isolation Unit | Grass Technologies (Warwick, USA) | SIU-V | |
| InstruTECH LIH 8+8 | HEKA (Lambrecht, Deutschland) | LIH 8+8 + Patchmaster software | |
| Universal amplifier | NPI (Tamm, Deutschland) | ELC-03X | |
| Micropipette puller | Sutter Instruments (Novato, USA) | P-1000 | |
| Dissecting microscope | Olympus (Tokyo, Japan) | ||
| Micromanipulator | Sutter Instruments (Novato, USA) | MPC-200/MPC-325 | Mechanical micromanipulators also possible |
| Homeothermic Blanket System | Stoelting (Wood Dale, USA) | 50300V | |
| Intra-/extracellular recording electrode holder | Harvard Apparatus (Holliston, USA) | 641227 |
References
- Eccles, J. C., Eccles, R. M., Magni, F. Central inhibitory action attributable to presynaptic depolarization produced by muscle afferent volleys. J. Physiol. 159, 147-166 (1961).
- Levy, R. A. The role of gaba in primary afferent depolarization. Prog. Neurobiol. 9, 211-267 (1977).
- Eccles, J. C., Magni, F., Willis, W. D. Depolarization of central terminals of Group I afferent fibres from muscle. J. Physiol. 160, 62-93 (1962).
- Eccles, J. C., Schmidt, R., Willis, W. D. Pharmacological Studies on Presynaptic Inhibition. J. Physiol. 168, 500-530 (1963).
- Maxwell, D. J., Bannatyne, B. A. Ultrastructure of muscle spindle afferent terminations in lamina VI of the cat spinal cord. Brain Res. 288, 297-301 (1983).
- Barber, R. P., Vaughn, J. E., Saito, K., McLaughlin, B. J., Roberts, E. GABAergic terminals are presynaptic to primary afferent terminals in the substantia gelatinosa of the rat spinal cord. Brain Res. 141, 35-55 (1978).
- Wall, P. D., Lidierth, M. Five sources of a dorsal root potential: their interactions and origins in the superficial dorsal horn. J. Neurophysiol. 78, 860-871 (1997).
- Rudomin, P. In search of lost presynaptic inhibition. Exp. Brain Res. 196, 139-151 (2009).
- Rudomin, P., Schmidt, R. F. Presynaptic inhibition in the vertebrate spinal cord revisited. Exp. Brain Res. 129, 1-37 (1999).
- Kullmann, D. M., et al. Presynaptic, extrasynaptic and axonal GABAA receptors in the CNS: where and why? Prog. Biophys. Mol. Biol. 87, 33-46 (2005).
- Hochman, S., Shreckengost, J., Kimura, H., Quevedo, J. Presynaptic inhibition of primary afferents by depolarization: observations supporting nontraditional mechanisms. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1198, 140-152 (2010).
- Thompson, S. W., Wall, P. D. The effect of GABA and 5-HT receptor antagonists on rat dorsal root potentials. Neurosci. Lett. 217, 153-156 (1996).
- Enriquez-Denton, M., Manjarrez, E., Rudomin, P. Persistence of PAD and presynaptic inhibition of muscle spindle afferents after peripheral nerve crush. Brain Res. 1027, 179-187 (2004).
- Wall, P. D., Devor, M. The effect of peripheral nerve injury on dorsal root potentials and on transmission of afferent signals into the spinal cord. Brain Res. 209, 95-111 (1981).
- Witschi, R., et al. Presynaptic α2-GABAA Receptors in Primary Afferent Depolarization and Spinal Pain Control. J. Neurosci. 31, 8134-8142 (2011).
- Calancie, B., et al. Evidence that alterations in presynaptic inhibition contribute to segmental hypo- and hyperexcitability after spinal cord injury in. 89, 177-186 (1993).
- Geis, C., et al. Stiff person syndrome-associated autoantibodies to amphiphysin mediate reduced GABAergic inhibition. Brain. 133, 3166-3180 (2010).
- Geis, C., et al. Human IgG directed against amphiphysin induces anxiety behavior in a rat model after intrathecal passive transfer. J. Neural Transm. 119 (8), 981-985 (2012).
- Barron, D. H., Matthews, B. H. The interpretation of potential changes in the spinal cord. J. Physiol. 92, 276-321 (1938).
- Schmidt, R. F., Trautwein, W., Zimmermann, M. Dorsal root potentials evoked by natural stimulation of cutaneous afferents. Nature. 212, 522-523 (1966).
- Eccles, J. C., Schmidt, R. F., Willis, W. D. Presynaptic inhibition of the spinal monosynaptic reflex pathway. J. Physiol. 161, 282-297 (1962).
- Manjarrez, E., Rojas-Piloni, J. G., Jimenez, I., Rudomin, P. Modulation of synaptic transmission from segmental afferents by spontaneous activity of dorsal horn spinal neurones in the cat. J. Physiol. 529 Pt 2, 445-460 (2000).
- Geis, C., et al. Human Stiff-Person Syndrome IgG Induces Anxious Behavior in Rats. PLoS One. 6, e16775 (2011).
- Martinez-Gomez, J., Lopez-Garcia, J. A. Electrophysiological and pharmacological characterisation of ascending anterolateral axons in the in vitro mouse spinal cord. J. Neurosci. Methods. 146, 84-90 (2005).
